Summary
Este manuscrito muestra el agotamiento de la expresión génica en el midgut de la cucaracha alemana a través de la ingestión oral de ARN bicatenario encapsulado en liposomas.
Abstract
ARN de interferencia (ARNi) ha sido ampliamente aplicado para descubrir las funciones biológicas de numerosos genes y se ha previsto como una herramienta control de plagas funcionamiento por alteración de la expresión génica esencial. Aunque se han reportado diversos métodos, como la inyección, alimentación y remojo, entrega exitosa de ARN bicatenario (dsRNA), la eficacia de ARNi a través de la administración oral de dsRNA es altamente variable entre los diferentes grupos de insectos. La cucaracha alemana Blattella germanica, es altamente sensible a la inyección de dsRNA, como lo demuestran muchos estudios publicados con anterioridad. El presente estudio describe un método para demostrar que el dsARN encapsulado con portadores de la liposoma es suficiente para retardar la degradación del dsRNA de jugo del midgut. En particular, la continua alimentación de dsARN encapsulado por liposomas significativamente reduce la expresión de la tubulina en el midgut y condujo a la muerte de las cucarachas. En conclusión, la formulación y utilización de dsARN lipoplexes, que protegen el dsRNA contra las nucleasas, podrían ser un uso práctico de RNAi para control de insectos plagas en el futuro.
Introduction
RNAi se ha demostrado como un método eficaz para la expresión génica de precipitación a través de un mecanismo de una vía de silenciamiento postranscripcional provocada por las moléculas de dsRNA en muchos eucariotas1. En la última década de estudio, RNAi se ha convertido en una herramienta útil para el estudio de las funciones de los genes de desarrollo comportamiento por agotamiento de la expresión de genes específicos a través de inyección o alimentación de dsARN en varios taxa de insectos2,3. Debido a la especificidad y la robustez del efecto que agota, la aplicación de ARNi se considera actualmente como una estrategia potencial para4,de gestión de control de plagas5. Sin embargo, la eficacia de RNAi varía ampliamente entre especies de insectos, dependiendo de los diferentes genes blanco y los métodos de entrega. Un cuerpo creciente de evidencia sugiere que la inestabilidad del dsRNA, que se degrada por ribonucleasas, es un factor crítico para la eficacia limitada de ARNi5,6. Por ejemplo, la baja sensibilidad de ARNi en sexta de Manduca ha sido explicada por el hecho de que el dsARN mezclado con hemolinfa fue rápidamente degradado dentro de 1 hora7. Del mismo modo, la presencia de nucleasas alcalinas en el intestino medio, que eficientemente degradar dsRNA ingerido, está fuertemente correlacionada con baja eficiencia de ARNi en diferentes órdenes de insectos8,9,10.
La administración oral de dsRNA es particularmente interesante para el uso de RNAi en una estrategia de control de plagas, pero retardar la degradación del dsRNA de nucleasas en el midgut ha no aún ha desarrollado un método, que tendrían el potencial para asegurar la eficaz Arni mediante la alimentación. Sin embargo, la insensibilidad de RNAi para administración oral de dsARN se han descrito gran cantidad de dsRNA, por ejemplo, 50 μg de Bombyx mori, la alimentación o alimentación continua por 8 días (8 μg dsRNA en total) en las especies de langosta. La cucaracha alemana Blattella germinica, es altamente sensible a ARNi por la inyección de dsRNA11,12,13,14, pero no responde a dsARN a través de la alimentación. Recientemente, Lin et al. (2017) han demostrado que el dsARN encapsulado con resultados de portadores de liposomas en ARNi éxito a caída la expresión de genes de la α-tubulina en la mortalidad significativa del midgut y disparador de la cucaracha alemana15. Como la degradación de dsARN en el intestino medio es el factor limitante para RNAi oral, los portadores de liposomas son un vehículo para proteger dsRNA de degradación, que es fácilmente aplicable en otros insectos con actividades de nucleasa fuerte en la tripa. De la nota, la razón para elegir el reactivo de transfección particular (véase Tabla de materiales) utiliza como portador del liposoma en el protocolo actual es que ha sido probado para la transfección de células de insecto línea con menos toxicidad, según la instrucciones del fabricante. Según la comparación de los sistemas de transfección de liposoma diferente en Gharavi et al. (2013) 16, la eficiencia de transferencia pequeño arn interferente (siRNA) es aproximadamente el mismo entre este y otros sistemas disponibles en el mercado que se han utilizado para los sistemas de entrega de dsARN en otros insectos17,18 . Además, nuestro método de alimentación es lo suficientemente cuidadoso asegurar la cantidad adecuada de dsRNA es ingerida por cada cucaracha, y que los resultados son robustos y confirmado. En Resumen, el presente Protocolo y los resultados demuestran que usando dsARN lipoplexes mejora la estabilidad de dsARN y abre la puerta al diseño de la administración oral de la estrategia de ARNi, que es un enfoque prometedor para el control de plagas en el futuro.
