Summary
Hier presenteren we een protocol voor het gebruik van de varken superieure epigastrische artery perforator flap als een lesmodule voor hoofd en nek microvasculaire wederopbouw.
Abstract
Levende modellen die vergelijkbaar zijn met chirurgische omstandigheden van de mens zijn nodig voor opleiding gratis-flap oogsten en anastomose. Dierlijke modellen voor opleidingsdoeleinden zijn jarenlang in veel chirurgische velden beschikbaar geweest. We gebruikten het vrouwtje (omdat ze gemakkelijk te hanteren voor de procedure) Yorkshire varkens voor de wederopbouw van hoofd en nek door de diep inferieur epigastrische artery perforator of de superieure epigastrische artery perforator flap te oogsten. De site van de wapendrager (nek huid defect of tracheale muur defect) werd bereid via de dissectie van de gemeenschappelijke halsslagader en de interne halsslagader, in welke 3.5 × loupe vergroting werd gebruikt voor wapendrager zoals we op gevallen van de mens in het echte leven gebruiken. Deze procedure toont een nieuwe trainingsmethode met behulp van een betrouwbare leren model en biedt een gedetailleerde anatomie in een levende scenario. We gericht op het moment van ischemie, oogsten, vaartuig anastomose, en het ontwerpen van de flap aan de defect-site. Dit model verbetert weefsel behandeling en met het gebruik van de juiste instrumenten kan vele malen worden herhaald zodat de chirurg volledig vertrouwen is voordat de operatie op de mens.
Introduction
Wederopbouw na chirurgie voor het hoofd en de nek kwaadaardige ziekten is een ingewikkelde procedure geassocieerd met significante morbiditeit. Microvasculaire gratis-flap reconstructie is goed opgezet als de standaard benadering van wederopbouw voor meer dan 20 jaar1,-2,3. Gratis-flap overdracht speelt een belangrijke rol in de verbetering van het beheer van het hoofd en de nek bij kankerpatiënten en in post-traumatische verwondingen waardoor het verleggen van grenzen van chirurgische excisie van ziekte dan vorige technieken, wat resulteert in grotere patiënt kwaliteit van leven en langer overleven tarieven1,2,3. De verschillende kleppen voor wederopbouw opnemen rotatie, enten en gratis kleppen.
De rol van vrije kleppen in het hoofd en de nek wederopbouw is uitgebreid. Het is de moeilijkste klep te werken, bekwaam en delicate behandeling vereisen. Klep mislukking is een catastrofale gebeurtenis, met significante morbiditeit4,5. Dus is aanzienlijke trainingstijd nodig voor het ontwikkelen van de precisie die nodig zijn voor de succesvolle chirurgische resultaten3,4,5,6,7,8, 9. De steile het leren kromme die is gekoppeld aan een dergelijke operatie kan beïnvloeden het resultaat voor patiënten en behandeling beheer3,4,5,6,7, van invloed zijn op 8,9. Om de trainingstijd en het leren kromme voor nieuwe chirurgen, een model van de opleiding is nodig dat de Nabootsers van de menselijke biologie en biedt soortgelijk chirurgische veld voorwaarden8.
Het doel van deze studie is om te laten zien van de zichtbaarheid van Porcine als een goede opleiding module voor het hoofd en de nek microvasculaire wederopbouw die lijkt op de menselijke geval met verbeterde vaardigheden in de actieve mode.
Deze studie onderzocht het gebruik van een varkens model voor opleiding nieuwe collega's in het hoofd en de nek microvasculaire wederopbouw voor gratis-flap overdracht te bieden een kosteneffectieve en minder stressvol aanvulling op betrouwbare wijze aan de opleiding klinische veld met soortgelijke functies voor gratis-flap procedures. Varkens hebben gebruikt voor vele studies en als het onderwijzen van modellen voor verschillende chirurgische reconstructies, bijvoorbeeld borstreconstructie; 5 echter varkens zijn nooit gebruikt voor hoofd en nek wederopbouw behalve in onze studie voor tracheale wederopbouw als gevolg van de trachea stenose10.
Het idee werd gestart na Frederic Bodin7, die beschrijven de soortgelijke klep voor borstreconstructie. Het belangrijkste voordeel voor de studie over de andere module van microvasculaire opleiding is de actieve livening module met een echte direct resultaat van de procedure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deze studie werd geleid en goedgekeurd door het departement van laboratorium dier middelen, Yonsei biomedische Research Institute, Yonsei University College of Medicine, geaccrediteerd door de vereniging voor de beoordeling en de accreditatie van Laboratory Animal Care International. Deze studie volgde de richtsnoeren voor de zorg en het gebruik van proefdieren van het Instituut van laboratorium dier middelen Commissie op biowetenschappen National Research Council. Alle varkens werden acclimated gedurende één week vóór de bewerking.
