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Neuroscience

Cirugía estereotáctica para manipulación genética en las células estriatales de cerebro de ratón Neonatal

doi: 10.3791/57270 Published: July 10, 2018

Summary

Se describe un protocolo de cirugía estereotáctica con un dispositivo casero hecho de cabeza fija de reactivos microinjecting en el cuerpo estriado del cerebro de ratón neonatal. Esta técnica permite la manipulación genética en las células neuronales de regiones específicas del cerebro de ratón neonatal.

Abstract

Muchos genes se expresan en el cerebro embrionario y algunos de ellos se expresan continuamente en el cerebro después del nacimiento. Para tales genes persistentemente expresadas, pueden funcionan para regular el proceso de desarrollo o función fisiológica en el cerebro neonatal. Para investigar las funciones neurobiológicas de genes específicos en el cerebro, es esencial para desactivar genes en el cerebro. Aquí, describimos un método simple de estereotáctica para inactivar genes en el cuerpo estriado de los ratones transgénicos en ventanas de tiempo neonatal. AAV-eGFP-Cre virus fueron microinyectados en el estriado de los ratones de gen reportero Ai14 en día postnatal (P) 2 de cirugía estereotáctica cerebral. La expresión del gen reportero tdTomato fue detectada en P14 estriado, sugiriendo un éxito Cre-loxP mediada por recombinación de ADN en las células AAV-transduced estriada. Más validamos esta técnica por microinjecting virus AAV-eGFP-Cre en ratones P2Foxp2fl/fl . Etiquetado doble de GFP y Foxp2 demostró que las células GFP-positivas carecían de Foxp2 immunoreactivity en P9 estriado, lo que sugiere la pérdida de la proteína Foxp2 en AAV-eGFP-Cre transduced estriado células. Tomados en conjunto, estos resultados demuestran una canceladura genética efectiva por los virus de AAV-eGFP-Cre stereotaxically microinyectados en poblaciones neuronales específicas en el cerebro neonatal de ratones transgénicos floxed. En conclusión, nuestra técnica estereotáctica proporciona una plataforma fácil y simple para la manipulación genética en el cerebro de ratón neonatal. La técnica no sólo permite eliminar genes en regiones específicas del cerebro neonatal, pero también puede ser utilizado para inyectar drogas farmacológicas, trazadores neuronales, optogenetics genéticamente modificados y chemogenetics proteínas, indicadores de la actividad neuronal y otros reactivos en el cuerpo estriado del cerebro de ratón neonatal.

Introduction

Los estudios modernos de la estructura y función del cerebro requieren manipulación genética de genes específicos en células neuronales. Para probar las funciones de diferentes genes, ratones transgénicos con alelos del mutante, incluyendo nocaut y knock-in alelos se han generado habitualmente. Neurocirugía estereotáctica para roedores adultos es un método estándar para entregar localmente los medicamentos, virus, marcadores y otros reactivos a regiones específicas del cerebro de roedores1,2. Aplicación de la cirugía estereotáctica cerebral en ratones transgénicos permite manipular genéticamente las funciones de los genes y la actividad neuronal en poblaciones neuronales específicas del cerebro del ratón. La manipulación de tipo específico de célula proporciona un enfoque poderoso para descifrar las funciones neuronales en complejos circuitos neuronales del cerebro3,4,5.

Desarrollo neuronal del sistema nervioso comienza en las primeras etapas embrionarias, y continúan con los procesos de desarrollo después del nacimiento hasta el periodo juvenil. Maduración postnatal del sistema nervioso incluye el cableado sináptico precisa de circuitos neurales, que es esencial para las funciones fisiológicas y cognitivas del cerebro6. Por lo tanto, estudiar eventos del desarrollo que ocurren en tiempo neonatal es importante no sólo para comprender el desarrollo neural normal, pero también puede proporcionar penetraciones en la patogenesia de Neurodesarrollo y trastornos neuropsiquiátricos7 ,8. Aunque los métodos de cirugía estereotáctica cerebral de roedores adultos son fácilmente disponibles2,9, algunos protocolos están disponibles en internet para cirugía estereotáctica cerebral en ratones neonatales10,11. De hecho, microinyecciones estereotáxicas de reactivos en el cerebro de crías de ratón neonatal son difíciles, porque la cabeza del cachorro neonatal es demasiado frágil para ser fijado en el aparato estándar estereotáxicas. Sin embargo, la aplicación de cirugía estereotáctica cerebral en ratones transgénicos es factible para ratones neonatales12. Aquí, describimos un método simple con una instalación casera para realizar cirugía estereotáctica cerebral en crías de ratón recién nacido. Nos demuestran que esta técnica permite eliminar condicional floxed genes microinjecting recombinase de AAV-expresión Cre ADN en el cuerpo estriado de reportero gene ratones y condicional de ratones transgénicos floxed. Esta técnica también es aplicable para entregar los reactivos en el neonatal estriado de los ratones de tipo salvaje.

