Summary
我们介绍了小鼠原位乳腺癌模型和根治性乳房切除术模型与生物发光技术, 以量化肿瘤负担, 以模拟人类乳腺癌的进展。
Abstract
在体内小鼠模型, 以评估乳腺癌进展是必不可少的癌症研究, 包括临床前的药物开发。然而, 大多数的实际和技术细节通常被省略在出版的手稿, 因此, 这使得它的挑战, 重现模型, 特别是当它涉及手术技术。生物发光技术允许评估少量的癌细胞, 即使在肿瘤无法感觉到的情况下也是如此。利用荧光素酶表达癌细胞, 我们建立了一个乳腺癌原位接种技术具有较高的肿瘤发生率。肺转移是通过体外技术评估的。然后, 我们建立了一个低局部复发率的乳房切除术模型, 以评估转移性肿瘤负担。本文分别详细介绍了肿瘤发生率高、局部复发率低的乳腺癌原位植入术和乳房切除术的手术技术, 以提高乳腺癌模型的效率。
Introduction
动物模型在癌症研究中发挥着关键作用。当一个假设在体外得到证实时, 应该在体内进行测试, 以评估其临床相关性。与体外模型相比, 动物模型往往更好地捕获癌症进展和转移, 在动物模型中测试一种新药作为药物开发的临床前研究 1, 2 是至关重要的。然而, 动物实验的技术细节往往在发表的文章中没有得到很好的描述, 因此很难成功地复制这个模型。事实上, 建立这些原位接种和乳房切除术模型的作者经历了漫长而严格的试验和错误过程。癌细胞接种后肿瘤发生的成功率是决定动物研究成功和效率的关键因素之一.小鼠的细胞系和接种细胞数量、接种部位和菌株都是重要因素。众所周知, 与体外技术相比, 由于个体差异, 动物实验的结果有巨大的差异。因此, 使用具有标准技术的成熟模型对于获得稳定的结果、提高动物实验的效率、避免误导结果具有重要意义。
本文为建立乳腺癌原位切除术和乳房切除术小鼠模型提供了完善的技术。这些方法的目的是: 1) 模仿人类乳腺癌的进展和治疗课程, 2) 进行体内实验, 与其他乳腺癌接种或乳房切除术技术相比, 效率更高, 成功率更高。在原位癌细胞接种中, 为了模仿人类乳腺癌的进展, 我们选择 #2 乳腺脂肪垫作为接种部位, 位于胸部。在大多数研究中, 乳腺癌细胞是皮下注射 5.这种技术不需要手术, 因此, 它是简单和直接的。然而, 皮下微环境与乳腺微环境有很大的不同, 导致不同的癌症进展, 甚至分子谱6,7。一些研究使用位于腹部的乳腺 #4 作为接种部位6。然而, 由于 #4 乳腺位于腹部, 最常见的转移模式是腹膜癌病 7, 它发生与少于10% 的转移性乳腺癌8。乳腺癌所产生的技术, 在 #2 乳腺, 转移到肺, 这是最常见的乳腺癌转移部位之一9。
与其他乳腺癌接种技术相比, 与其他乳腺癌接种技术相比, 该技术的目标也是实现更高的肿瘤发生率, 肿瘤大小变异性最小。为此, 在胶质蛋白质混合物中悬浮的癌细胞通过胸壁前半切口在直视下接种。与皮下或非手术注射相比, 这种技术产生了较高的肿瘤发生率, 肿瘤大小和形状的变异性较小, 如先前报道的 3,7。