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Protocol
1. síntesis y preparación de dsRNA
- Identificar los sitios de destino de dsARN en el 3' región sin traducir de los genes diana. El dsTub se utiliza para apuntar el gen de la α-tubulina (tub) (GenBank número de accesión: KX228233), y dsEGFP como un control negativo de dsARN se diseña de la secuencia de la proteína de fluorescencia verde (EGFP; GenBank número de accesión: LC311024).
- Realizar la amplificación por PCR estándar para sintetizar las plantillas de dsRNA con cartillas gene-específicas que contenga la secuencia de promotor de T7 (5'-TAATACGACTCACTATAGGG-3'). La cartilla información utilizado y las condiciones de amplificación de PCR son las reportadas por Lin et al. (2017) 12 (véase Tabla de materiales).
- Proceder con la preparación de dsRNA utilizando una transcripción T7 Kit (véase Tabla de materiales), siguiendo las instrucciones del fabricante.
Nota: Para producir alta cantidad dsRNA, mezclar dos reacciones en un tubo (en total 40 μL) e incube a 37 ° C durante la noche. - Añadir 2 μl de DNasa (véase Tabla de materiales) en muestras de dsRNA durante 15 min a 37 ° C a plantillas de la DNA de digerir.
- Añadir 200 μL de reactivo de extracción (véase Tabla de materiales) y cloroformo de 40 μl, y vortex.
- Centrifugar durante 10 min a 13.000 x g a 4 ° C, y luego recoger sobrenadante (150 μL) en un nuevo tubo de microcentrífuga.
- Precipitar el dsRNA agregando 150 de μl isopropanol y incubar durante 15 minutos en hielo.
- Centrifugar durante 15 min a 13.000 x g a 4 ° C, luego retire el sobrenadante.
- Añadir 200 μL de etanol 70% para lavar dsARN pellets. Centrifugar 10 min a 13.000 x g a 4 ° C.
- Eliminar el etanol y repita los pasos de lavado del etanol.
- Eliminar el etanol y el dsRNA seco pellet por concentradores de vacío centrífugos durante 3 min., luego resuspender dsRNA con agua libre de ARNasa.
- Determinar la cantidad del dsRNA purificada usando un espectrofotómetro de UV-Vis de micro-volumen (véase Tabla de materiales) de acuerdo a las instrucciones del fabricante y ajustar a la concentración deseada (p. ej., 0,25 μg/μl para la preparación de dsRNA lipoplexes).
- Almacenar las muestras de dsRNA a-20 ° C hasta por 3 meses.
2. preparación de dsARN Lipoplexes
- Diluir 4 μL del reactivo de transfección (véase Tabla de materiales) al añadir 4 μL de solución de glucosa 5%. Diluir 4 μL de dsRNA (1 μg) al añadir 4 μL de solución de glucosa 5%.