1. voorbereiding
- Houd de varkens zonder voedsel voor meer dan 12 h voor narcose met gratis toegang tot water.
Opmerking: Zes vrouwelijke Yorkshire varkens werden gebruikt met een gewicht van 25 – 30 kg per stuk. - Gebruik een 16 Gauge naald van 1 cm lengte te injecteren intramuscularly alfaxan (1 mg/kg), xylazine (2 mg/kg) en azaperone (2 mg/kg) achter en onder het oor tot inleiding van de anesthesie.
- Scheren de anterior middellijn van de nek en de buikwand van het varken met behulp van een chirurgische hair removal scheerapparaat.
- Veilig een intraveneuze (IV) route door de centrale of marginale oor ader aan de posterieure zijde van de oorschelp met een naald van 22-G. Injecteren Ketorolac (1 mg/kg) via een IV-lijn.
- Vervolgens spuiten intramuscularly zoals beschreven in 1.2 atropine (0,04 mg/kg). Injecteren intramuscularly zoals beschreven in 1.2 cefazolin (30 mg/kg).
- Zet het varken liggen in een liggende positie boven de tafel van de operatiekamer.
- Laat het varken naar adem 2 L van zuurstof met 5% van Isofluraan door varkens verdoving maskeren spontaan.
- De stembanden via de mond met behulp van een Laryngoscoop bloot en spuiten ze met twee soezen van 2% lidocaïne actueel oplossing om te voorkomen dat intubatie-geïnduceerde laryngospasm.
- Intubate met een 6.5 mm buis, opblazen van de buis manchet met 3-5 mL lucht met behulp van een injectiespuit zonder naald eraan verbonden zijn.
Opmerking: Capnometry om ervoor te zorgen dat de tracheale buis, die een deel van de verdoving machine uitmaakt, in de juiste positie is en er CO2 terug naar de machine als indicatie van goede oxygenatie is uitvoeren - Het handhaven van de narcose na de intubatie met 2% Isofluraan.
- Gebruik maken van de dierenarts zalf op pig's ogen en sluit deze met een oog cover patch.
2. procedure: Ontvangst Site
- Desinfecteer de nek en de buikwand met de scrub jodium gebaseerde oplossing 1%.
- Start een verticale middellijn incisie in de voorste hals met behulp van blade No. 23 tot het borstbeen.
- Ontleden van de spieren van de riem en lateraal met Kelly weefsel schaar en Lahey oprolmechanisme intrekken.
- De luchtpijp van de eerste ring aan de inlaat van de thoracale bloot.
- Vervolgens, bloot de gemeenschappelijke halsslagader en de interne halsslagader voor de anastomose.
- Het maken van een venster in het tweede of derde tracheale kraakbeen, ~ 1 cm breed met mes nr. 11.
- Kijk voor de Endotracheale tube via de trachea defect gemaakt, en zorg ervoor dat de beluchting door de buis wordt voortgezet met behulp van de ventilator zonder een lek.
3. procedure: Klep Site
Opmerking: De superieure epigastrische artery perforator (SEAP) klep oogst kan worden uitgevoerd, volgens de methode beschreven door Frederic Bodin7.
- Het ontwerp van een flap aan de bovenbuik door een chirurgische viltstift (figuur 1A).
- Maak een elliptische huid incisie 4 x 3 cm met behulp van een scalpel No. 23 naar de voorste schede van de buikwand aan de mediale zijde van de getrokken flap (figuur 1B).
- Verheffen (peel) de klep van de musculus rectus abdominis schede op zoek naar de perforators gaat de klep van de huid terwijl de fascia door de allis.
- De intramusculaire dissectie uitvoeren en volg de perforators voor de superieure epigastrische vaartuigen (figuur 1B)
- Nu het uitvoeren van de laterale huid incisie op de ontworpen klep (figuur 1A) met behulp van een scalpel No. 23 (Figuur 1 c)
- Klem de superieure epigastrische vaartuigen en de venae comitantes met de hemostat superiorly en gebruik van Kelly weefsel schaar te knippen onder de hemostat en afbinden van het vaartuig boven de hemostat door de 3-0 hechtdraad. Vervolgens opstijgen naar de hemostat.
