Summary
Vi presenterar en detaljerad strategi att utföra saliv samling, inklusive murina trakeostomi och isoleringen av tre stora spottkörtlar.
Abstract
Muntorrhet är vanligt förekommande i de autoimmun reaktionen av Sjögrens syndrom eller följande strålning skada stora spottkörtlarna. I dessa fall kvarstår frågor vad gäller sjukdomspatogenes och effektiva interventioner. En optimerad teknik som tillåter funktionell bedömning av spottkörtlarna är ovärderlig för att utreda exokrin körtel biologi, dysfunktion och therapeutics. Här presenterar vi ett stegvis tillvägagångssätt att utföra pilokarpin stimulerad saliv sekretion, inklusive trakeostomi och dissektion av tre stora murina spottkörtlarna. Vi detalj också lämpliga murina huvud och hals anatomi nås under dessa tekniker. Detta tillvägagångssätt är skalbart, vilket möjliggör flera möss som ska bearbetas samtidigt, vilket förbättrar effektiviteten i arbetsflödet. Vi strävar efter att förbättra reproducerbarheten av dessa metoder, som alla har ytterligare tillämpningar inom området. Utöver saliv insamling diskuterar vi mätetal för kvantifiering och normalisera funktionella kapaciteten hos dessa vävnader. Representativa uppgifter ingår från submandibular körtlar med deprimerad Saliv-körtel funktion 2 veckor efter fraktionerade strålningen (4 doser av 6,85 Gy).
Introduction
Spottkörteln sjukdomar inkluderar syndrom av dysreglerad eller nedsatt sekretion leder till antingen överproduktion (sialorrhea) eller underproduktion (xerostomi och muntorrhet) av saliv1. I båda fallen finns det ett intresse i att förbättra vår förståelse av spottkörtel biologi mot slutmålet av terapeutisk utveckling2.
Spottkörtlarna är mycket radiosensitive organ, och är ofta skadade under huvud och hals cancer strålbehandling, vilket leder till permanent muntorrhet (xerostomi)3,4. Till skillnad från andra radiosensitive vävnader, dock spottkörtel omsättningshastighet är relativt låg, och mekanismen av sekretoriska förlust är dåligt förstådd5,6. I det här unika skada kräver vävnad förnyelse och strålningsskydd strategier saliv funktionell bedömning. Experimentellt, är murina saliv collection ett särskilt värdefullt verktyg i utvärdera körtel svaret på både strålning och terapeutiska medel.
Här presenterar vi en metod för att utföra och kvantifiera stimulerad saliv sekretion med pilokarpin, en potent muskarina agonister7. Pilokarpin stimulerar det autonoma nervsystemet för att inducera körtel sekret8,9. För att slutföra detta test på lämpligt sätt, är en trakeostomi skyldig att se till att musen upprätthåller luftväg under hela förfarandet, och att minska riskerna för kvävning och aspiration från poolade sekret i munhålan10.
Detta är en terminal förfarande, vilket kulminerade i avlägsnandet av tre stora spottkörtlarna: parotis (PG), submandibular (SMG) och sublinguala (SLG). För funktionella studier, körtel vikter registreras och används ofta för att normalisera saliv mätning11,12,13. Informationen är särskilt viktig i strålning studier, vari körtel atrofi är en förväntade resultatet14,15
Det finns variationer i litteraturen när det gäller hur stimulerad saliv sekretion utförs och rapporteras16. Till exempel pilokarpin doser inom den litteratur span minst tre tiopotenser17,18,19,20,21,22,23. Här presenterar vi en optimerad hög dos pilokarpin protokoll med avsikt att förbättrad reproducerbarhet i metod utförs, samt att ge en modulär plattform av tekniker (trakeostomi, saliv insamling och körtel dissektion) som kan anpassas som behövs.
Förutom protokoll demonstration inkluderar vi representativa funktionella uppgifter av saliv flöde på 2 veckor efter fraktionerade strålningen (4 doser av 6,85 Gy) till regionen SMG.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla i vivo förfaranden som beskrivs nedan godkändes av utskottet universitet på djur resurser vid University of Rochester, Rochester. NY.