我们还介绍了一种小鼠根治性乳房切除术技术, 其中原位乳腺肿瘤切除与周围的组织和腋窝淋巴结。在临床环境中, 无远处转移疾病乳腺癌患者的护理标准是乳房切除术 10,11。在乳房切除术前, 通过影像学和前哨淋巴结活检测量腋窝淋巴结转移。如果没有腋窝淋巴结转移的证据, 病人则接受全或部分乳房切除术, 其中省略腋窝淋巴结切除术。全乳房切除术是一种将乳腺癌切除为整体的技术, 而部分乳房切除术则是以周围正常乳房组织的边缘切除乳腺癌, 从而保存乳房内剩余的正常乳房组织。病人。然而, 在乳房部分切除术后保持剩余正常乳房组织的患者需要术后放疗,以避免局部复发10。腋窝淋巴结转移的患者进行根治性乳房切除术, 切除乳腺癌, 所有正常的乳房组织和腋窝淋巴结, 并侵入组织共 10,11。在小鼠模型中, 对腋窝淋巴结转移和/或术后辐射的监测是不合理或不可行的。因此, 我们利用根治性乳房切除术技术, 以避免局部或腋窝淋巴结转移。
肿瘤细胞通过尾静脉接种是最常见的肺转移小鼠型 12, 即所谓的 "实验转移"。此模型易于生成, 不需要手术;然而, 它不模仿人类乳腺癌的进展, 这可能会导致不同的转移性疾病行为。为了模仿乳房切除术后经常发生转移的人类乳腺癌治疗过程, 在原位癌细胞接种后切除原发肿瘤。与先前报道的13例单纯肿瘤切除相比, 这种技术产生的局部复发较少, 对新的治疗、临床前研究和转移性乳腺癌研究非常有用。这里描述的技术适用于大多数乳腺癌原位模型实验。然而, 重要的是要考虑到, 胶状蛋白混合物可以影响微环境和手术可以影响压力免疫反应 14.因此, 研究微环境和压力/免疫反应的研究人员应意识到潜在的混淆因素。
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Protocol
所有实验均获得罗斯威尔公园综合癌症中心机构动物护理和使用委员会的批准。
请注意:获得了9到12周的雌性 balb1 小鼠。4t1-幸运2细胞, 一种小鼠乳腺腺癌细胞系, 来自自 balbse 小鼠, 已被设计为表达荧光素酶, 被使用。这些细胞在罗斯威尔公园纪念研究所 (rpmi) 1640 培养基中培养, 培养基中含有10% 的胎儿牛血清 (fbs)。
1. 仪器的制备
- 在组织培养罩中的冰上解冻冷冻凝胶状蛋白质混合物 (如 matrigel)。
- 手术前清洁和高压灭菌两套手术器械 (显微解剖剪刀、adson 钳子和针架)。准备消毒的5-0 真丝缝线和干燥的消毒剂 (计划进行连续手术时)。
- 用剪子夹住老鼠的中间胸毛, 并在手术前对耳朵拳打脚踢, 对老鼠进行鉴定。
-
准备过程表, 该过程表可立即用于操作。
- 铺上吸水垫, 用胶带固定眼角, 用胶带固定麻醉鼻锥, 在操作空间旁边放置消毒剂和消毒剂 (氯己定、碘和75% 乙醇), 并将小鼠按操作顺序放置。
2. 细胞的制备 (10 小鼠)
请注意:细胞应接种1小时后, 脱离菜品, 以避免降低细胞活力。具体而言, 细胞悬浮液应在15分钟内混合到胶状蛋白质混合物中, 将细胞从盘子中分离出来, 以保持其活力。
- 在 rpmi 1640 培养基中培养 4t1-幸运2细胞, 在 5% co 2 的37°c 加湿孵化器中, 在10% 的 fbs 中表达荧光素酶.