4. anastomosis en sluiting
- Zet op een chirurgische loep.
- Klem de halsslagader slagader met behulp van twee hemostats met 1-2 cm afstand tussen hen.
- Gebruik micro-schaar te knippen tussen de halsslagader en de superieure onderdeel koppelen door dubbele hechtdraad verzekeren geen lekt.
- Gebruik de dubbele klem zonder het frame tussen de halsslagader en de klep slagader.
- Anastomosis start met 10-0 hechtdraad eenvoudige volledige dikte geïnterpreteerd.
- Plaats de eerste twee verblijf hechtingen ongeveer 120 graden uit elkaar op het schip de omtrek dan tussen plaats 2-3 steken.
- Laat de klem. Als er doen bloed lekt de soortgelijke hechtdraad op de druipende site.
- Kijk voor de veneuze terug stroom van venae comitantes.
- Anastomosis zoals beschreven in stap 4.1 tot 4,7 voor de interne halsslagader en de venae comitantes (Figuur 1 d) uitvoeren.
- Gebruik een spuit breinaalden 18 naar de huid zodat de levensvatbaarheid van de klep door het zien van een druppel bloed prikken.
- Sluit de tracheale venster en flap met de fascia van de spier van de SEAP met 3-0 hechtdraad hechtdraad.
- Exteriorize en suture van een peddel van de huid van de SEAP klep aan de cervicale middellijn huid incisie (figuur 2A).
- Sluit de buikhuid incisie (figuur 2B).
5. post-operatieve zorg
- Het varken terug in de vatbaar positie krijgen.
- Stop de Isofluraan en spenen van het varken van de ventilator.
- Laat het varken te herstellen in de dierlijke kooi en nauw zodat haar vlotte herstel van de procedure te volgen.
- Kijk voor de klep op de site van de wederopbouw na genezing (figuur 2C).
- Kijk op de site van de donor in het dier na genezing (figuur 2D).
- Ringer's lactaat debiet van 150 mL/h start tot volledig herstel en 0.3 mg buprenorfine voor analgesie beheren.
- Na de extubation, het varken nauwlettend volgen totdat het voldoende bewustzijn te handhaven positie en ademhaling heeft herwonnen en is in staat om te drinken spontaan.
- Houd de na chirurgie varkens gescheiden plaats van geen bediende dieren.
- Start intramusculaire amoxicilline-clavulanate (14 mg/kg) voor 1 week.
- Start intramusculaire Meloxicam (0,2 mg/kg) voor 1 week.
6. euthanasie
- Start anesthesie voor het varken door het injecteren van propofol via i.v. (5-10 mL) en het onderhouden met Isofluraan 5%.
- Intubate van het varken zoals beschreven op stap (1.1, 1.2, 1.6-1.10).
- De hartstilstand veroorzaken door intraveneuze injectie van 40 mmol KCl.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Wij de procedure uitgevoerd op zes varkens: cervicale huid defect wederopbouw op twee varkens, tracheale wederopbouw op twee varkens en gratis klep testen vasculaire anastomosis apparaat in twee varkens. De varkens werden gecontroleerd voor 3 maanden en er was geen klinische teken van neurologische tekort.
De gemiddelde tijd voor ischemie was 50 min (bereik, 35-80 min); de tijd gedaald als de procedure werd herhaald. De gemiddelde oogsttijd van de zes varkens was 55 min. Er is geen morbiditeit gebeuren op de site van de donor in onze module. De grootte van de gemiddelde stam van de kleppen is 10 cm, die vergelijkbaar is met de meeste die in het menselijk hoofd en nek. De gemiddelde slagader diameter was 4.5 mm vrij groter dan menselijke 2 mm en de diameter van de ader van de gemiddelde 5,84 mm ook vrij groter dan menselijke 2 mm hoewel het simuleert de levensechte ervaring. De huid peddel grootte variërend van 25 cm2 tot 40 cm2 zonder significante effecten op een Flap mislukking (tabel 1).
