مجهرية التعريب متعدد الألوان البروتينات الغشاء واحدة في العضيات الحية خلايا الثدييات
Summary
نقدم هنا، بروتوكولا للترجمة متعدد الألوان من البروتينات الغشاء واحدة في العضيات خلايا الحية. لإرفاق فلوروفوريس، تستخدم البروتينات الذاتية التوسيم. البروتينات، يقع في المقصورات الأغشية المختلفة من عضية نفسه، يمكن أن تكون مترجمة بدقة ~ 18 شمال البحر الأبيض المتوسط.
Abstract
المعرفة بشأن إضفاء الطابع المحلي على البروتينات في سوبكومبارتمينتس الخلوية أمر حاسم لفهم وظيفتها المحددة. نقدم هنا، تقنية فائقة قرار الذي يسمح لتحديد ميكروكومبارتمينتس التي يمكن الوصول إليها للبروتينات بتوليد التعريب وتتبع الخرائط لهذه البروتينات. وعلاوة على ذلك، بالفحص المجهري التعريب متعدد الألوان، التعريب وتتبع ملامح بروتينات في سوبكومبارتمينتس مختلفة يتم الحصول عليها في وقت واحد. التقنية محددة للخلايا الحية ويقوم على تصوير متكررة من البروتينات الغشاء متنقلة واحدة. تنصهر فيها البروتينات التي تهم وراثيا مع علامات التوسيم ذاتية محددة، ما يسمى. هذه العلامات هي الإنزيمات التي تتفاعل مع الركازة بطريقة تساهمي. يضاف إلى هذه ركائز صبغات الفلورسنت. رد فعل البروتينات معلم الإنزيم مع الأسفار المسماة النتائج ركائز في البروتينات المسماة. هنا، تيتراميثيلرهوداميني (ترانسنيستريا) و “السليكون والرودامين” (السير) تستخدم الأصباغ الفلورية يعلق على ركائز للإنزيمات. باستخدام تركيزات الركيزة في الساعة إلى نطاق شمال البحر الأبيض المتوسط، ووسم المقايسة الفرعية يتحقق التي ينتج عنها إشارات مميزة. وقد تمت ترجمة هذه الإشارات مع ~ 15 – 27 دقيقة شمال البحر الأبيض المتوسط. التقنية تسمح للتصوير متعدد الألوان من جزيئات مفردة، حيث يقتصر عدد الألوان الأصباغ نفاذية الأغشية المتاحة ومرجع ذاتي وسم الإنزيمات. نحن إظهار جدوى هذه التقنية بتحديد التعريب إنزيم مراقبة الجودة (فتن)-التي يسببها كيناز 1 (PINK1) في الأقسام المختلفة المتقدرية أثناء معالجة به فيما يتعلق بغيرها من البروتينات الغشاء. اختبار التفاعلات الفيزيائية الحقيقية بين البروتينات واحد مسمى بشكل مختلف من جزيء واحد الحنق أو تتبع المشارك مقيد، رغم ذلك، نظراً لانخفاض درجات التوسيم إنقاص احتمال لوجود اثنين من البروتينات المجاورة المسمى في الوقت نفسه. بينما التقنية قوية للتصوير البروتينات في الغشاء المقصورات، في معظم الحالات من غير المناسب تحديد إضفاء الطابع المحلي على البروتينات القابلة للذوبان كثيري التنقل.