- 用10毫升血清学移液器用磷酸盐缓冲盐水 (pbs) 清洗10厘米的10厘米的盘子中的粘附 4t1-luc2 细胞。使用 p1000 移液器加入1毫升0.25% 胰蛋白酶, 然后在37°c 孵育样品5分钟。然后, 使用5毫升血清学移液器添加4毫升生长介质 (rpmi-1640, 含 10% fbs), 并将细胞悬浮液转移到组织培养罩中的15-ml 锥形管中。以 180 x g 离心细胞悬浮液 5分钟 。
- 在 pbs 2 毫升中吸收上清液并重新悬浮细胞;然后, 使用血细胞仪计算细胞数数。
- 将 2 x 10 6 4t1-luc2细胞悬浮在组织培养罩中40μl 的冷 pbs (ph 7.4, 4°c) 中。
- 将40μl 细胞悬浮液与凝胶蛋白混合物的360μl 混合在组织培养罩冰上的 1.5 ml 微离心管中。
请注意:最终浓度为 1 x 10 5/20μl (1:9 pbs:胶状蛋白质混合物).对于原位模型 (无乳房切除术), 使用了 1 x 10 4/20μl的最终浓度, 以避免达到安乐死标准 (肿瘤大小 & gt; 2 厘米) 在两周内。
3. 癌细胞接种
- 将小鼠放入麻醉诱导室, 用2-4 异氟烷和 0.2 lmmin 氧气流动, 直到小鼠平静呼吸 (2-4)。
- 抓住小鼠, 皮下将 0.05 mg/kg 丁丙诺非注射到其肩部。
- 通过对脚趾捏缺乏反应来确认充分的麻醉。将鼠标的鼻子插入小鼠面罩的孔, 从而可以吸入麻醉2-4 异氟醚和 2 l/min 氧气流动连接到木炭罐单元。
- 使用实验室胶带约束老鼠的四肢, 用氯己定、碘和75% 乙醇对皮肤进行消毒, 用棉签对其进行消毒。
- 用无菌显微解剖剪刀在胸前壁中间做一个5毫米的皮肤切口, 提起切口旁边的右侧皮肤, 用剪刀将皮肤从胸壁上拆开, 然后将皮肤倒置, 露出右 #2乳房脂肪垫。
- 用1毫升的胰岛素注射器将20μl 的癌细胞悬浮液用 28.5 g 针注射到直接视觉下的脂肪垫中。
请注意:针头穿过伤口, 而不是皮肤。在取出针头之前, 请将针头保持在脂肪垫中 5秒, 这样凝胶状蛋白质混合物就可以固化。 - 用5-0 不吸收的缝线缝合皮肤切口。
- 手术后, 将动物送回干净的笼子, 并对其进行监测, 直到它们恢复并自由移动 (约1-2分钟后)。如果动物在手术后24小时内似乎身体不好, 则应服用丁丙诺非 (0.2 mg/2 kg)。
- 手术后 7 d 在麻醉下取下缝合线 (见步骤 3.1) 7 d。
4. 乳房切除术
请注意:乳房切除术的时间是非常重要的。如果做得太早, 就不会发生肺转移。如果做得太晚, 原发肿瘤已经侵入了主要血管, 这使得完整的肿瘤切除具有挑战性。因此, 对乳房切除术的多个时间点进行了测试, 以确定在切除前等待转移时, 哪个时间点产生了适当的平衡。在50多个小鼠实验中, 结果表明, 在癌细胞接种后 8天 (或当肿瘤大小达到5毫米) 乳房切除术是实现这一平衡13的理想时间点.
- 用2-4 吸入异氟烷并注射丁丙诺非的小鼠 (见步骤3.1 和 3.2)。
- 约束鼠标并对其皮肤进行消毒 (参见步骤 3.4)。
- 用显微解剖剪刀, 在最初的癌细胞接种时留下的手术疤痕左侧做一个5毫米的皮肤切口2毫米。将切口伸向前肢根部, 以切除肿瘤、包括手术疤痕在内的皮肤、与肿瘤接触的病变, 以及大部分时间在乳房时没有明显淋巴结的腋窝淋巴结盆地体13。确保不要损坏腋窝静脉。
- 缝合皮肤缺陷, 使用无菌5-0 不可吸收的缝合形状的 "y"。
- 与步骤3.8 中的一样, 将鼠标返回到干净的笼子和监视器, 直到它们恢复。