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Protocol

Los protocolos animal aquí descritos han sido aprobados por el cuidado Animal y uso comités Universidad Nacional de Yang Ming.

1. preparación del titular de los cachorros neonatales en el aparato estereotáctica

  1. Hacer la bandeja principal: cortar la parte inferior de un tubo de centrífuga de 1.5 mL (15 mm de largo) en la forma que se adapta a la cabeza de los cachorros neonatales quitando 1/5 de la pared del tubo.
  2. Tomar una caja de punta de pipeta con el tamaño correcto que encaja con el pedestal del aparato estereotáxicas y quite la cubierta superior. Pegue la cabeza bandeja preparada en el paso 1.1 y un cassette inclusión de tejido sobre la base de punta de bandeja con el pegamento de fusión en caliente. La altura del cassette inclusión de tejido es 7 m m, que se utiliza para apoyar el cuello y el cuerpo del cachorro en la posición fija de la cabeza.
  3. Lugar la configuración todo en un aparato estándar estereotáxicas.

2. preparación de agujas de acero inoxidable de inyección de 30G

  1. Limpieza previa de agujas de jeringa de 30 G por sumergiéndolas en cloroformo durante 3 días.
  2. Utilice pinzas para lenta y cuidadosamente saque la aguja desde el hub de polipropileno en una campana química.
  3. Lavar las agujas con etanol absoluto por 20 min seguido por enjuagues de etanol 70% por 3 × 10 min en un agitador a 50 rpm. Airee el agujas secas y almacenar las agujas limpias en una caja limpia a temperatura ambiente (RT) hasta su uso.

3. prepare un adaptador para tubos de microinyección

  1. Conecte la jeringa microliter una aguja 30G con un PE10 polietileno tubo (PE10). Preparar un adaptador de tubo (tubo PE20) PE20 polietileno para tender un puente sobre la aguja y la jeringa microliter. El uso del adaptador es necesario, porque el diámetro del tubo PE10 es mucho más pequeño que el de la aguja de la jeringa microliter de 26G.
  2. Preparar el tubo de la jeringa microliter: Conecte la aguja 30 G previamente limpiado con 5 cm de tubo PE20 y sellar la Unión con pegamento instantáneo. Este adaptador de tubería es reutilizable.
    Nota: Si la aguja de la jeringa de microinyección es 30G, la preparación (paso 3.1) y (paso 3.3) el uso de este adaptador no es necesario.
  3. Conecte el adaptador de tubo (preparado en el paso 3.1) con una jeringa microliter (10 μl).
  4. Conecte un extremo del PE10 el tubo (no más de 60 cm) en la aguja de 30G del adaptador de tubo PE20. Monte una nueva aguja 30G en el otro extremo del tubo PE10.

4. Cargue el tubo de la microinyección con virus, colorante y agua destilada esterilizada

  1. Retire el émbolo de la jeringa microliter. Utilizar una jeringa de 25G para cargar la jeringa microliter y su tubo de PE conectado con agua destilada esterilizada para remover el aire de la tubería.
  2. Coloque el émbolo de la jeringa microliter y empuje el émbolo hasta 2 μl de agua destilada se queda en el barril. No deje que el volumen de ser inferior a 2 μl de agua destilada.
  3. Montar con cuidado la jeringa microliter en la bomba de jeringa de tasa de flujo micro.
  4. Pipeta de pequeñas cantidades de tinte de 0,1% de verde rápido (preparado en solución salina 0.9% y filtrar con filtro de 0.22 μm) y los líquidos de virus a un trozo de parafilm.
  5. Retirar una pequeña cantidad de aire para hacer una burbuja de aire visible en el cruce entre la aguja 30G y tubo PE10 seguido de carga 0,7 μl del filtrado verde rápido en el tubo para probar el flujo de fluidos en la tubería de microinyección.
  6. Retirar otra pequeña cantidad de aire para hacer una segunda burbuja de aire seguida por la carga de los líquidos de virus en el tubo de microinyección.
  7. Coloque y fije la aguja de 30G microinyección en el brazo del aparato estereotáxicas.