1. beredning
- Använder en Analysvåg, väga 20 mg pilokarpin. Lös upp det i 2 mL steril saltlösning i en mikrocentrifug rör.
Obs: Eftersom pilokarpin är ljuskänsligt och förlorar aktivitet över tiden, denna lösning bör vara förberedd dagen i injektion och skyddas från ljus tills administreras. - Använda en Analysvåg, väga och identifiera alla samling rör och glas kapillärer. Antalet samling rör och glas kapillärer ska matcha antalet möss.
2. trakeostomi
- Väga C57/BL6 möss använder en Analysvåg.
- Med en 0,5 mL spruta med 29G x ½ ”nål, söva möss med en intraperitonealt injicerade steril koksaltlösning av 100 mg/kg ketamin och 10 mg/kg xylazin. Gå vidare till följande steg när musen inte längre svarar på stimuli (dvs avsaknad av pedal tillbakadragande reflexen), vilket uppstår vanligen inom 5-10 min efter injektion.
- Efter dispensering smörjmedel på en bomull spets applikator, försiktigt Applicera på ögon och Placera musen i ryggläge på scenen. Den sövda djuren måste hållas på varm yta.
Obs: Alla åtgärder utförs i rumstemperatur. - Säkra den näsan, armar och ben och svans till scenen med kirurgtejp.
- Ren och våt halsen med en alkoholservett.
Obs: Detta kommer att förhindra päls kommer in senare snitt. - Att höja den ventrala mittlinjen hångla flå med pincett, göra en små, ytliga snitt med dissekera sax. Vägleda saxen i öppningen och långsamt öppna bladen subkutant för att separera vävnad flygplan.
- Att hålla huden upp, försiktigt skära till 1 cm under munnen.
- Gör två laterala snitt på de lägre och högre aspekterna av det första snittet. Med pincett, försiktigt reflektera bort huden för att aktivera åtkomst till huvud och hals strukturer.
- Använda dissekera mikroskopet på 8 X förstoring, visualisera submandibular körtlar (mittlinjen: figur 1).
- Med fin pincett, lyft försiktigt körtlar för att exponera de fyra infrahyoid (REM) muskler överliggande luftstrupen. Undvik att riva eller störa de omgivande blodkärlen eller utsöndringsorganen kanaler.
- Om att samla in saliv från mer än en mus, upprepar du steg 2.1-2.10 med varje mus innan du fortsätter.
Obs: Denna procedur kan tryggt utföras på upp till 5 möss samtidigt. - Med liten dissekera sax, ta bort den mediala delen av remmen muskler medan du bor så nära mittlinjen som möjligt. Bara klippa så mycket som behövs att visualisera luftstrupen och hålla remmen muskler ur vägen under förfarandet. Undvika Hack någon närliggande fartyg eftersom om det finns volymförlust sekundärt till betydande blödning, pilokarpin inte kommer vara effektivt framkalla utsöndring.
- Återspegla de remmen musklerna från luftstrupen.
- Visualisera i struphuvudet, luftstrupe och sköldkörteln. Säkerställa att luftstrupen framgår av överliggande vävnad.
- Gör ett horisontellt snitt i luftstrupen inferior/posteriort till sköldkörteln med små dissekera sax. Kontrollera att luftvägarna är patent- och klar vätska.
3. saliv samling
- Ta bort tejpen nära munnen och vinkel dissektion scenen nedåt (45°, cranially) att hjälpa till med saliv flöde.
- Med en 0,5 mL spruta med 29G x ½ ”nål, utföra intraperitoneal injektion av 10 µL/g kropp vikt pilokarpin för en total dos på 100 mg/kg.
- Starta en timer. Om dosering flera möss, minska ledtiden genom att flytta snabbt och genom att ha en assistent samtidigt injicera återstående möss.
- Använder standard pincett, öppna munnen för kapillärrör tillgång.
- När en sträng av saliv observeras i munnen, placera den proximala änden av kapillärröret i vätskan, med den distala änden placeras in i en samlande rör placerad nedanför dissekera scenen (båda rör förvägda).