- Añadir la solución de reactivo de liposomas diluido inmediatamente en la solución de dsRNA diluido todos a la vez. Vortex para mezclar e incubar por 15 min a 25 ° C.
Nota: No mezcle las soluciones en el orden inverso. - El dsRNA lipoplexes están listas para usarse. Use dentro de 1 hora de preparación y desechar después de 1 hora.
Nota: Según las instrucciones del fabricante, los lipoplexes debe usarse tan pronto como sea posible.
3. colección de enzimas extracelulares de hemolinfa y jugo del Midgut
-
Tampón salino insectos (stock de x 10)
- Mezclar 900 mL de agua bidestilada con 109,3 g NaCl, 15,7 g KCl, 6,3 g CaCl2y 8,3 g MgCl2·6H2O.
- Ajustar el pH a 6.8 y completar hasta 1.000 mL.
-
Colección de hemolinfa
- Anestesiar las cucarachas en el hielo hasta que no se muevan durante 3 minutos.
- Sostenga la cucaracha con dos dedos (índice y pulgar) y subir el lado ventral de la cucaracha.
- Utilizar la tijera de disección para corte frente a la punta de la cadera de una pata trasera.
Nota: Cortar la intersección conectada entre la coxa y trocánter. La supresión de la otra parte de la cadera era menos eficiente para recoger la hemolinfa. - Apriete el abdomen suavemente con el dedo medio y recoger la hemolinfa sangrado de la incisión con una micropipeta 10 μl.
- Piscina de la hemolinfa de varias cucarachas (5 individuos) en un tubo de microcentrífuga.
Nota: Mantenga los tubos de microcentrífuga en hielo para evitar melanization. El volumen promedio de hemolinfa de una cucaracha macho es 2-3 μl. - Girar por la hemolinfa brevemente con una centrífuga de mesa para 10 s.
- Transferir el volumen de hemolinfa (es decir, 10 μl) y mezclar con 50 μl de tampón salino insectos de 1 x.
- Centrifugar 10 min a 1.000 x g a 4 ° C para girar por hemocitos. Transferir el sobrenadante a un tubo de microcentrífuga limpio.
- Cuantificar la concentración de proteína total utilizando un espectrofotómetro de UV-Vis de micro volumen midiendo A28015.
- Ajustar cada muestra para tener la misma concentración de proteína (6 mg/μl de proteínas totales).
-
Colección de jugo del midgut
- Anestesiar las cucarachas en el hielo. Arreglar las cucarachas lado ventral de la placa de disección con tampón salino insecto frío 1 x usando pernos de insectos.
- Diseccionar el abdomen con una pinza fina. Quitar la tripa entera (incluyendo el intestino delantero, mediados, anteriores y posteriores) a un plato fresco con 1 x buffer salina insectos.
- Retire el intestino delantero y trasero y transferir rápidamente el midgut en un tubo de microcentrífuga que contiene 100 μl de tampón salino de insectos.
- Piscina midguts de seis cucarachas en el mismo tubo y el vortex por 10 s.
- Centrifugar 10 min a 1.000 x g a 4 ° C para girar por los hemocitos y los tejidos del intestino. Transferir el sobrenadante a un tubo de microcentrífuga limpio.
- Cuantificar la concentración de proteína total utilizando un espectrofotómetro de UV-Vis de micro volumen midiendo A28015.
- Ajustar cada muestra para tener la misma concentración de proteína (6 mg/μl de proteínas totales).
4. Análisis de la degradación de dsRNA
- Recién preparar 4 μL de dsARN desnuda o dsRNA lipoplexes (1 μg).
- Mezcla de enzimas de soluciones con 10 μl de tampón salino insectos (control), extraídas de dsRNA de hemolinfa o midgut jugo.
- Añadir 2 μl de EGTA (20 mM) o agua libre de ARNasa para separar las muestras como los controles para la inhibición de actividades enzimáticas.