- 手术后 7天, 在麻醉下取出缝合线 (参见步骤 3.1)。
5. 原发肿瘤 (无乳房切除术的原位静脉接种) 或肺转移 (乳房切除术模型) 的生物发光定量
请注意:对于原发肿瘤负担的定量, 生物发光从原位接种后的第二天开始每周测量2倍。对于肺转移定量, 从乳房切除术后的第二天开始, 每周测量2倍的生物发光。
- 在 dulbecco 的磷酸盐缓冲盐水 (dpbs) 中溶解 d-荧光素, 最终浓度为 15 mg/ml, 在组织培养罩中。将其注入光屏蔽 1.5 ml 微离心管中。将稀释后的溶液存放在-80°c。
请注意:对于20克小鼠, 需要200μl 的稀释 d-荧光素。 - 打开映像软件, 然后单击 "初始化"。
请注意:冷却电荷耦合器件 (ccd) 大约需要15分钟。当 ccd 达到设定温度时,温度条的颜色从红色变为绿色。 - 在成像之前, 将2-4 异氟醚对小鼠进行成像, 并在专用的诱导室中进行处理 (见步骤 3.1)。
- 称重老鼠。
- 使用 28.5 g 针, 在腹中的腹腔内注射 150 mg/kg d-荧光素。
- 将每个鼠标与成像系统内的鼻锥安装在仰角位置 (同时最多放置5只小鼠)。在成像过程中, 通过鼻锥保持麻醉在 1%-3% 异氟醚 (100% 氧气)。
-
每5分钟拍摄一次图像, 以检测峰值生物发光 50分钟 (或直至确认的峰值生物发光)。
- 选择"发光" "为"自动 "、" 作为"中"、 "视场" ("视场") "为d"。
- 单击 "获取"以捕获图像。
- 将老鼠送回笼子里, 并对它们进行监测, 直到它们恢复 (见步骤 3.8)。
6. 肺转移瘤负担的前体成像定量
请注意:肺转移定量适用于有乳房切除术和无乳房切除术模型的原位接种。在乳房切除术模型中, 根据目的选择体外成像或存活观察。在原位接种 (无乳房切除术) 模型中, 大多数病例在接种后约21天产生原发肿瘤大小的安乐死标准 (& gt; 2 厘米)。
- 通过体外成像在癌细胞接种21天后定量肺转移性病变。
- 将2-4 异氟醚的小鼠在专用的诱导室中进行麻醉 (见步骤 3.1)。
- 称重老鼠。
- 腹腔内注入 150 mg/kg d-荧光素 (见步骤 5.6)。
- 注射15分钟后, 用颈椎脱位对小鼠进行安乐死。
- 用弯曲的梅奥剪刀切开腹部中部的皮肤和腹膜, 打开腹部。将切口向左和向左延伸。用钳子拉出肝脏, 直到横隔膜被可视化;然后, 切断隔膜。
- 使用弯曲的梅奥剪刀, 削减双侧肋骨从 caudad (第12肋骨) 头 (第一肋骨) 通过翻转胸前壁暴露肺部。
- 识别胸腔食道, 它看起来像一根连接肺部和脊柱的绳子, 通过抬起肺部使用钳子, 然后, 用微解剖剪刀切割食道。
- 使用钳子 (使用牵引拉向下, 在头的方向到 caudad) 抬起双侧肺和心脏, 然后, 用显微解剖剪刀将气管和主要血管切割到头部的肺先端。
请注意:这就可以将肺和心脏与身体隔离。 - 用显微解剖剪刀将心脏从肺部取出。
- 把肺放在10厘米的培养皿里。
- 在安乐死后 5分钟 (注射荧光素后 20分钟), 捕捉生物发光图像 (参见步骤5.7.1 和 5.7.2)。
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Representative Results