Obs: I C57/BL6 honmöss 6-10 veckors ålder, brutto salivation sker inom 2 min av pilokarpin injektion. - Om saliv byggnad i munnen, men inte strömmar genom röret, reattempt föregående steg. Se till att röret inte är placerad direkt mot en slemhinneepitel, som kan blockera inloppet.
- Samla saliv för totalt 12 min pilokarpin stimulering. Säkerställa att stomin förblir klar.
Obs: Ökad tidalvolym och sekret (saliv, urin, fekal) är normal under denna tid. - Om möss har deprimerad saliv funktion (t.ex., på grund av skada eller ingripande), överföra återstående vätskan från munnen till samling röret med en P200 mikropipett. Om samlande från flera möss, se till att tips byts.
- Registrera vikt samlas saliv plus rör 12 min efter pilokarpin injektion.
4. körtel dissektion
- Euthanize möss av CO2 dödshjälp (som beskrivs i riktlinjerna AVMA för avlivning av djur: 2013 Edition) följt av torakotomi, noga med för att bevara strukturerna av huvud och hals. Därför undvika cervikal dislokation som en metod för dödshjälp.
- Placera musen i ryggläge på scenen. Flytta körtlar i den ursprungliga webbplatsen över luftstrupen (figur 1).
- Med dissekera Mikroskop under 8 X förstoring, visualisera stora körtlar: den PG, SMG och SLG. För att skilja körtlar under dissektion, identifiera att till PG är diffusa, liggande laterala till SMG och SLG.
Obs: Om dissekera till PG, detta bör göras först eftersom det är den minst definierade och mest sannolikt att rivas. - Förstå svansen av till PG med pincett, dra den bort från underliggande strukturer, och Applicera varsamt spänning innan skära huvudet av till PG med dissekera saxen.
- Brott kapseln kring de automatkarbiner med pincett. Försiktigt separera vänster och höger SMG.
- Gratis den dorsala aspekten av SMG från klibbade nonglandular vävnad med hjälp av tången.
- Ta bort SMG från halsen genom att rita Wharton's duct spända med pincett och skära kanalen med dissekera saxen.
- Försiktigt separera SLG från SMG med pincett.
Obs: SLG är i superolateral aspekten av SMG. - Med en analytisk balans, registrera SMG vikter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
När utför hög dos pilokarpin stimulerad saliv samling, är det viktigt att upprätthålla luftvägarna för att förhindra aspiration eller kvävning från sekret i munhålan. En schematisk bild av trakeostomi tillhandahålls (figur 1). Efter luftrör snitt, måste stomi förbli klart av vävnader och vätskor.
För att förbättra kapillärkraften under saliv samling, bör möss placeras med huvudet nedåt i 45° vinkel. Dessa åtgärder kan utföras på > 1 mus, men det inte rekommenderas att överskrida 5 möss i taget (figur 2). När samlingen är klar, är det rekommenderat att rören vägas snabbt för att undvika avdunstningsförluster.
Efter saliv samling, möss är euthanized. Cervikal dislokation bör inte utföras, eftersom det kan skada huvud och hals strukturer. Möss är återvände till dissekera scenen och körtlar bör flyttas över luftstrupen, som ursprungligen ligger. Körtel dissektion (figur 3) bör inledas med till PG, på grund av både sin position och diffusa enhetlighet. Den SMG SLG är fast och kan tas bort lätt.
Efter 4 fraktioner av 6,85 Gy strålning till murina SMG, saliv funktion avsevärt minskar med 2 veckor (figur 4). Både total saliv sekretion och sekretion normaliserade till körtel våt vikt var ritade. Använder antingen metriskt, reduceras saliv funktionella kapaciteten, som väntat, på 2 veckor efter bestrålning24.
Körtel vävnad kan vara fasta och sektionerad för histologiska fläckar eller immunohistokemi. Hematoxylin och Eosin färgning (H & E) visar liknande brutto SMG arkitektur både med eller utan pilokarpin stimulering (figur 5). Färgning för Nkcc1, visar en membran natrium-kalium-klorid transportören, liknande cellmorfologi oavsett pilokarpin stimulering (figur 6).