- Incubar durante 1 hora o más (6, 12 o 24 horas) a 25 ° C.
- Añadir 200 μL de reactivo de extracción y 40 μl cloroformo, entonces el vórtice.
- Centrifugar durante 10 min a 13.000 x g a 4 ° C, y luego recoger sobrenadante (150 μL) en un nuevo tubo de microcentrífuga.
- Precipitar el dsRNA agregando 150 de μl isopropanol y incubar durante 15 minutos en hielo.
- Centrifugar durante 15 min a 13.000 x g a 4 ° C, luego retire el sobrenadante.
- Añadir 200 μL de etanol 70% para lavar dsARN pellets. Centrifugar 10 min a 13.000 x g a 4 ° C.
- Eliminar el etanol y repita los pasos de lavado del etanol.
- Eliminar el etanol y el dsRNA seco pellet por concentradores de vacío centrífugos de dsRNA de resuspender 3 minutos con 10 μl de agua libre de ARNasa.
- Comprobar la integridad del dsRNA tratada mediante electroforesis en gel de agarosa 1.5%.
5. oral Administración de dsRNA
- Mantener las cucarachas en una dieta ad libitum de alimento seco (chow del perro). Privar de abastecimiento de agua de las cucarachas un día antes experimentos de ingestión de dsRNA.
- Mantenga una cucaracha por el acaparamiento de sus alas con el fórceps flexible (figura 1, paso 5).
Nota: No agarre las partes del cuerpo de las cucarachas. - Preparar el dsRNA lipoplexes, así como el dsRNA desnuda, para la alimentación, como se describe en la sección 2.
Nota: Recién se preparara los lipoplexes dsRNA antes de alimentar. - Alimentación 4 μL de dsARN lipoplexes o dsRNA desnuda (250 ng) con una micropipeta.
- Lentamente pipetee la gota de la solución de dsRNA cerca de las piezas bucales de las cucarachas y que las cucarachas ingieren la gota completamente.
- Realizar los experimentos de ingesta dos veces al día (1 h después de luces y 1 h antes de apagar las luces) de 8 días o 16 días continuamente.
Nota: Todas las cucarachas adquirieron agua sólo a través de la alimentación manual con reactivos con solución o control de dsRNA (p. ej., agua libre de nucleasa, solución de glucosa y reactivo de liposomas) durante experimentos de ingestión. - Ofrecen botellas de agua a las cucarachas después de 16 días de la ingestión del dsRNA experimentos.
6. evaluar la caída
- En el tiempo escogido puntos (2, 9 y 17 días después análisis de dsARN ingestión), recoger los insectos tratados con dsEGFP y dsTub y disecar los tejidos solicitados(por ejemplo, el intestino medio).
- Realizar PCR en tiempo real cuantitativa (qRT-PCR). Las condiciones de amplificación qRT-PCR e información de la cartilla por Lin et al. (2017) 12.
- Evaluar el control y trató de dsARN insectos diariamente para verificar la mortalidad y eliminar las cucarachas que ya no se están moviendo.
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Representative Results
Un esquema simplificado del protocolo para la entrega oral de dsARN se presenta en la figura 1, donde se muestran los pasos para la preparación de dsARN lipoplexes.
Con el fin de investigar la protección otorgada por las compañías de liposomas sobre degradación de dsARN en el jugo del midgut de B. germanica, un ensayo ex vivo de donde se llevó a cabo dsTub lipoplexes se incubaron con el jugo del midgut y la integridad de lo dsRNA Posteriormente se analizó en gel de agarosa 1.5%. La figura 2 muestra que la fuerte actividad de nucleasa de RNA estaba presente en el jugo del midgut de B. germanica (figura 2A), mientras que los liposomas portadores eran capaces de proteger dsRNA contra la degradación por lo menos durante 1 hora en el ex vivo incubación (figura 2A, B). Como resultado, la ingesta oral de dsARN lipoplexes se aplicó dos veces al día para aumentar la susceptibilidad de los tejidos del intestino medio a ARNi en los siguientes experimentos.