原位模型的目的是模仿人类癌症的进展 (即, 原发肿瘤的生长, 其次是淋巴结转移, 然后是远处的肺转移)15。癌细胞接种后, 定期量化生物发光 (2 至 3个星期) (图 1a)。肺部的生物发光比原发性病原发病变更深、更小。生物发光主要反映活小鼠3的原发肿瘤负担 (图 1b和1B)。肿瘤大小也通过卡尺测量。肿瘤体积是使用以下公式估计的: 体积 = (长度) x (宽度) 2/2 (图 1d).生物发光和卡尺测量对肿瘤负担的量化在具有代表性的结果中表现出类似的趋势 (图 1b和1B);然而, 我们有时会遇到差异。我们假设, 量化原始肿瘤负担使用生物发光比测量肿瘤大小的卡钳时, 肿瘤的大小小于1.5 厘米。因为它反映了活的癌细胞, 即使是少量的细胞也可以通过生物发光检测到, 只有癌细胞才能在肿瘤内部检测到, 不包括浸润免疫细胞或周围的基质细胞 3。该模型可用于评价抗癌药物介导的肿瘤回归效果和免疫反应3,7,16。肺转移瘤的肿瘤负担也可以通过该模型中的体外成像来量化 (图 1e);然而, 其局限性在于, 小鼠必须安乐死, 以量化转移性肿瘤的负担。
乳房切除术模型的目的是: 1) 复制人类乳腺癌的护理治疗标准, 即手术切除原发肿瘤17; 2) 允许在体内对转移性肿瘤负担进行连续定量。该模型在临床前研究新疗法的发展中特别有用.正如之前发表的, src 抑制剂 azd0530 显示在临床前小鼠模型中的疗效, 但在乳腺癌治疗的临床试验中失败, 显示在原发性病变的疗效使用原位接种没有乳房切除术, 但不利用乳房切除术模型进行肺转移。虽然抗癌药物 (如炭疽素) 有时在人类中被用作治疗原发性乳房肿瘤的新辅助疗法, 但绝大多数药物被用作辅助治疗, 手术后给予药物, 以降低复发风险。治疗临床上无法检测到的癌症或作为姑息治疗转移性癌症1,7,18。由此建立了乳房切除术模型, 该模型与人类治疗过程11进行了模拟.
癌细胞接种8天后, 原发肿瘤被手术切除 (图 2)。为了检测任何药物的转移性病变的有效性, 它应该在乳房切除术后进行。该模型允许肺转移性病变定量, 以及全身转移性病变定量, 只要转移性肿瘤负担有可检测的生物发光利用体内成像。前胸壁局部复发率较低。根据我们的经验, 50多只小鼠实验的局部复发率不到5%。然而, 如果术后第1天的生物发光超过 1.00 e + 06 光子 (比其他个体大 10倍), 则局部残留肿瘤13的可能性很大。如果存在残留的癌细胞, 两周内就会出现明显的肿瘤。当存在局部残留肿瘤时, 生物发光主要反映的是局部复发, 而不是任何转移病变。已知局部残留肿瘤的行为与远处转移19有很大的不同;因此, 那些局部复发的动物 (根据我们的经验 lt;5%) 应该被排除在任何进一步的分析之外。这种乳房切除术模型还允许连续转移性肿瘤负担监测, 而无需对动物实施安乐死。此外, 这种生物发光监测可以通过体外肺转移定量来证实。而不是量化肺转移通过体内成像, 从而对动物进行安乐死, 小鼠手术治疗后的生存也可以作为可翻译的临床终点进行监测 (图 2d)。由于没有原发性病变, 小鼠无法满足安乐死肿瘤标准, 一般定义为 gt;2 厘米的肿瘤大小或原发肿瘤溃疡。在这个4t1 乳房切除术模型中, 所有的小鼠在癌细胞接种后60天内就死于转移。
图 1: 没有乳房切除术的原位模型概述.(a) 此面板显示利用4t1 同源模型的正位模型的时间过程。(b) 这个面板显示了一个主要反映原发肿瘤的原位模型的全身生物发光。错误栏指示平均值 (n = 10) 的标准错误。(c) 此面板显示全身生物发光 (同一鼠标) 的串行图像。刻度条表示1厘米 (d) 这个面板显示了面板 b的实际肿瘤大小, 用卡钳测量。错误栏指示平均值 (n = 10) 的标准错误。(e) 该面板显示 10个原位模型小鼠的肺外体内生物发光图像 (n = 10)。刻度栏指示1厘米. 请点击这里查看此图的较大版本.
