Summary
在这里, 我们提出了一个从大鼠锁骨下静脉采集血液样本的方案。
Abstract
在动物实验中, 有足够的血量的采血是必不可少的。与其他更具攻击性的方法 (如后眼眶神经丛样本采集) 相比, 从大鼠尾脉采集血液很受欢迎, 压力也较小。然而, 这种采血方法有时受到不令人满意的成功率的限制。在这里, 我们介绍了一种方法, 血液收集通过锁骨下静脉穿刺。锁骨下静脉位于锁骨下, 这个静脉足够大, 以满足血液采集的体积要求。结果表明, 该方法是安全的, 适用于所需血量的采血取样。在大鼠尾静脉采血失败的情况下, 通过锁骨下静脉穿刺采血可作为一种替代采血方法。
Introduction
采血在动物研究中是必不可少的。采血的目标静脉包括眼眶后丛、颈静脉、隐静脉、尾血管和颈动脉1、2、3、4。有时, 血液可以从腹主动脉, 静脉, 甚至心脏5,6,7。在这种情况下, 必须牺牲动物, 不能用于后续观察;因此, 这些方法在日常实验工作中的使用较少。与上述方法相比, 从大鼠尾静脉采集血液很受欢迎, 压力较小 8。
然而, 从尾部静脉采集血液有时受到不令人满意的成功率的限制。有时, 用这种方法也很难获得足够的血量。由于锁骨下静脉足够大, 位于锁骨骨的正下方, 如果常规采血方法不成功, 锁骨下静脉穿刺可以成为采血的另一种方法。本文介绍了一种大鼠锁骨下静脉穿刺采血的方法。
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Protocol
本研究获得湘雅第二医院 (中国长沙) 中南大学动物研究伦理委员会批准。该手稿是根据 arrive (动物研究: 活体实验报告) 指南9编写的。
1. 材料和动物准备
- 准备所需材料: 胶带、脱毛剂、75% 乙醇、采血管、2.5 毫升注射器与针头连接 (24 g、0.6 mm x25 毫米)、剃须刀、电子秤和仪表 (见材料表)。
- 使用 20只 sprague-dawley (sd) 大鼠, 年龄为 8-10, 体重153-200 克 (见材料表)。根据《实验动物护理和使用指南》对老鼠进行饲养10。
- 在标准条件下将老鼠放在一起, 免费获得食物和饮用水。将它们放在530厘米的2个笼子里, 配有刮木床上用品 (每个笼子2只老鼠)。将动物保持在温度控制的室温下, 温度在25°c 左右。
- 在锁骨下静脉穿刺前, 通过腹腔内注射, 在所有动物中引入全身麻醉 (戊巴比妥钠 40 mg kg)。
- 将老鼠置于仰角位置。将后肢固定在舒适的位置, 并将与躯干旁边的身体轴平行的上肢固定。
注: 此过程不需要机械通风 (图 1)。 - 清洁锁骨下空间的两侧, 以去除毛皮 (与剃须器和脱毛剂, 见材料表) 和任何可见的污垢。用75% 乙醇擦拭颈部和胸部皮肤。用纱布保持穿刺区域清洁干燥。
2. 采血程序
注: 锁骨下静脉的两侧都适合穿刺, 在这里我们选择右侧进行穿刺。右锁骨的位置和方向由操作人员的左拇指标识 (图 2)。当上命运的 fossae 在针头的方向上时, 用食指轻轻触摸上的 fossae (图 2)。
- 用肝素溶液 (10 uu/ml) 冲洗无菌 2.5 ml 注射器。
- 将穿刺部位 0.5 mm 尾端定位到右侧锁骨的外部区域 (图 3)。将注射器轻轻移动到穿刺部位的皮肤上。针头进入锁骨下皮肤后, 用操作人员的右手施加负压 (图 4)。
注: 平均血量和最大血量分别为 1.0 ml 和 1.4 ml。针的方向是定位向上的 fossae, 应该是几乎平行的锁骨只是后面的锁骨。通常情况下, 锁骨下静脉可以通过插入约2毫米的针在这个方向达到。一旦针头进入静脉, 血液将在负压下进入注射器。- 保持负压, 直到抽到足够的血量 (图 5)。
- 如果锁骨下静脉采血不成功, 将针头撤回到皮下区域, 并将针头的方向稍微调整到胸骨内部。
- 如果三次尝试失败, 避免从同一一侧的锁骨下静脉, 并使用对侧进行血液采样。
- 采血后, 取出穿刺针, 对穿刺部位施加压力 1-2分钟, 止血。
注: 压力必须非常温和, 以防止窒息。
3. 血液样品处理
- 将血液样本转移到抗凝血包衣真空管 (带 edta) 和离心机 10分钟, 在 1600 x 克收集血浆。
- 将上清液吸到干净的管中, 存放在-80°c (图 6)。
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Representative Results
这里共使用了 20只 sd 大鼠 (雄性 n示 10, 雌性? 10)。血液收集是由熟练的操作人员进行的, 他们在大鼠的锁骨下静脉进行了20多个血液取样, 初学者操作人员则没有在大鼠或其他动物身上进行锁骨下静脉穿刺的经验。在操作之前, 初学者至少观察了由熟练操作人员完成的3个过程。
血液取样成功于17只大鼠通过右锁骨下静脉通道。该手术在3只大鼠 (熟练组为1例, 初学者组2例) 失败, 并通过这3只大鼠的左锁骨下静脉访问成功进行血液取样。表 1显示了每个病例收集的时间过程和血量。初级组 (80%) 和技术组 (90%, p = 0.531) 的成功率相似。在3只大鼠的额外左锁骨下静脉访问中, 两组的成功率均为100%。两个尾学生的t测试显示, 初学者组和熟练组之间的时间花费没有显著差异 (102.1±14.9秒对 843条, p = 0.33,图 7)。在所有手术中, 如气胸、血气胸或手术后大出血, 均未发生严重并发症。所有动物在血液取样后30分钟内存活和恢复。
为了证明学习穿刺程序的困难, 我们进一步比较了熟练和初级组之间的取款次数。如表 2所示, 熟练组的平均取款次数略低于初级组 (1.6±0.3 对 2.5±0.4), 但没有统计意义 (p = 0.0913)。
图 1: 老鼠的位置.老鼠被放置在仰卧驻的位置, 上肢与身体轴平行固定, 就在躯干旁边。请点击这里查看此图的较大版本.