Met praktijk, werd herhaalde vertrouwen, de vaardigheid en de tijd van chirurgie verbeterd. Helaas kreeg het zaaknummer 5 langere tijd in oogsten en anastomose. De klep in dit geval eindigen met het totale verlies plus de diameter van de slagader was de kleinste die een van de uitdagingen in de chirurgie van de wederopbouw vertegenwoordigt en het was een goede les voor het beoordelen van de selectie van de stam met grote impact in ons succes van de chirurg in echte li Fe.
| Dier | Purpose kostenloos klep | Oogsttijdstip (min.) | Ischemie tijd (min.) | Resultaat van de klep | Donor site morbiditeit | Lengte van de stam (cm) | Ontvangende site | Slagader diameter (mm) | De diameter van de ader (mm) | Huid peddel grootte van klep (cm2) |
| 1 | Cervicale huid defect wederopbouw | 45 | 55 | Overleefd | Geen | 10 | Nek | 4 | 0.ó | 32 |
| 2 | Cervicale huid defect wederopbouw | 50 | 50 | Overleefd | Geen | 10 | Nek | 6 | 5 | 25 |
| Gemiddelde | 47,5 | 52,5 | 10 | 5 | 5,75 | 28,5 | ||||
| 3 | De tracheale defect wederopbouw | 55 | 40 | Overleefd | Geen | 9 | Nek | 5 | 7 | 35 |
| 4 | De tracheale defect wederopbouw | 62 | 45 | Overleefd | Seroom | 15 | Nek | 4 | 6 | 40 |
| Gemiddelde | 58,5 | 42,5 | 12 | 4.5 | 0.ó | 37,5 | ||||
| 5 | Test van apparaat voor vasculaire wapendrager | 70 | 80 | Totaal verlies | N/B | 8 | Nek | 3.5 | 5 | 28 |
| 6 | Test van apparaat voor vasculaire wapendrager | 49 | 35 | Overleefd | Seroom | 8 | Nek | 4 | 5 | 32 |
| 54.625 | 50 | 50.8333 | 10.25 | 10.25 | 4.5 | 5.84375 | 32.25 | 32 |
Tabel 1. Varkens wederopbouw Flap Model meting
Figuur 1. Een varkens model SEAP flap oogsten en het hoofd en de nek wederopbouw. (A) de bovenbuik flapdrawing voor de superieure epigastrische artery perforator (SEAP). (B) SEAP intramusculaire dissectie. (C) de klep bevatte de huid, subcutaan weefsel, spier met fascia en de superieure epigastrische slagader met venae comitantes. (D) de halsslagader en de interne halsslagader post anastomose. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2. Een varkens model na chirurgie en 3 maanden later. (A) huid peddel van de SEAP klep na die en aan de cervicale middellijn huid incisie ingehecht. (B) de buikhuid incisie na sluiting. (C) de nek wederopbouw site 3 maanden later. (D) de site van de abdominale donor na 3 maanden. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Significante morbiditeit en defecten kunnen optreden in hoofd en nek maligniteit patiënten tijdens chirurgische beheer. Microvasculaire gratis weefsel overdracht is essentieel voor de wederopbouw in de meeste gevallen geworden. De levensvatbaarheid van de klep is een kritieke kwestie, die van standvastigheid, nauwkeurige afhandeling van de stam, tactiele gevoel, visueel-ruimtelijke vermogen en uitstekende operationele kasstroom uit de chirurg8. Om deze vaardigheden te ontwikkelen, moet een uitgebreide praktijk met een opleiding model3,4,5,6,7,8,9.
Verschillende studies hebben besproken methoden voor het leren van deze vaardigheden, met inbegrip van vasculaire anastomose, dat de focus van de meeste studies en is voor die een "kaart van de microvasculaire praktijk' werd ontwikkeld; 9 kippen6,7 , en ratten werden gebruikt voor dit doel. Menselijke kadavers zijn ook gebruikt voor veel opleidingen en voor het inschatten van de klinische status; bijvoorbeeld werden menselijke kadavers reperfused7 gebruikt in een studie met goede resultaten. Om onze kennis is er geen gepubliceerde studie met behulp van een SEAP of DIEP flap varkens model voor hoofd en nek gebreken, behalve onze studie over tracheale gebreken, die gemodelleerd respiratoire mucosa en functie. De onderzoeksgroep in Frankrijk5 gebruikt de DIEP-flap, de dwarse musculocutaneous gracilis klep en de superieure gluteos artery perforator flap voor de borstreconstructie. Om te bouwen op onze eerdere studie, we gewend de dezelfde klep voor een defect van cervicale huid de testprocedure voor vasculaire anastomose en trachea gebreken.