Introduction
والهدف من هذا البروتوكول توفير طريقة تصوير لتوطين وتعقب غشاء واحد البروتينات داخل الخلايا الحية. ونحن ندعو هذا الأسلوب تتبع والتعريب مجهرية (تألم)1،2. مثل العشوائية بصري التعمير مجهرية (العاصفة)3 و4،Fluorescence فوتواكتيفيشن التعريب مجهرية ((و) النخيل)5، تألم وأسلوب تعريب fluorescence المستندة إلى جزيء واحد. ومع ذلك، أنها متميزة في الطريق أن تنقل بروتينات الغشاء في تركيبة مع التصوير المتكرر لنفس المسمى جزيء في المواقف المختلفة يكشف عن ميكروكومبارتمينت التي يمكن الوصول إليها للبروتين المتنقلة. وبعبارة أخرى، يتم تعيين تعريب ممكن من البروتين بنية عضية، والتنقل من البروتين1. الأسلوب مكمل لشتى أخرى القرار فائقة تقنيات6،7،8 نظراً لأنها تكشف عن التعريب ومسار الخرائط بالبروتينات النقالة التصوير. العلامات يستند إلى استخدام البروتينات الانصهار المهندسة وراثيا التي في حد ذاتها غير الفلورية. يتم وسم هذه البروتينات الانصهار الذاتي الإنزيمات التي تتفاعل تساهمي مع الركازة مترافق بصبغة. ويمتاز هذا الإجراء يمكن أن درجة وصفها يسيطر عليها كمية الركازة المضافة. وعلاوة على ذلك، يتيح تختلف لون الأسفار، اعتماداً على صبغ مترافق المختار. إنزيم التوسيم الذاتي عدة-العلامات هي المتوفرة9. ميزة أخرى لاستخدام الذاتي وسم العلامات الإنزيم، أن الأصباغ مترافق عادة ما تكون أكثر استقرارا وأكثر إشراقا من البروتينات الفلورية1 والبروتينات الفردية ولذلك يمكن تسجيل أطول وأكثر تحديداً حتى أنها المبيضة. وهذا يسمح لتسجيل مسارات للبروتينات المتنقلة واستخراج نشر معاملات10،11.
هنا، نحن إثبات جدوى تألم مع بروتينات الغشاء الميتوكوندريا، ولكن يمكن أيضا تطبيقها للبروتينات الغشاء داخل وخارج الخلايا الأخرى، بما في ذلك أنواع مختلفة من الخلية12،13. نظهر أن تألم متعدد الألوان كما يسمح للتفريق المتزامن للبروتينات في سوبكومبارتمينتس مختلفة في التكامل القائمة القرار فائقة fluorescence المجهري تقنيات14،15، 16. تألم متوافق مع الخلايا الحية التصوير17. الصور–الفيزياء من رهودامينيس الذي تم اختياره تيتراميثيلرهوداميني (ترانسنيستريا) والسليكون-رهودامين (السير)، لا سيما السطوع، والاستقرار، ويسمح للبروتينات الغشاء واحد سجل على إطارات متعددة توفير خرائط التعريب (ومساره). ومع ذلك، تألم يقتصر لإضفاء الطابع المحلي على البروتينات القابلة للذوبان مع معاملات نشر عالية منذ الضبابية مرتفع جداً والفوتونات التي جمعت كل إطار منخفضة جداً للتعريب السليم. وعلاوة على ذلك، يتطلب تألم طاقة الإثارة أقل على سبيل المثال العاصفة أو نضوب الانبعاثات وحفز (STED) مجهرية6،7، تقليل آثار سمي ضيائي. هذا أمر مهم، إذ غالباً ما يؤثر الإجهاد سمي ضيائي مورفولوجيا أورجانيلار18 ومن ثم تنقل التحليل19. وباختصار، نحن نقدم تألم متعدد الألوان في الخلايا الحية كأسلوب ليملأ فجوة بين أساليب الفحص المجهري التعريب العاصفة/STED/النخيل (F) وتقنيات تحليل التنقل البروتين مثل الأسفار الانتعاش بعد فوتوبليتشينج (اربط)20 ،21والأسفار ارتباط مطيافية (FCS)22، والأسفار عبر ارتباط التحليل الطيفي (فككس)11،23.
Protocol
Representative Results
Discussion
هنا، قدم تقنية للتعريب جزيء واحد لون مزدوج من البروتينات الغشاء المتنقلة. بعد البروتوكول، وبروتينات الغشاء تنصهر فيها لذاتي وسم البروتينات التي تتفاعل مع الأصبغة والرودامين جمهورية ترانسنيستريا المولدوفية وسيدي مترافق لركائز كل منها على. والرودامين الأصباغ هي مشرق وفوتوستابل، وتسمح ب?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
المؤلف يود أن يشكر مجموعة الفيزياء الحيوية وبلير جاكوب في جامعة أوسنابروك للدعم المستمر وولاديسلاو كول للمساعدة التقنية، وإعداد المواد ومجلس سيلنانوس لتقديم مجاهر للاستخدام. وقد مولت المشروع SFB 944.