5. anestesia de ratones neonatales por hipotermia

  1. Colocar el cachorro en una manga de guante de látex y sumergirlo en hielo hasta el cuello durante 5 minutos.
  2. El sujetador de pies de cría con pinzas para asegurarse de que no hay respuesta de retirada de sus pies.
  3. Pon el cachorro con la manga del guante de látex en la bandeja principal y algunos hielo picado alrededor de la manga de látex para mantener fría para la anestesia de la hipotermia.
  4. Aplique ungüento veterinario en los ojos del cachorro para prevenir sequedad mientras que bajo anestesia si es posible.

6. microinyección

  1. Preparan cirugía estéril frotando el instrumento estereotáxicas con etanol al 70%. Esterilizar el instrumental quirúrgico por inmersión en etanol al 70%.
  2. Frote la cabeza del cachorro con etanol al 70%. Ubicar el lambda de la señal en el cráneo y la lambda de la marca con un rotulador. Apunte la punta de la aguja a la lambda y fijar el antero-posterior (AP) y medial-lateral (ML) coordenadas como cero.
  3. Mueva el brazo de inyección al sitio de destino según las coordenadas X e Y del sitio de destino. Para el estriado de día postnatal (P) 2 crías, las coordenadas son: AP, +2,4 mm anterior a la lambda; ML, ±1. 0 mm lateral de la línea media; dorsal-ventral (DV), mm −1.7 del cráneo. Marque la posición de tinte verde rápido en PE10 tubo con una pluma.
  4. Bajar la aguja 30G lentamente a penetrar a través de la piel y el cráneo y luego traer hasta la punta de la aguja hasta que se detenga en la superficie del cráneo. Establecer la coordenada DV como cero.
  5. Haga descender la aguja 30G lentamente hasta llegar a la coordenada de la DV del sitio de destino. Espere 1 minuto permitir que el parénquima reasumir su forma normal. Ejecute el programa de la microinyección (100 nL/min).
  6. Asegúrese de que la marca de tinte verde rápido se está moviendo en el tubo de PE para que el líquido del virus es inyectado en el cerebro.
  7. Esperar 1 minuto después de la terminación de la microinyección y luego lenta y progresivamente lleve la aguja a la altura del 1/2 de profundidad DV dentro de los 30 s. Después de 30 s, retirar lentamente la aguja de la cabeza del cachorro.
  8. Repita el paso 6.2 a 6.7 hasta que se completen las microinyecciones de todos los sitios específicos.

7. post quirúrgico recuperación del cachorro

  1. El cachorro por 20 min en una incubadora de 33 ° C de calentamiento. Comprobar la recuperación de la cría de la hipotermia anestesia cada 5 min hasta que el cachorro ha recuperado la conciencia suficiente para mantener el recumbency esternal.
  2. Regresar el cachorro a la presa después de que el cachorro se recupera completamente.

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Representative Results

Para el primer conjunto del experimento, nos microinyectados 200 nL de AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40 virus (AAV-eGFP-Cre, dilución 1/10 en tampón fosfato salino de Dulbecco) que expresan el recombinase de Cre DNA fundido con GFP en P2 estriado de los ratones Ai14. Los ratones Ai14 expresan el gen reportero de tdTomato sobre eliminación Cre-mediada del loxP flanqueado (floxed) cassette STOP (figura 2F). Los cerebros fueron cosechados en P14 de immunostaining de GFP y tdTomato. Muchos AAV transduced las células GFP-positivas se presente en el cuerpo estriado (figura 2A, C), indicando una infección extensa de células estriadas por virus AAV-eGFP-Cre. Similar expresión amplia de tdTomato también fue encontrado en el cuerpo estriado (figura 2B, C). En el examen microscópico a gran aumento, encontramos que casi todas las células estriatales de GFP-positivas Co expresaran el gen reportero de tdTomato (figura 2A'-C'). Por otra parte, han detectado señales de tdTomato en las terminales de axón presumiblemente en el pallidus del globus (Figura 2D) y la sustancia nigra pars reticulata (Figura 2E), las regiones de destino de neuronas de proyección nigroestriatal y striatopallidal 13. estos resultados sugieren un éxito Cre-loxP mediada por recombinación de ADN inducido por la expresión mediada por AAV de la Cre actividad en las neuronas estriatales neonatal.