图 2:识别老鼠的表面符号.(a) 操作人员的左手拇指位于右锁骨上, 以确定这根骨头的位置和排列处;(b) 用食指轻轻触摸上的 fossae。请点击这里查看此图的较大版本.
图 3: 穿刺的位置.穿刺部位位于右锁骨的外侧, 有0.5 毫米尾端。请点击这里查看此图的较大版本.
图 4:在注射器中形成负压.一旦针头进入锁骨下皮肤, 右手的手指就会在注射器中移动, 产生负压。请点击这里查看此图的较大版本.
图 5: 将血液吸进注射器.当针头进入锁骨下静脉时, 血液将在负压下进入注射器。负压一直保持到获得足够的血液。请点击这里查看此图的较大版本.
图 6:离心后的等离子体萃取.离心后, 血液被分离成血浆和细胞。请点击这里查看此图的较大版本.
图 7: 不同群体之间的时间过程和成功率.此图表显示熟练群体和初学者组之间花费的时间 (左面板) 或成功率 (右面板) 没有显著差异。初学者组和熟练组的时间课程分别为102.2.1±14.9秒和84.3±9.7 秒,组之间的 p = 0.33。请点击这里查看此图的较大版本.
图 8: 锁骨下静脉的解剖结构.锁骨下静脉位于锁骨的后部和尾端。它与颈内静脉连接形成腕头静脉, 并流入超级静脉, 就在座上的 fossae 之下。请点击这里查看此图的较大版本.
熟练的团队 | 初学者组 | |||||||||
性别 | 体重 (g) | 血量 (毫升) | 时间路线 (s) | 性别 | 体重 (g) | 血量 (毫升) | 时间路线 (s) | |||
s1 | 男性 | 153 | 1。6 | 70 | b1 | 男性 | 149 | 1。6 | 72 | |
s2 | 男性 | 168 | 1。6 | 60 | b2 | 男性 | 158 | 1。6 | 68 | |
s3 | 女性 | 183 | 1。6 | 75 | b3 | 女性 | 190 | 1。6 | 83 | |
s4 | 女性 | 170 | 1。6 | 74 | b4 | 女性 | 160 | 1。6 | 77 | |
s5 | 女性 | 159 | 1。6 | 65 | b5 | 女性 | 153 | 1。6 | 200人 | |
s6 | 男性 | 200人 | 1。6 | 83 | b6 | 男性 | 187 | 1。6 | 92 | |
s7 | 男性 | 178 | 1。6 | 86 | b7 | 男性 | 164 | 1。6 | 99 | |
s8 | 男性 | 187 | 1。6 | 168 | b8 | 男性 | 200人 | 1。6 | 82 | |
s9 | 女性 | 192 | 1。6 | 83 | b9 | 女性 | 198 | 1。6 | 70 | |
s10 | 女性 | 157 | 1。6 | 79 | b10 | 女性 | 175 | 1。6 | 178 |
表 1:血量和时间过程从穿刺到完成的血液收集.s: 技术熟练的群体;b: 初学者。
组 | n | 意味 着 | 硒 | 95% conf. 间隔 | |
B | 10 | 2。5 | 0。4 | 1.59 | 3.41 |
s | 10 | 1。6 | 0。3 | 0.91 | 2.29 |
表 2:两个组之间的取款次数.b: 初学者;s: 熟练的群体。p = 0.0913
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Discussion
本文介绍了一种从锁骨下静脉抽血的替代方法, 表明该方法是可行的、安全的, 适用于大鼠的采血。该方法来源于11例起搏器铅植入术中锁骨下静脉穿刺.锁骨下静脉位于锁骨的后部和尾端, 是腋窝静脉的延续。它从第一肋骨的外缘延伸到前鳞片肌肉12的内侧边界。从这里, 它加入颈内静脉形成腕头静脉, 并流入超级腔静脉, 就在上星下 (图 8)。锁骨很容易被识别, 锁骨下静脉和锁骨之间有明显的解剖关系。在这里, 我们将这一临床技能应用于动物实验。由于上肢在人和大鼠的不同取向, 上肢被放置在树干旁边在过程中暴露空间尾端到锁骨, 这将促进穿刺 (图 1)。
锁骨下静脉比尾静脉大得多。因此, 从锁骨下静脉获得足够的血液比从尾静脉获得足够的血液更容易。每次样品量可达到循环总血量的 10% 1.如果常规的尾静脉抽血或其他途径失败, 研究人员可以考虑锁骨下静脉穿刺。全身麻醉是这个过程所必需的, 这是这个程序的一个主要限制。在这里, 我们使用戊巴比妥钠进行全身麻醉。与其他制剂相比, 戊巴比妥钠很容易注射, 不需要其他特殊仪器。tt布尔amoto 等人报告说, 吸入异氟醚的 spo2 比其他制剂最稳定, 恢复时间较短。在有吸入设备的中心, 异氟醚可被视为13。此外, 由于锁骨下静脉位于胸腔附近, 我们必须小心防止严重的过程相关的并发症, 如气胸和血气胸。针头的方向必须小心方向, 以避免这些并发症。在这里, 针总是与锁骨平行, 并在其后面轻轻地向上的 fossae 移动。结果表明, 使用上述技术可以避免潜在的并发症。在此过程中, 避免针头向胸腔向下移动。此外, 锁骨下静脉的深度必须始终保持在距离穿刺部位约2毫米的地方。
有时, 来自一方的尝试可能会失败。我们不建议从同一方进行3次以上的尝试。在这种情况下, 用对方进行穿刺, 可以提高血液采样的成功率。为了进一步说明我们的方法的可行性, 我们测试了初学者群体和熟练群体之间的成功率和花费的时间。有趣的是, 这些群体之间没有统计学意义 (p = 0.33), 这证明了这种新开发的方法的实用性。
正如这里所讨论的, 主要的限制是一方面的成功率。如果手术失败, 必须考虑锁骨下静脉的另一侧。在这一过程中使用全身麻醉, 戊巴比妥钠的恢复时间平均约为30分钟。异氟醚吸入麻醉的恢复时间要短得多, 采用新的麻醉方法有助于缩短手术时间。我们表明, 这种方法适用于老鼠, 但我们还没有测试它对老鼠等较小动物的适用性。