Validación de la respuesta de RNAi por administración oral de dsARN se evaluó midiendo el efecto del agotamiento de la expresión de mRNA de tina en el midgut en diferentes puntos temporales después de la ingestión continua de dsRNA (figura 3A). La expresión de tina en el midgut significativamente fue agotada después de la ingestión continua de dsTub lipoplexes para 8 días. Mientras que la alimentación continua de dsRNA duró 16 días, la expresión de tina en el midgut fue significativamente reducida en dsTub desnuda los dsTub lipoplexes grupos (aproximadamente por 24 y 60%, respectivamente) en contraste con los controles. Figura 3 B muestra un incremento consistente y significativa de la mortalidad después de la administración oral de lipoplexes dsTub durante 16 días.
Figura 1 : Esquema simplificado de la administración oral de dsARN lipoplexes para las cucarachas. Los pasos clave para la preparación de dsARN lipoplexes son representados para los pasos 1 a 4. La técnica de alimentación (paso 5) se muestra en la foto. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Ex vivo degradación de dsRNA de B. germanica hemolinfa (Hemo) o jugo del midgut. (A) 1 μg del desnudo o liposomas cojugated dsTub se incubó por 1 h con solución salina buffer y enzimas extraídas de hemolinfa (hemo) o jugo del midgut, respectivamente. DsTub desnuda, pero no de liposomas conjugados dsTub, fue degradada completamente cuando se incuban con 1 x jugo del midgut. Se indican los factores de dilución diferente del original jugo de midgut (1 x). La degradación fue inhibida por quelación de iones debido al tratamiento de EGTA como control. (B) protección de Time-dependent de dsTub encapsuladas en liposomas (1 μg) contra la ex vivo degradación en hemolinfa o midgut jugo. De la nota, el dsTub liposomas conjugados se degradó completamente cuando se incuban con el jugo del midgut después de 24 h. La hemolinfa y midgut jugo fueron utilizados en la concentración original para diferentes períodos de tiempo de incubación. Los resultados están adaptados de Lin et al. (2017) 12. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Efectos de la respuesta de RNAi por ingestión de dsARN en B. germanica. (A) PCR cuantitativa a tiempo real (qRT-PCR) para determinar la expresión relativa de tina en el midgut de la cucaracha alemana después de diferentes tratamientos de alimentación. Se normalizaron los niveles de expresión de los diferentes tratamientos para el grupo de glucosa al día 2. Los valores son el promedio ± SE de tres experimentos independientes (n = 3), cada uno con 3-5 repeticiones biológicas. Letras diferentes sobre las barras indican diferencias significativas a p < 0.05 (siguiente Post Hoc HSD de Tukey ANOVA) entre los grupos de tratamiento diferentes. (B) supervivencia de las cucarachas que ingiere dsTub desnuda o dsTub lipoplexes para 8 días (8 d) o 16 días (16d) (cada cohorte de individuos de 12-15; n = 3 experimentos independientes). Los valores son la media ± SE. diferentes letras en el grupo de tratamiento indican diferencias significativas a p < 0.05 (prueba de Kruskal-Wallis) para la supervivencia. Los resultados están adaptados de Lin et al. (2017) 12. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Este protocolo presenta un método para RNAi eficaz a través de la administración oral de dsARN lipoplexes, con protección contra la digestión de la ribonucleasa en el jugo del midgut de la cucaracha alemana. Como se muestra en otros estudios en diferentes especies de insectos, el pobre efecto de RNAi a través de la administración oral de dsRNA es sobre todo explicado por la degradación de dsARN8,9,10. Este protocolo produce liposomas que sirven como vehículos de protección de la administración oral de dsRNA contra la degradación en el intestino. Además, la preparación de dsARN lipoplexes es simple y fácilmente aplicable como RNAi oral, en particular para los insectos con actividad de ribonucleasa fuerte en la tripa.