Para el segundo grupo de experimento, nos microinyectados 50 nL de virus AAV-eGFP-Cre en el estriado de Foxp2fl/fl ratones portando alelos loxP flanqueado de Foxp2 en el P2 (Figura 3A- C, F) y el cerebro en P9. No Foxp2+; Células de doble etiquetado GFP+ fueron encontradas en el cuerpo estriado, es decir., la proteína Foxp2 estuvo ausente en las células GFP-positivas (Figura 3A'-C'). En experimentos de control, Foxp2+; GFP+ doble etiquetado células estaban presentes en el cuerpo estriado de los ratones de Foxp2fl/fl con virus control de AAV-eGFP (figura 3D) y en el estriado de heterozigótico Foxp2fl / + ratones con AAV-eGFP-Cre virus (figura 3E). Estos resultados indican que Foxp2 gene se suprime específicamente en células transduced AAV-eGFP-Cre de estriado neonatal.

Tomados en conjunto los resultados de AAV-eGFP-Cre; Ai14 y AAV-eGFP-Cre; Foxp2fl/fl ratones, la técnica de cirugía estereotáctica cerebral neonatal que desarrollamos es favorable para condicional eliminar genes en regiones específicas del cerebro de ratón neonatal.

Figure 1
Figura 1. Aparato estereotáxicas y titular fijo cabeza casera para ratones neonatales. (A) el sistema de inyección estereotáctica consta de los siguientes dispositivos: bomba de jeringa i. (Contralor); II. bomba (unidad); III. microlitro jeringa (10 μl); IV. PE20 adaptador de tubería; v. PE10 tubo; VI. 30G agujas de inyección; VII. estereotáxicas aparato; VIII. una caja de puntas de pipeta convertida plataforma para cachorros neonatales; XI: hielo picado. (B) la altura del cassette inclusión de tejido es aproximadamente de 7 mm. El botón del tubo de centrífuga de 1.5 mL es aproximadamente de 15 mm de largo. (C) la cabeza de ratón se fija en el soporte de cabeza fija casero. La flecha indica la lambda de la señal en la cabeza de ratones neonatales. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2. Expresión de tdTomato en el estriado de P14 Ai14 ratones después de AAV-eGFP-Cre mediada por recombinación de ADN Cre-loxP. AAV-eGFP-Cre virus fueron sterotaxically inyectada en P2 estriado de los ratones Ai14. El cerebro se analizó en la P14. (A) muchas células GFP-positivas están presentes en todo el cuerpo estriado (Str). (B) muchas de las células tdTomato-positivas también están presentes en el cuerpo estriado. (C) las imágenes fusionadas muestran una amplia co-localización de GFP y tdTomato en el cuerpo estriado. Imágenes confocales de las regiones en caja de A-C se muestran en el gran aumento en el A'-C', respectivamente. Todas las células GFP-positivas (verde) Co expresan tdTomato (rojo) en el estriado. (D, E) Se detectan las señales de tdTomato en las regiones de destino de las neuronas de proyección estriatal, como el pallidus del globus (GP; D) y la sustancia nigra pars reticulata (SNr; E). (F) dibujos esquemáticos de AAV-eGFP-Cre y Ai14 construcciones transgénicas. CTX: corteza; Sep: tabique; Hipp: Hipocampo; MB: mesencéfalo. Barra de escala A (para A-C), 200 μm; A' (para el A'-C'), 10 μm; D (para D y E), 100 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3. Supresión condicional del gen Foxp2 en el striatum neonatal por injecions intraestriatal de virus AAV-eGFP-Cre. Se realizaron inyecciones intraestriatal de virus AAV-eGFP-Cre en P2 Foxp2fl/fl (A-C') y Foxp2fl / +ratones (E). Se analizaron los cerebros en P9. (A-C) Las células GFP-positivas (A, C, verde) carecen de Foxp2 immunoreactivity (B, C, rojo) en el estriado de los ratones de Foxp2fl/fl con virus AAV-eGFP-Cre. Las regiones en caja en A-C se muestran en el gran aumento en el A'-C', respectivamente. (D) células estriatales express Co GFP y Foxp2 están presentes en el cuerpo estriado que fueron inyectado con virus control de AAV-eGFP. Las células de GFP-positivas (E) Co expresan Foxp2 (flecha) está presente en el cuerpo estriado de Foxp2fl / + ratones con virus AAV-eGFP-Cre. (F) dibujos esquemáticos de virus AAV-eGFP-Cre y ratones transgénicos Foxp2fl/fl . Barra de escala A (para A-C), 200 μm; A' (para el A'-C', D y E), 20 μm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