图 2: 乳房切除术模型概述.(a) 该面板显示4t1 原位同种植入术后乳房切除术模型的时间过程。刻度条表示1厘米 (b) 该面板显示乳房切除术模型的全身生物发光, 主要反映转移性病变。错误栏指示平均值 (n = 10) 的标准错误。(c) 此面板显示全身生物发光 (同一鼠标) 的串行图像。利用体外成像, 证实这些信号是肺转移产生的, 肺切除后全身影像学检查无局部复发。刻度条 = 1 厘米 (d) 这个面板显示了乳房切除术模型的卡普兰-梅耶尔生存曲线, 没有任何药物治疗。老鼠在达到安乐死标准时, 都会被安乐死, 任何病态的情况下。请点击这里查看此图的较大版本.
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Discussion
在过去的十年里, 我们已经建立了多种小鼠癌症模型, 包括乳腺癌模型3、7、13、16、20、21.此前 , 我们证明 , 乳腺癌细胞在直视下对乳腺组织进行原位接种 , 产生的肿瘤比在周围注射细胞时没有手术切口 7 的肿瘤体积变化较小 ..通过在胶状蛋白质混合物中使用细胞悬浮液, 改进了这一模型。胶质蛋白混合悬浮细胞产生的肿瘤形态呈圆形, 变异性较小, 而 pbs 悬浮细胞产生的肿瘤分散在乳腺3 中。
我们进一步证实, 这里提出的手术原位植入法产生的肿瘤与非手术或皮下注射产生的基因相比, 这些基因的相互作用网络在癌症进展中很重要注射7。这些发现表明, 与非手术原位或皮下注射7相比, 该模型更好地模仿人类乳腺癌.我们还证明, 该模型适用于评估免疫介导的乳腺癌回归使用同种异体排斥 3。然而, 皮肤切口也会引起肿瘤周围的炎症 14.因此, 根据调查人员检验的假设, 重要的是要考虑炎症是一个可能的混淆因素。
除了新辅助设置外, 绝大多数全身治疗都是在手术切除原发乳房肿瘤11例后进行的.到目前为止, 大多数新药开发的临床前研究评估的是原发肿瘤的药物反应, 但不是转移性病变1,18 的药物反应。动物模型和人类治疗之间的这种差异很重要, 因为转移性病变的基因谱与原发性病变22的基因图谱有显著差异, 这对癌症生物学和治疗具有重要意义特别是在有针对性的治疗的时代22。因此, 应评估药物的辅助治疗的有效性, 在转移病变, 而不仅仅是在原发肿瘤。利用4t1 乳腺癌原位模型16, 验证了原位接种后淋巴结和肺转移形成的时间。我们还证明, 使用乳房切除术模型23切除原发肿瘤可以提高转移性乳腺癌的生存率。因此, 我们试图建立一个乳房切除术模型后, 原位癌细胞植入术。然而, 建立这种低局部递归模型花费了很长时间。由于癌细胞是通过手术切口注射的, 癌细胞很容易迁移到伤口中。此外, 癌细胞侵入与肿瘤直接接触的组织, 如周围的胸壁肌肉和皮肤。癌细胞也转移到腋窝淋巴结, 而没有形成可见的腋窝肿块在乳房切除术时。虽然切除肿瘤可能是一个更容易的技术, 这样做是不可翻译的乳房切除术在乳腺癌治疗, 因为它导致局部复发13。因此, 建立这种 "根治性乳房切除术模型" 是为了从胸壁前和腋窝淋巴结盆地切除所有癌细胞, 如图 2所示。通过组织学和肺外活体成像证实肺转移, 肺切除后全身影像学检查无发光病变。在这个4t1 原位模型中, 癌细胞最终转移到肺部, 在所有病例中都在21天内。然而, 转移的时间取决于原发肿瘤的大小;因此, 较少原发肿瘤大小变异性不仅对监测原发肿瘤重要, 而且对转移性肿瘤负担也很重要。通过使用胶状蛋白混合物, 可以最大限度地减少肿瘤大小的变化。然而, 胶质蛋白混合物也会影响肿瘤的微环境。因此, 应根据调查人员的假设, 考虑与胶质蛋白混合物使用相关的潜在混淆因素。
利用这些技术和表达荧光素酶表达的癌细胞, 即使在不可接触的肿瘤中, 也可以在测量误差较小的情况下量化肿瘤负担。有两个记者系统, 生物发光和荧光, 以可视化活体动物的信号。虽然有报道称, 生物发光和荧光的信号都可以足够明亮, 可以量化, 但当目标信号非常低时, 荧光的背景信号较高, 从而降低了检测的准确性。相反, 在较低的信号中, 以更低的精度检测生物发光, 背景干扰较少 24。因此, 大多数研究者更喜欢在活体动物实验中使用生物发光记者系统 24,25。然而, 生物发光对肿瘤负担的量化也有其局限性。当荧光素通过心血管灌注到达癌细胞时, 荧光素表达细胞会发光.