En comparación con otros estudios que alimentan cantidades relativamente grandes de dsRNA desnudo en diferentes insectos10,18,19, este protocolo utiliza la administración oral de una cantidad relativamente baja de dsRNA (0,5 μg / día), que causa un agotamiento importante de expresión del gen Diana en el midgut de B. germanica. Aspectos cruciales del protocolo incluyen el método de alimentación precisa y acumulada la ingestión de pequeñas cantidades de dsRNA. En primer lugar, la técnica de alimentación es conveniente para un análisis de la ingestión continua y minimiza la variación de la cantidad de dsARN ingeridos por los insectos. En segundo lugar, el efecto del agotamiento de tina expresión en el midgut mostró un incremento de 40% en el día 9 a 60% en el día 17 con la administración oral continua de dsTub lipoplexes (figura 3A). Aunque el dsRNA desnuda se degrada rápidamente con incubación ex vivo de jugo del midgut dentro de 1 h (figura 2A), la alimentación continua de dsRNA desnuda durante 16 días también dio lugar a un agotamiento significativo de tina expresión en el midgut (figura 3A). Por otra parte, el período más largo de alimentación continua de dsARN lipoplexes para 16 días es un requisito para causar un efecto letal visible por RNAi.
Aunque los portadores de liposomas (véase Tabla de materiales) utilizan aquí eran originalmente para en vitro de la transfección de la DNA en células de los insectos, no había ningún problema de aplicación de este reactivo de liposomas como vehículo de dsRNA para administración oral en nuestro modelo de insectos. Muchos estudios han demostrado con éxito la mejora de silenciamiento del ARNi en otras especies de insectos diferentes liposomas reactivos, que se diseñan para ya sea DNA o RNA moléculas17,20,21. Sin embargo, el mecanismo de la absorción de dsARN en el intestino de insectos todavía no ha sido completamente estudiado, y el sistema de entrega de liposoma podría mejorar la absorción de dsRNA en las células, debido a su biocompatibilidad con fosfolípidos estructura22. Por lo tanto, la administración oral de dsARN encapsulado en los liposomas podría ser una estrategia adecuada para lograr la eficiente ARNi debido al retraso de la degradación de las RNasas (figura 2).
Una desventaja de este protocolo podría ser la pequeña cantidad de dsARN en los portadores de liposomas y así puede requerir períodos más largos de alimentación continua. La restricción de una relación tan particular entre dsARN a liposoma (0.25 µg:1 μl) es debido al diseño del reactivo comercial del liposoma, según sugerencia del fabricante. Las formulaciones en la preparación de nanopartículas de liposomas con tamaño de diámetro más grande y la carga diferentes en la superficie de lipoplexes, se divulgan para aumentar la encapsulación de los siRNA y ARNi silenciamiento eficiencia23,24. Por lo tanto, las nanopartículas de liposoma diferente también pueden utilizarse para mejorar los procedimientos de alimentación.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Este estudio fue apoyado por becas de Taiwán (Ministerio de ciencia y tecnología, más 100-2923-B-002-002-MY3 y 106-2313-B-002-011-MY3 a H.J.L.), la República Checa (concesión Agencia de Bohemia del sur Universidad, GAJU conceder 065/2017/P a Y.H.L) y España ( Ministerio de economía y competitividad, concede CGL2012-36251 y CGL2015-64727-P a Saintines y el gobierno catalán, la concesión 2014 SGR 619 a Saintines); también recibió la ayuda financiera del Fondo Europeo para el desarrollo económico y Regional (fondos FEDER a Saintines).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| GenJe Plus DNA in vitro Transfection reagent | SignaGen | SL100499 | for lipoplexes preparation |