En el presente estudio, se demuestra un método simple y confiable estereotáctica para inyectar virus AAV en el cuerpo estriado del cerebro de ratón neonatal. Microinyectados virus AAV-eGFP-Cre en el estriado de los ratones de reportero Ai14 en P2 y luego analiza la expresión del gen reportero en P14. Encontramos que AAV transduced células GFP-positivas en el cuerpo estriado a nivel rostrocaudal. Por otra parte, casi todas las células GFP-positivas Co expresan el gen reportero tdTomato en células estriatales, lo que sugiere una recombinación de ADN Cre-loxP éxito inducida por la expresión mediada por AAV de actividad Cre. Además se confirmó la eficacia de este enfoque por microinyecciones de AAV-eGFP-Cre en los ratones de Foxp2fl/fl estriado en P2. Etiquetado doble demostró que carecían de muchas células de aireación-transduced GFP-positivas immunoreactivity de Foxp2 en P9 estriado, lo que sugiere una eliminación con éxito condicional del gen Foxp2 en striatum neonatal. Los volúmenes de aireación microinyectados se correlacionan con el tamaño de las regiones de cerebro infectado. Con 200 nL del volumen inyectado, células GFP-positivas fueron encontradas ampliamente en todo el cuerpo estriado neonatal, y algunas células dispersas de GFP-positivas también estuvieron presentes en la corteza adyacente al cuerpo estriado. Con 50 nL del volumen inyectado, células GFP-positivas fueron localmente restringidas para el estriado neonatal. Por lo tanto, valorar los volúmenes de inyección aireación es importante para la transducción óptima de poblaciones neuronales en regiones específicas del cerebro. Por otra parte, la tasa de transducción también está determinada por la concentración de la preparación viral. Es concebible que precisa dirigida a tipos de específicos de la célula se pueden lograr mediante el uso de ratones transgénicos con diferentes promotores.

Hay varios consejos quirúrgicos para aireación inyección acertada a las regiones del cerebro interesado. En primer lugar, debido al pequeño tamaño de crías de ratón y la dificultad en la obtención de la posición de la cabeza de ratón con las manos durante la cirugía, es difícil realizar cirugía estereotáctica cerebral en ratones neonatales10. Aunque un estudio previo ha demostrado neonatal cirugía estereotáctica, requiere dos personas realizar la microinyección durante la cirugía11. Hemos superado estos problemas mediante el desarrollo de un dispositivo fijo de cabeza a medida que puede asegurar firmemente la cabeza del cachorro durante la cirugía de cerebro. El procedimiento entero se puede realizar por una sola persona. Los tamaños del cerebro de ratones neonatales son variados debido a diferentes fondos genéticos, cuidados maternos y la edad de los cachorros. Una ventaja de nuestro dispositivo casero es que permite una suave pero segura fijación de cabeza de ratón neonatal, que es esencial para realizar la cirugía estereotáctica cerebral de alta precisión. En segundo lugar, debido a la elasticidad de la piel suave y la pared delgada del cráneo, incisión de la piel seguida de cráneo en la cabeza es difícil de realizar en cachorros neonatales. Para superar este problema, es necesario hacer una punción de la piel y el cráneo con una punta de la aguja antes de bajar la aguja de inyección a la región específica del cerebro. En tercer lugar, es importante controlar el flujo de tinta visible en el tubo de PE para asegurarse de que la microinyección es en progresión durante la inyección. Si el tinte no se mueve en el tubo de PE, se debe disparar problemas los problemas, incluyendo una posible fuga de líquido en la tubería y había tapado de las agujas. Tenga en cuenta que este método se aplica a los cachorros neonatales cuyo lambda son accesibles a través de la piel antes de P5. Para cachorros mayores de P5, es posible que una incisión en la piel para exponer el lambda. Tenga en cuenta que luz iluminación en P4 y P5 cabezas de ratón puede ayudar a localizar el lambda de la señal. Aunque no hemos realizado esta técnica de cirugía estereotáctica en ratas neonatales, asumimos que la técnica es aplicable a cachorros de rata con algunas modificaciones.