如果病变有缺氧、低灌注的部位, 荧光素不会传递给细胞, 因此, 生物发光值可以测量到低于实际的肿瘤负担。事实上, 当肿瘤大小达到1.5 厘米以上时, 我们经历了不适当的生物发光定量。我们假设这是由于描述的缺氧和/或低通气的情况。因此, 当肿瘤达到明显的大小, 肿瘤的负担是量化的生物发光和卡尺测量。生物发光定量的一个重要局限性是小鼠的黑色皮毛。即使在毛皮被去除之后, 皮肤上也会有色素沉着。虽然生物发光可以在黑毛小鼠中检测和量化, 但它可以减少, 因此, 为了减少毛皮颜色对生物发光定量的混淆影响, 对同一皮毛颜色的小鼠进行比较是很重要的。荧光素表达细胞的使用提供了一些独特的研究模式。例如, 可分泌荧光素酶可用于通过测量血液或尿液生物发光28来量化肿瘤负担.在这里介绍的模型中, 直接定量肿瘤细胞的活的活的动物与非分泌荧光素酶是简单和直接的, 这不需要收集血液或尿液样本。
与这里介绍的模型类似, 通过产生更高的肿瘤发生成功率和较小的变异性来生产更有效的动物实验是证明这一发现的关键。在目前的模型中, 一旦调查人员学会了这一技术, 就很容易实现100% 的肿瘤发生率。我们还实现了更高的肿瘤发生率, 而不是我们介绍的模型;此外, 我们已经建立了一个结肠癌原位模型, 利用细胞悬浮液在胶状蛋白质混合物, 连同生物发光技术, 以量化肿瘤负担21。总之, 这里提出的动物模型为癌症研究提供了合适的小鼠模型。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项工作得到了国家卫生研究院 r01ca160688 赠款和苏珊·科明基金会调查员发起的研究赠款 (iir12222224) 对 k. t. 老鼠生物发光图像的支持, 这些图像是由罗斯威公园的共享资源转化成像共享资源获得的综合癌症中心, 由癌症中心支助补助金 (p30ca01656) 和共享仪器赠款 (S10OD016450) 提供支助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Micro Dissection Scissors | Roboz | RS-5983 | For cancer cell inoculation and masstectomy |
| Adson Forceps | Roboz | RS-5233 | For cancer cell inoculation and masstectomy |
| Needle Holder | Roboz | RS-7830 | For cancer cell inoculation and masstectomy |
| Mayo | Roboz | RS-6873 | For ex vivo |
| 5-0 silk sutures | Look | 774B | For cancer cell inoculation and masstectomy |
| Dry sterilant (Germinator 500) | Braintree Scientific | GER 5287-120V | For cancer cell inoculation and masstectomy |
| Clipper | Wahl | 9908-717 | For cancer cell inoculation and masstectomy |
| Matrigel | Corning | 354234 | For cancer cell inoculation |
| D-Luciferin, potassium salt | GOLD-Bio | LUCK-1K | For bioluminescence quantification |
| Roswell Park Memorial Insitute 1640 | Gibco | 11875093 | For cell culture |
| Fetal Bovine Serub | Gibco | 10437028 | For cell culture |
| Trypsin-EDTA (0.25%) | Gibco | 25200056 | For cell culture |
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