Materials
| (2-(4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinyl)-ethanesulfonic acid, 1 M) (HEPES) | Biochrom | #1104E | |
| DC1: Dichroid beam splitter | Chroma | 640 dcxr | NC506031 |
| DC2: Polychroic Mirror, beamsplitter | Chroma | zt405/488/561/640rpc | discontinued |
| Dulbecco´s Phosphate-Buffered Saline (PBS) 1x (w/o Ca & Mg) | Sigma-Aldrich & Co. | #RNBF8311 | |
| Earle´s MEM without phenol red, without L-Glutamine and without NaHCO3 containing 1% FBS, 0.1% HEPES, 0.1% NEAA, 0.1% Alanyl-L-Glutamine and 34.78% sodium hydrogen carbonate (NaHCO3 0.75g/l) | Imaging medium | ||
| Earle´s minimum essential medium (MEM) with phenol red, containing 1% Fetal Bovine Serum Superior (FBS), 0.1% HEPES (2-(4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinyl)-ethanesulfonic acid, 1 M), and 0.1% non-essential amino acids (NEAA) | Growth medium | ||
| EF: Emission filter quadbandpass | AHF analysentechnik | F72-866 | Brightline HC 446 nm/523 nm/600 nm/677 nm |
| EMCCD camera | Andor | Andor iXON 897 | EMCCD camera |
| Emission filter QuadView filter cubes, orange | AHF analysentechnik | F39-637 | bandpass 582 – 619 nm |
| Emission filter QuadView filter cubes, red | Chroma | bandpass 655 – 725 nm (HQ 690/70) | |
| FBS (Fetal bovine serum) superior | Biochrom | S0615 | |
| Fluorescent beads: TetraSpeck™ Microspheres, 0.1 µm, fluorescent blue/green/orange/dark red | Thermo Fisher Scientific | T7279 | fluorescent microspheres |
| Glutamine | Biochrom | #0951C | |
| HeLa cells | DSMZ | ACC-57 | Cervical carcinoma cells from patient Henrietta Lacks |
| Hela cells CI::paGFP, stable | Muster et al., PLOSOne 2010 | ||
| Hela cells CV g::Halo7-Tag, stable | Appelhans et al., NanoLett 2012 | ||
| Hela cells Tom20::Halo7-Tag, stable | Appelhans et al., NanoLett 2012 | ||
| Image splitter | Photometrics | Dual-View QV2 | image splitter emission |
| Imaging processing software | ImageJ2 / Fiji | freeware | |
| Immersion Oil – ImmersolTM 518 F (ne = 1.518, ve = 45) | Carl Zeiss Jena GmbH | 444960-0000-000 | |
| Inverted epifluorescence microscope | Olympus IX-71/73/83 | ||
| Laser 561 nm, 200 mW | CrystaLaser | CL-561-200 | 561 nm emission |
| Laser 642 nm, 140 mW | Omicron | Luxx-642-140 | 642 nm emission |
| MATLAB | MathWorks | version R2013a | |
| MEM with Earle's Balanced Salt Solution 2.2 g/L NaHCO3, stable glutamine w/o PR | Biochrom | FG-0385 | |
| MEM with Earle's Balanced Salt Solution with 2.2 g/L NaHCO3, stable glutamine, Phenolred | Biochrom | FG-0325 | |
| MitoTracker® Deep Red FM | Thermo Fisher Scientific | M22426 | dye |
| MitoTracker® Green FM | Thermo Fisher Scientific | M7514 | dye |
| Multi-mode-optical polarization maintaining monomode fiber | Pointsource/Qioptiq | KineFLEX | |
| NHS-PEG-MAL, Rapp Polymer | Rapp Polymere GmbH Tübingen | coverslip coating | |
| non-essential amino acids (NEAA) | Biochrom | #0802E | |
| PEG 800 (Polyethylene glycol) 10 % | Carl Roth GmbH | Art No. 0263.1 | coverslip coating |
| Penicillin/Streptomycin | Biochrom | #0122E | |
| Plasmid for PINK1-Halo7-Tag expression | Beinlich et al., ACS Chemical Biology 2015 | ||
| Poly-L-lysine (1.2 mg/ml) | Sigma-Aldrich & Co. | Cat. No.P9155 | coverslip coating |
| RGD Peptide (Ac-CGRGDS-COOH) | Coring System Diagnostix GmbH, Gernsheim | coverslip coating / Intergrin receptor motif | |
| Silicon Rhodamine linked to HaloTag®-Ligand (SiRHTL) | personal gift from Kai Johnson | dye | |