La aparición y expresión máxima de virus con genes toman varios días o semanas después de las inyecciones en los cerebros de14,15. En el presente estudio, encontramos que AAV-eGFP-Cre recombinación de ADN Cre-loxP mediada por virus en las neuronas estriatales neonatal se produjo tan pronto como 8 días después de la transducción viral. El estudio previo ha reportado que puede detectarse actividad de reportero de Cre-dependiente mediada por el AAV en el bulbo olfativo de crías de ratón recién nacido tan pronto como 3 días después de la inyección masiva de aireación15. Es concebible que el inicio temprano de la actividad genética mediada por el AAV es una ventaja para el estudio de eventos del desarrollo que continuamente se producen en el cerebro postnatal.

En Resumen, la técnica estereotáctica neonatal que hemos desarrollado no es sólo para condicional eliminar genes en regiones específicas del cerebro, pero también es susceptible a inyectar reactivos farmacológicos y trazadores neuronales en regiones específicas del cerebro en ratones neonatales. Aunque sólo hicimos microinyecciones en el striatum neonatal en el presente estudio, en principio, la cirugía estereotáctica cerebral neonatal puede aplicarse a regiones específicas del cerebro de destino si se dispone de las coordenadas de regiones específicas en el cerebro neonatal. Dada la variabilidad en el tamaño de cerebro de ratón neonatal con diferentes fondos genéticos en diferentes etapas, es esencial determinar empíricamente las coordenadas precisas de los sitios dirigidos por los investigadores. Por último, por microinyecciones estereotáxicas de aireación expresando genéticamente modificados optogenetic3 y chemogenetic proteínas4 y actividad neuronal indicadores5 en regiones específicas del cerebro, uno puede explorar el papel de neuronal actividad en el desarrollo postnatal del cerebro en la resolución de los valores de células específicas del tipo y del circuito.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo fue financiado por el Ministerio de ciencia y tecnología concede MOST104-2311-B-010-010-MY3, conceder MOST106-2321-B-010-012, los institutos nacionales de investigación de salud INDH-EX106-10429NI y las áreas de investigación centro Programa Beca de el Ministerio de educación a través del centro de investigación del cerebro, Universidad Nacional de Yang Ming en Taiwán, y Beca Postdoctoral becas MOST106-2811-B-010-031 (S.-Y.C.) y MOST105-2811-B-010-036 MOST106-2811-B-010-030 (H.-Y.K.).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
30G PrecisionGlide Needle Becton Dickinson REF 305106
Chloroform JT Baker 9180-03
Hamilton MICROLITER Syringe Hamilton  80300 30G needle fit for PE10 tube; 26G needle needs a PE20 adaptor
Polyethylene tubing PE20 Becton Dickinson 427406
Polyethylene tubing PE10 Becton Dickinson 427401
Micro Flow Rate Syringe Pump Longer Precision Pump Co. TJ-2A (Controller) and L0107-2A (Drive Unit)
25G syringe Becton Dickinson REF 302105
Fast green Sigma-Aldrich F-7252 0.1%
Standard Stereotaxic Instruments RWD Life Science 68037 Without using 68030 Mouse/Neonatal Rat Adaptor
Anti-FOXP2 antibody Abcam ab16046 Rabbit polyclonal to FOXP2, 1:4,000
Anti-RFP antibody Abcam ab65856 Mouse monoclonal to RFP, 1:1,000
BX63 microscope Olympus BX63
LSM 880 confocal microscope Zeiss LSM 880
Goat anti-rabbit conjugated Alexa fluor594 Jackson lmmunoReserch Laboratories Inc. 111-585-003
AAV9.hSynapsin.HI.eGFP-Cre.WPRE.SV40 Penn Vector Core AV-9-PV1848 Lot # CS0987, 5.506x1013 (GC/mL)
AAV9.chicken actin-eGFP AAV core, Institute of Biomedical Sciences, Academia Sinica, Taiwan N/A 1x1014 (GC/ml)
B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J The Jackson Labtorary  007914 Ai14
B6(Cg)-Foxp2tm1.1Sfis/CfreJ The Jackson Labtorary  026259 Foxp2fl/fl
Dulbecco’s phosphate buffered saline Corning cellgro 21-030-CVR

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References

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Cirugía estereotáctica para manipulación genética en las células estriatales de cerebro de ratón Neonatal
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Chen, S. Y., Kuo, H. Y., Liu, F. C. Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains. J. Vis. Exp. (137), e57270, doi:10.3791/57270 (2018).More

Chen, S. Y., Kuo, H. Y., Liu, F. C. Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains. J. Vis. Exp. (137), e57270, doi:10.3791/57270 (2018).

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