Figur 1 . Trakeostomi Schematisk. (A) efter öppnandet hals regionen, visualisera de största strukturerna. (B) för att slutföra en trakeostomi, försiktigt lyfta, men inte loss, automatkarbiner utan att störa närliggande strukturer, inklusive blodtillförsel, innervation och utsöndringsorganen kanaler. Klippa bandet musklerna för att exponera trakeal brosk innan du gör ett snitt i luftstrupen. Lämna SMG och luftstrupen som exponerats under hela saliv insamling förfarande. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2 . Saliv samling. Efter pilokarpin stimulering, vinkla möss nedåt och samla saliv genom kapillärrör i förväg vägda samling rör, som är placerade under dissektion scenen. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3 . Stora spottkörteln dissektion. När möss har varit euthanized, flytta och separera vänster och höger SMG. Försiktigt separera varje körtel från omgivande nonglandular vävnader och blodkärl. Till PG är en diffus, laterala struktur. De SMG och SLG är anslutna, men rent kan separeras med pincett. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4 . Representativa sekretion data. Två veckor efter fraktionerade strålningen (4 doser av 6,85 Gy) till SMG, mättes pilokarpin-stimulerad saliv sekretion. Saliv funktion rapporteras som totala saliv (A) och totala saliv volym (B) normaliserad till SMG våta totalvikt. Som väntat finns det en betydande minskning i den funktionella kapaciteten hos SMG (genomsnitt ± SD **p < 0,01 använder tvåsidiga oparat t-test). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5 . Hematoxylin och Eosin SMG färgning. SMG vävnad skördades från en mus efter pilokarpin stimulering (100 mg/kg, höger) jämfört med kontrollgruppen, obehandlade mus SMG (vänster). H & E färgning visar brutto körtel struktur på 10 X (skala barer: 200 µm) (A, B) och 40 X (skala barer: 50 µm) (C, D). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6 . Nkcc1 SMG immunohistokemi. SMG vävnad skördades från en mus efter pilokarpin stimulering (100 mg/kg, höger) jämfört med kontrollgruppen, obehandlade mus SMG (vänster). Nkcc1 är ett membranprotein och kan användas för att utvärdera cellulära morfologi. DAPI används som en nukleär motfärg (skala barer: 75 µm). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vi presenterar en utgångsämnet metod för att bedöma Saliv-körtel funktion, som kan användas för att studera körtel skada och therapeutics. Vårt förfarande innebär trakeostomi, saliv insamling och körtel dissektion, som alla har experimentella program som kan stödja en integrerad studie av spottkörtel biologi. Murina trakeostomi har exempelvis använts för allmänna airway management under förfaranden som hindrar munhålan.
Ordentlig dissektion och luftrör snitt krävs för pilokarpin stimulerad saliv sekretion vid 100 mg/kg. Alternativt en minskad pilokarpin dos kunde undvika behovet av trakeostomi och därför användas för längsgående bedömning av saliv sekretion16.
Förutom inspelning saliv sekretion, ger detta protokoll också ett korrekt och konsekvent sätt att samla saliv för ytterligare analyser. Sådana studier är reologi, proteomik, enzymaktivitet, saliv osmolaritet25,26,27och biomarkör identifiering28,29.
Slutligen har standardiserade dissektion metoder för stora spottkörtlarna nytta utöver saliv samling. Det finns ett intresse för förståelsen av körteln utveckling och svar till skada. För effektiva utredningar är det viktigt att utföra konsekvent, ren dissektioner av stora spottkörtlarna. Ren och effektiv körtel isolering är avgörande för kulturer som härrör från primära celler som mekaniskt och enzymatiskt dissocieras från de stora spottkörtlar30,31, och för histologisk och immunhistokemisk preparat. Dessutom när färgning för utsöndras proteinerna i körtel vävnadssnitt, är det viktigt att överväga och styra för sannolikt utarmning av dessa produkter efter stimulerad saliv samling.
Kvantifiera Saliv-körtel funktion i utredningar av skada eller ingripande är en vital experimentell teknik. Körtel histologi är informativ och kan framkalla viktiga observationer, men slutsatserna stöds bäst av tydlig funktionell data.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Forskning som redovisas i denna publikation stöddes av det nationella institutet för tandvård och kraniofaciala forskning (NIDCR) och National Cancer Institute (NCI) av det nationella Institutes of Health under Award nummer R56 DE025098, UG3 DE027695 och F30 CA206296. Innehållet ansvarar enbart för författarna och representerar inte nödvändigtvis officiella ståndpunkter av National Institutes of Health. Detta arbete stöddes också av den NSF DMR 1206219 och IADR Innovation i Oral Care Award (2016).