| Blend Taq plus | TOYOBO | BTQ-201 | for PCR |
| Fast SYBR Green Master Mix | ABI | 4385612 | for qPCR |
| FirstChoice RLM-RACE Kit | Invitrogen | AM1700 | for 3' UTR identification |
| MEGAscript T7 Transcription Kit | Invitrogen | AMB13345 | for dsRNA synthesis |
| TURBO DNase | Invitrogen | AM2239 | remove DNA template from dsRNA |
| TRIzol | Invitrogen | 15596018 | for dsRNA or total RNA extraction |
| RQ1 RNase-Free Dnase | Promega | M6101 | remove DNA template from total RNA |
| chloroform | Sigma-Aldrich | C2432 | for dsRNA or total RNA extraction |
| 2-Propanol | Sigma-Aldrich | I9516 | for dsRNA or total RNA extraction |
| ethanol | Sigma-Aldrich | 24102 | for dsRNA or total RNA extraction |
| Diethyl pyrocarbonate, DEPC | Sigma-Aldrich | D5758 | for RNase free water preparation |
| glucose solution | Sigma-Aldrich | G3285 | for lipoplexes preparation |
| Sodium chloride, NaCl | Sigma-Aldrich | S7653 | insect saline buffer formula |
| Potassium chloride, KCl | Sigma-Aldrich | P9333 | insect saline buffer formula |
| Calcium chloride, CaCl2 | Sigma-Aldrich | C1016 | insect saline buffer formula |
| Magnesium chloride hexahydrate, MgCl2.6H2O | Sigma-Aldrich | M2670 | insect saline buffer formula |
| EGTA | Sigma-Aldrich | E3889 | enzyme inhibitor |
| dissecting scissor | F.S.T. | cockroach dissection | |
| fine tweezers | F.S.T. | cockroach dissection | |
| flexible tweezer | F.S.T. | cockroach holding | |
| pipetman | RAININ | P10 | sample preparation |
| microcentrifuge tube | Axygen | MCT175C, PCR02C | sample preparation |
| pipette tip | Axygen | sample preparation | |
| vortexter | Digisystem | vm1000 | sample preparation |
| Minispin centrifuge | The Gruffin Group | GMC 206 | for liquid spin down |
| Centrifuge | ALC | PK121R | sample preparation |
| pH meter | JENCO | 6071 | for pH adjust |
| micro-volume spectrophotometer | Quawell | Q3000 | nucleic acid quantitative |
| PCR Thermal cycler | ABI | 2720 | for template PCR or dsRNA synthesis incubation |
| quantitative real-time PCR | ABI | StepOne plus | gene expression quantitative |
| Centrifugal Vacuum Concentrators | eppendorf | 5301 | for dsRNA or total RNA extraction |
| Multipette | eppendorf | xstream | for real-time PCR sample loading |
| Agarose I | amresco | 0710 | for nucleic acid electrophoresis |
| tub gene specfifc forward preimer | tri-I biotech | GGG ACA AGC CGG AGT GCA GA | |
| tub gene specfifc reverse preimer | tri-I biotech | TCC TGC TCC TGT CTC GCT GA | |
| dsTub template forward primer | tri-I biotech | TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGA CAA GCC GGA GTG CAG | |
| dsTub template reverse primer | tri-I biotech | TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT CCT GCT CCT GTC TCG CTG | |
| dsEGFP template forward preimer | tri-I biotech | TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT ATG GTG AGC AAG GGC GAG GAG | |
| dsEGFP template reverse preimer | tri-I biotech | TAA TAC GAC TCA CTA TAG GGT GGC GGA TCT TGA AGT TCA CC | |
| tub qPCR forward primer | tri-I biotech | GGA CCG CAT CAG GAA ACT GGC | |
| tub qPCR reverse preimer | tri-I biotech | CCA CAG ACA GCC TCT CCA TGA GC | |
| ef1 qPCR forward primer | tri-I biotech | CGC TTG AGG AAA TCA AGA AGG A | |
| ef1 qPCRreverse preimer | tri-I biotech | CCT GCA GAG GAA GAC GAA G |
References
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