De stam diameter en lengte in de varkens model zijn vergelijkbaar met die bij de mens, en de algehele biologische gelijkenis is voldoende na te bootsen klinische veldomstandigheden bij de mens. Deze oefening moet verbeteren, de timing en de vaardigheden die nodig zijn om het delicate oogsten en dissectie van de stam en de juiste wapendrager3,4,5,6,7, 8,9. Helaas, de DIEP-flap, die meestal bij de mens gebruikt wordt, was niet toepassing op dit model als gevolg van haar klein kaliber. Wij vonden dit een groot probleem omdat ons doel was om vaardigheden te ontwikkelen en te herscheppen van realistische fysiologische omstandigheden met reële en onmiddellijke feedback. De gemeenschappelijke halsslagader en de interne halsslagader worden soms gebruikt voor microvasculaire anastomose bij de mens, met name de interne halsslagader, die kan worden gebruikt voor side-to-end of end-to-end anastomose. Hoewel de gemeenschappelijke halsslagader is niet algemeen wordt gebruikt, kan de externe halsslagader worden gebruikt in gevallen wanneer andere takken zijn gewond.
Onze varkens model is een levend dier dat, ondanks enkele anatomische verschillen, klinische omstandigheden in een chirurgische procedure tegen lagere kosten dan een menselijk kadaver betrouwbaar kan benaderen, en geeft echte feedback voor microvasculaire wederopbouw, oogsten en wapendrager uitgevoerd op dezelfde locatie. Bovendien is het model kan helpen ontwikkelen van de beweeglijkheid, visueel-ruimtelijke vermogen en van de veroordeling die nodig zijn voor deze procedures.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd gefinancierd en gesteund door de fundamentele wetenschap Research Program via de nationale onderzoek Stichting van Korea (NRF) gefinancierd door het ministerie van wetenschap, ICT en toekomst Planning (2015R1C1A1A01051907). Dit werk werd ook ondersteund door de fundamentele wetenschap Research Program via de nationale onderzoek Stichting van Korea (NRF) gefinancierd door het ministerie van wetenschap, ICT & toekomst Planning (NRF-2016M3A9E9941746).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Pigs XP Bio, Seoul, South Korea | |||
| Surgical Hair Removal shaver | 3M | ||
| 22 gage catheter | B.BRAUN | ||
| syring with needle size 18 | Jung Rim Medical | ||
| Intramuscular alfaxan | Careside | 10ml/VAL | |
| Intramuscularxylazine | Bayer | ||
| Intramuscular azaperone | Sigma-aldrich | 34223 | |
| Intramuscular atropine | Daewon | 0.5mg/A | |
| Intramuscular cefazolin | Yuhan | 1g | |
| intravenous Ketorolac | Hana Pharm | 30mg | |
| Swine ansthesia mask | DRE | 1392 | |
| endotracheal cuff tube 6.5 mm | SMITH medical | 100/150/065 | |
| ansthesia Machine | Dräger | PRIMUS IE | |
| 2% lidocaine topical solution | Taejoon | ||
| vet ointment | Pfizer | terramycin  |
|
| eye cover patch | Innomed | S-universal010S | |
| betadine solution 1%. | Korea Pharma | ||
| gauze 4*4 | First Medical | 22*30CM 320S | |
| blade No. 23 | Paragon | 23 | |
| lahey retractor | V.Mueller | SU3960 | |
| kelly tissue scissors | SOLCO | 05-1990 | |
| blade No. 11 | Paragon | 11 | |
| surgical marking pen | Aspen Surgical | Regular #2750 | |
| allis | V.Mueller | SU4055 | |
| tie suture | Covidein | non-needle | |
| 3.5× surgical loupe | zeiss | eyemag smart | |
| double clamp without frame | V.Mueller | CH7155 | |
| microscissors | AESCULAP | FD038R | |
| Ringer's lactate | Daehan | 500ml/1bag | |
| amoxicillin–clavulanate | Ilsung | 0.6g/V | |
| Meloxicam | Samil | 7.5mg | |
| propofol | Dong Kook | 120mg/V | |
| intravenous KCl solution | Daehan | 20ml/50P | |
| mosquito curved | SOLCO | 013-0111 | |
| mosquito straight | SOLCO | 05-1050 | |
| ethilone 10-0 suture | ethicone | 10/0W1756 | |
| Vicryl 3-0. | ethicone | 3/0W9890 | |
| buprenorphine | Hanlim | 0.3mg |
References
- Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review. Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).
- Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review. Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).
- Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps. British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).
- Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training. The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).
- Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. Porcine model for free-flap breast reconstruction training. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).
- Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).
- Carey, J. N., et al. Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers. Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).
- Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting. Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).
- Matsumura, N. A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card. Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).
- Kim, W. S., et al. Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application. Scientific Reports. 7 (1), 10022 (2017).