Vi vill tacka Dr Eri Maruyama och Andrew Hollomon för deras hjälp med saliv samling. Vi vill tacka Pei-Lun Weng för hans hjälp med körtel dissektion. Vi vill tacka Matthew Ingalls för hans hjälp i figur förberedelse. Vi vill tacka Dr Elaine Smolock och Emily Wu för kritisk läsning av detta manuskript.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Pilocarpine hydrochloride | Sigma Aldrich | P6503 | Pilocarpine |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-9 | Spring Scissors for Tracheostomy |
| Sterile Saline Solution | Medline | RDI30296H | Saline |
| Dumont #7 Forceps | Fine Science Tools | 11274-20 | Curved Forceps |
| Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11251-10 | Straight Forceps |
| Standard Pattern Forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | Blunt Forceps |
| Fine Scissors- Tungsten Carbide | Fine Science Tools | 14568-09 | Dissection Scissors |
| Microhematocrit Heparinized Capillary Tubes | Fisher Scientific | 22362566 | Capillary tubes |
| Lubricant Eye Ointment | Refresh | N/A | Refresh Lacri-Lube |
| Goat polyclonal anti-Nkcc1 | Santa Cruz Biotech | SC-21545 | Nkcc1 Antibody |
| DAPI (4',6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) | Thermo Fisher Scientific | D1306 | DAPI |
| GraphPad Prism | GraphPad | ver6.0 | Statistical Software |
| Cotton tipped applicator | Medline | MDS202000 | Applicator for eye ointment |
| 0.5cc Insulin Syringe, 29G x 1/2" | BD | 7629 | Syringe for intraperitoneal injection |
References
- Bradley, P., O'Hara, J. Diseases of the salivary glands. Surgery (Oxford). 33 (12), 614-619 (2015).
- Fox, P. C. Salivary enhancement therapies. Caries Research. 38 (3), 241-246 (2004).
- Konings, A. W. T., Coppes, R. P., Vissink, A. On the mechanism of salivary gland radiosensitivity. International Journal of Radiation Oncology Biology Physics. 62 (4), 1187-1194 (2005).
- Burlage, F. R., Coppes, R. P., Meertens, H., Stokman, M. A., Vissink, A. Parotid and submandibular/sublingual salivary flow during high dose radiotherapy. Radiotherapy and Oncology. 61 (3), 271-274 (2001).
- Aure, M. H., Konieczny, S. F., Ovitt, C. E. Salivary gland homeostasis is maintained through acinar cell self-duplication. Developmental Cell. 33 (2), 231-237 (2015).
- Aure, M. H., Arany, S., Ovitt, C. E. Salivary Glands: Stem Cells, Self-duplication, or Both? Journal of Dental Research. 94 (11), 1502-1507 (2015).
- Ono, K., et al. Distinct effects of cevimeline and pilocarpine on salivary mechanisms, cardiovascular response and thirst sensation in rats. Archives of Oral Biology. 57 (4), 421-428 (2012).
- Proctor, G. B., Carpenter, G. H. Regulation of salivary gland function by autonomic nerves. Auton Neuroscience. 133 (1), 3-18 (2007).
- Nezu, A., Morita, T., Tojyo, Y., Nagai, T., Tanimura, A. Partial agonistic effects of pilocarpine on Ca(2+) responses and salivary secretion in the submandibular glands of live animals. Experimental Physiology. 100 (6), 640-651 (2015).
- Urita, Y., et al. Rebamipide and mosapride enhance pilocarpine-induced salivation. North American Journal of Medical Sciences. 1 (3), 121-124 (2009).
- Arany, S., Benoit, D. S., Dewhurst, S., Ovitt, C. E. Nanoparticle-mediated gene silencing confers radioprotection to salivary glands in vivo. Molecular Therapy. 21 (6), 1182-1194 (2013).