研究结果表明, 锁骨下静脉穿刺法对大鼠血液样本采集是安全可行的。当需要大量血液时, 这种方法特别有价值。如果传统的血液取样程序失败, 这种方法是一种最佳的替代方法。
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Disclosures
这项工作得到了国家自然科学基金81670269、81500355号和81670269赠款的支持。
Acknowledgments
未声明。
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
rats | Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, Hunan Province, China) | ||
stastical software | SPSS Statistics 17 | ||
epilating agent | France Yi Sha Cosmetics Co.,Ltd(Guangzhou, Guangdong Province ,China) | ||
2.5 mL syringe | Shandong Weigao Group Medical Polymer Co.,Ltd(Weihai,Shandong Province ,China) | ||
hair shaver | Shanghai FLYCO Electric Co., Ltd(Shanghai,China) | ||
adhesive tape | 3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Germany) | ||
Pentobarbital sodium | Merck | ||
75% ethanol | Department of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity | ||
blood collection tube | Hubei Jinxing Technology&Development Co.,Ltd (Wuhan Hubei Province,China) (2ml) | ||
electronic scale | Dongguan Shengheng Electronics Co.,Ltd (Dongguan,Guangdng Province,China) | ||
canvas gloves | for anethesia | ||
hepain | Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co.,Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China) (2mL, 12500 IU) | ||
physical saline | Hunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd(Yueyang ,Hunan Province,China) (100ml) |
References
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
- Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
- Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).
- Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies. Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).
- Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture. Journal of Visualized Experiments. (90), e51969 (2014).
- Cochran, B. J., et al. Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).
- Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
- Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
- Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
- National Institute of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th, National Academies Press (US). US (Washington DC). (2011).
- Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation. Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).
- Luis, A. L., et al. Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia. Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).
- Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).