| Software analysis plugin | self-written C. P. Richter, Biophysik Osnabrück | SLIMFAST 16g | |
| Tetramethylrhodamine / SNAP-Cell® TMR-Star linked to SNAP-Ligand (TMRstar) | New England Biolab® | S9105S | dye |
| Tetramethylrhodamine linked to HaloTag®-Ligand (TMRHTL) | Promega | G8251 | dye |
| TIRF condensor | Olympus | Cell^TIRF MITICO System | TIRF condensor |
| TIRF microscope controlling software | Olympus cellSens 1.12 | ||
| TIRF objective | Olympus | 150x oil objective (N.A. 1.45; Olympus UAPO) | |
| Trypsin/EDTA 10x | Biochrom | #0266 | |
| Water H2O 99,5 % Rotipuran® Low organic | Carl Roth GmbH | Art. No. HN57.1 |
References
- Appelhans, T., Richter, C., Wilkens, V., Hess, S., Piehler, J., Busch, K. Nanoscale organization of mitochondrial microcompartments revealed by combining tracking and localization microscopy. Nano Letters. 12 (2), 610-616 (2012).
- Appelhans, T., Busch, K. Single Molecule Tracking and Localization of Mitochondrial Protein Complexes in Live Cells. Methods Mol Biol. 1567, 273-291 (2017).
- Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM). Nat Methods. 3 (10), 793-795 (2006).
- Gould, T. J., Verkhusha, V. V., Hess, S. T. Imaging biological structures with fluorescence photoactivation localization microscopy. Nat Protoc. 4 (3), 291-308 (2009).
- Pennacchietti, F., Gould, T. J., Hess, S. T. The Role of Probe Photophysics in Localization-Based Superresolution Microscopy. Biophys J. 113 (9), 2037-2054 (2017).
- Wegel, E., Göhler, A., Lagerholm, B. C., Wainman, A. Imaging cellular structures in super-resolution with SIM, STED and Localisation Microscopy: A practical comparison. Scientific reports. , (2016).
- Pellett, P., et al. Two-color STED microscopy in living cells. Biomedical Optics Express. 2 (8), (2011).
- Ishigaki, M., et al. STED super-resolution imaging of mitochondria labeled with TMRM in living cells. Mitochondrion. 28, 79 (2016).
- Liss, V., Barlag, B., Nietschke, M., Hensel, M. Self-labelling enzymes as universal tags for fluorescence microscopy, super-resolution microscopy and electron microscopy. Scientific Reports. 5, 17740 (2015).
- Sergé, A., Bertaux, N., Rigneault, H., Marguet, D. Dynamic multiple-target tracing to probe spatiotemporal cartography of cell membranes. Nat Methods. 5 (8), (2008).
- Appelhans, T., Busch, K. B. Dynamic imaging of mitochondrial membrane proteins in specific sub-organelle membrane locations. Biophysical reviews. 9 (4), 345-352 (2017).
- Wilmes, S., et al. Triple-color super-resolution imaging of live cells: resolving submicroscopic receptor organization in the plasma membrane. Angewandte Chemie. 51 (20), 4868-4871 (2012).
- Niewidok, B., et al. Single-molecule imaging reveals dynamic biphasic partition of RNA-binding proteins in stress granules. J Cell Biol. , (2018).
- Wurm, C. A., Jakobs, S. Differential protein distributions define two sub-compartments of the mitochondrial inner membrane in yeast. FEBS Lett. 580 (24), 5628-5634 (2006).
- Schmidt, R., Wurm, C. A., Punge, A., Egner, A., Jakobs, S., Hell, S. W. Mitochondrial cristae revealed with focused light. Nano Lett. 9 (6), 2508-2510 (2009).
- Kukat, C., Wurm, C. A., Spahr, H., Falkenberg, M., Larsson, N. G., Jakobs, S. Super-resolution microscopy reveals that mammalian mitochondrial nucleoids have a uniform size and frequently contain a single copy of mtDNA. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (33), 13534-13539 (2011).