- Kondo, Y., et al. Functional differences in the acinar cells of the murine major salivary glands. Journal of Dental Research. 94 (5), 715-721 (2015).
- Evans, R. L., et al. Severe impairment of salivation in Na+/K+/2Cl- cotransporter (NKCC1)-deficient mice. Journal of Biological Chemistry. 275 (35), 26720-26726 (2000).
- Delanian, S., Lefaix, J. L. The radiation-induced fibroatrophic process: therapeutic perspective via the antioxidant pathway. Radiotherapy and Oncology. 73 (2), 119-131 (2004).
- Guchelaar, H. J., Vermes, A., Meerwaldt, J. H. Radiation-induced xerostomia: pathophysiology, clinical course and supportive treatment. Support Care Cancer. 5 (4), 281-288 (1997).
- Lin, A. L., et al. Measuring short-term γ-irradiation effects on mouse salivary gland function using a new saliva collection device. Archives of Oral Biology. 46 (11), 1085-1089 (2001).
- Montenegro, M. F., et al. Profound differences between humans and rodents in the ability to concentrate salivary nitrate: Implications for translational research. Redox biology. 10, 206-210 (2016).
- Choi, J. S., Park, I. S., Kim, S. K., Lim, J. Y., Kim, Y. M. Morphometric and Functional Changes of Salivary Gland Dysfunction After Radioactive Iodine Ablation in a Murine Model. Thyroid. 23 (11), 1445-1451 (2013).
- Imamura, T. K., et al. Inhibition of pilocarpine-induced saliva secretion by adrenergic agonists in ICR mice. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 39 (12), 1038-1043 (2012).
- Ma, T., et al. Defective Secretion of Saliva in Transgenic Mice Lacking Aquaporin-5 Water Channels. Journal of Biological Chemistry. 274 (29), 20071-20074 (1999).
- Parkes, M. W., Parks, J. C. Supersensitivity of salivation in response to pilocarpine after withdrawal of chronically administered hyoscine in the mouse. British Journal of Pharmacology. 46 (2), 315-323 (1972).
- Nishiyama, T., et al. Up-Regulated PAR-2-Mediated Salivary Secretion in Mice Deficient in Muscarinic Acetylcholine Receptor Subtypes. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 320 (2), 516 (2007).
- Yang, B., Song, Y., Zhao, D., Verkman, A. S. Phenotype analysis of aquaporin-8 null mice. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 288 (5), C1161-C1170 (2005).
- Kamiya, M., et al. X-Ray-Induced Damage to the Submandibular Salivary Glands in Mice: An Analysis of Strain-Specific Responses. BioResearch Open Access. 4 (1), 307-318 (2015).
- Patel, R. M., Varma, S., Suragimath, G., Zope, S. Estimation and Comparison of Salivary Calcium, Phosphorous, Alkaline Phosphatase and pH Levels in Periodontal Health and Disease: A Cross-sectional Biochemical Study. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 10 (7), ZC58-ZC61 (2016).
- Droebner, K., Sandner, P. Modification of the salivary secretion assay in F508del mice--the murine equivalent of the human sweat test. Journal of Cystic Fibrosis. 12 (6), 630-637 (2013).
- Lamy, E., et al. Changes in mouse whole saliva soluble proteome induced by tannin-enriched diet. Proteome Science. 8 (1), 65 (2010).
- Mahomed, F. Recent advances in mucin immunohistochemistry in salivary gland tumors and head and neck squamous cell carcinoma. Oral Oncology. 47 (9), 797-803 (2011).
- Kohlgraf, K. G., et al. Quantitation of SPLUNC1 in saliva with an xMAP particle-based antibody capture and detection immunoassay. Archives of Oral Biology. 57 (2), 197-204 (2012).
- Maimets, M., Bron, R., de Haan, G., van Os, R., Coppes, R. P. Similar ex vivo expansion and post-irradiation regenerative potential of juvenile and aged salivary gland stem cells. Radiotherapy and Oncology. , (2015).
- Lombaert, I. M., et al. Rescue of salivary gland function after stem cell transplantation in irradiated glands. PLoS One. 3 (4), e2063 (2008).