- Beinlich, F., Drees, C., Piehler, J., Busch, K. Shuttling of PINK1 between Mitochondrial Microcompartments Resolved by Triple-Color Superresolution Microscopy. ACS chemical biology. 10 (9), 1970-1976 (2015).
- Shim, S., et al. Super-resolution fluorescence imaging of organelles in live cells with photoswitchable membrane probes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (35), 13978-13983 (2012).
- Sbalzarini, I., Mezzacasa, A., Helenius, A., Koumoutsakos, P. Effects of Organelle Shape on Fluorescence Recovery after Photobleaching. Biophysical Journal. 89 (3), 1482-1492 (2005).
- Reits, E., Neefjes, J. From fixed to FRAP: measuring protein mobility and activity in living cells. Nature Cell Biology. 3 (6), E145-E147 (2001).
- Goehring, N., Chowdhury, D., Hyman, A., Grill, S. FRAP Analysis of Membrane-Associated Proteins: Lateral Diffusion and Membrane-Cytoplasmic Exchange. Biophysical Journal. 99 (8), 2443-2452 (2010).
- Bacia, K., Haustein, E., Schwille, P. Fluorescence correlation spectroscopy: principles and applications. Cold Spring Harbor protocols. 2014 (7), 709-725 (2014).
- Sukhorukov, V., Dikov, D., Busch, K., Strecker, V., Wittig, I., Bereiter-Hahn, J. Determination of protein mobility in mitochondrial membranes of living cells. Biochimica et biophysica acta. 1798 (11), 2022-2032 (2010).
- Kim, T. K., Eberwine, J. H. Mammalian cell transfection: the present and the future. Anal Bioanal Chem. 397 (8), 3173-3178 (2010).
- Graham, F. L., van der Eb, A. J. A new technique for the assay of infectivity of human adenovirus 5 DNA. Virology. 52 (2), 456-467 (1973).
- Wedeking, T., et al. Spatiotemporally Controlled Reorganization of Signaling Complexes in the Plasma Membrane of Living Cells. Small. 11 (44), 5912-5918 (2015).
- Mironov, S. L., Ivannikov, M. V., Johansson, M. [Ca2+]i signaling between mitochondria and endoplasmic reticulum in neurons is regulated by microtubules. From mitochondrial permeability transition pore to Ca2+-induced Ca2+ release. J Biol Chem. 280 (1), 715-721 (2005).
- Poot, M., et al. Analysis of mitochondrial morphology and function with novel fixable fluorescent stains. J Histochem Cytochem. 44 (12), 1363-1372 (1996).
- Tokunaga, M., Imamoto, N., Sakata-Sogawa, K. Highly inclined thin illumination enables clear single-molecule imaging in cells (vol 5, pg 159). Nature Methods. 5 (5), 455 (2008).
- Elmokadem, A., Yu, J. Optimal Drift Correction for Superresolution Localization Microscopy with Bayesian Inference. Biophys J. 109 (9), 1772-1780 (2015).
- Barlag, B., et al. Single molecule super-resolution imaging of proteins in living Salmonella enterica using self-labelling enzymes. Sci Rep. 6, 31601 (2016).
- Tokunaga, M., Imamoto, N., Sakata-Sogawa, K. Highly inclined thin illumination enables clear single-molecule imaging in cells. Nature Methods. 5 (2), 159-161 (2008).
- Mortensen, K. I., Churchman, L. S., Spudich, J. A., Flyvbjerg, H. Optimized localization analysis for single-molecule tracking and super-resolution microscopy. Nat Methods. 7 (5), 377-381 (2010).
- Jin, S., Youle, R. J. PINK1- and Parkin-Mediated Mitophagy at a Glance. Journal of Cell Science. 125, 795-799 (2013).
- Yamano, K., Youle, R. J. PINK1 is degraded through the N-end rule pathway. Autophagy. 9 (11), 1758-1758 (2013).
- Wiedemann, N., et al. Machinery for protein sorting and assembly in the mitochondrial outer membrane. Nature. 424 (6948), 565-571 (2003).
- Thompson, R., Larson, D., Webb, W. Precise Nanometer Localization Analysis for Individual Fluorescent Probes. Biophysical Journal. 82 (5), 2775-2783 (2002).
