Summary
Este protocolo descreve a produção de filamento policaprolactona (PCL) com microesferas de (PLA) de ácido polilático incorporado que contêm matrizes decellularized (DM) para impressão 3D estruturais de engenharia de tecidos construções.
Abstract
Bioprinting 3D visa criar andaimes personalizados que são biologicamente ativos e acomodar o tamanho desejado e geometria. Um backbone de termoplástico pode fornecer estabilidade mecânica semelhante ao tecido nativo enquanto agentes biológicos oferecem pistas composicionais de células progenitoras, levando a sua migração, proliferação e diferenciação para reconstituir os tecidos originais / órgãos1,2. Infelizmente, muitos compatível com impressão 3D, polímeros biorreabsorvível (tais como o ácido polilático, PLA) são impressas em temperaturas de 210 ° C ou superior - temperaturas que são prejudiciais para produtos biológicos. Por outro lado, policaprolactona (PCL), um tipo diferente de poliéster, é uma matriz, material para impressão 3D que tem uma temperatura de impressão mais suave de 65 ° C. Portanto, foi hipotetisado que decellularized da matriz extracelular (DM) contido dentro de uma barreira PLA termicamente protetora poderia ser impresso dentro do filamento PCL e permanecem na sua conformação funcional. Neste trabalho, osteocondrais reparação foi a aplicação para a qual foi testada a hipótese. Como tal, cartilagem porcina foi decellularized e encapsulada em ácido polilático (PLA) microesferas que então foram extrudadas com policaprolactona (PCL) em filamento para produzir construções 3D através de fundidos modelagem de deposição. As construções com ou sem as microesferas (PLA-DM/PCL e PCL(-), respectivamente) foram avaliados para diferenças nas características da superfície.
Introduction
Técnicas de engenharia de tecido atual para aplicações clínicas tais como reconstrução de osso, cartilagem, tendão e ligamento usam autoe aloenxertos para reparar tecidos danificados. Cada uma dessas técnicas é de executada rotineiramente como um "padrão ouro" na prática clínica, pela primeira colheita do tecido do doador do paciente ou uma partida de fetos morta e em seguida, colocando o tecido do doador para o local do defeito2. No entanto, estas estratégias são limitadas pela morbidade local doador escassez local doador para grandes defeitos, risco de infecção e a dificuldade em encontrar enxertos que correspondem a geometria desejada. Além disso, estudos têm mostrado que usado para a reconstrução de aloenxertos reduziram propriedades mecânicas e biológicas, quando comparado com o tecido nativo3. Com estas considerações em mente, os engenheiros de tecido recentemente giraram para três dimensional bioprinting (3D) para produzir personalizadas, complexas geometrias que são biologicamente ativos e projetado para acomodar o tamanho do defeito e forma ao fornecer suficiente Propriedades mecânicas até remodelar biológica é completa.
Idealmente, um andaime 3D-impresso consistiria de um backbone de polímero que pode manter a estabilidade mecânica necessária do tecido nativo enquanto os biologics incorporados oferecem sinais bioquímicos ao redor de células, levando à sua migração, proliferação, diferenciação e produção de tecido2,5. Infelizmente, a maioria das construções que contêm componentes biológicos são feitas com gel ou polímeros que são demasiado fracos para suportar forças na vivo vividas por tecidos alvo para reconstrução de auto/aloenxerto. Outros polímeros tais como o ácido polilático (PLA) são biorreabsorvível, 3D para impressão e estruturalmente som, mas são impressos em temperaturas igual ou superior a 210 ° C - tornando-se impossível para ser impresso co durante a fabricação de produtos biológicos. Policaprolactona (PCL) é outro FDA-desmarcada, biorreabsorvível polímero que pode ser 3D imprimido em uma temperatura mais baixa (65 ° C), que se tornou cada vez mais popular na fabricação de implantes de paciente específico com morfologias complexo5,6 ,7,8,9. No entanto, a maioria dos bioprinters usando tecnologia pneumática impossibilitam a impressão PCL a temperaturas mais baixas, onde atividades biológicas podem ilesos. Até à data, a integração destes polímeros com auto/aloenxertos em um romance printable biomaterial ainda tem de ser realizado. Na ausência de um material, uma abordagem de engenharia de tecidos verdadeiro para reconstrução de tecidos é improvável. Portanto, temos procurado combinar PLA, PCL e decellularized matrizes aloenxerto (DM) para utilizar as vantagens de cada material para fabricar uma construção viável capaz de reconstruir tecidos complexos. Este processo seria fornecer resistência mecânica inicial necessária para resistir a forças na vivo e a estabilidade térmica para acomodar fabricação aditiva em uma construção que induz a formação do tecido desejado.
Em uma recente tentativa de abordar os obstáculos acima mencionados, nós mostramos que é viável para encapsular a matriz extracelular da cartilagem decellularized dentro de uma barreira PLA termicamente protetora que pode ser extrudada dentro de filamentos PCL, mantendo a capacidade de DM para influenciar as células circundantes de host2. Isso inspirou-na procurar abordagens clinicamente eficazes para reconstrução de tecidos. No estudo atual, nós utilizamos a tecnologia de plataforma para construir andaimes de tudo-em-um que incluem PLA, DM e PCL (PLA-DM/PCL).
Nosso objetivo é melhorar a eficácia e a utilidade dos enxertos usando a técnica de biofabrication romance proposto com mais precisão recapitular tecido nativo, para, finalmente, usá-los em várias aplicações.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. obtenção e pré-processamento de microesferas
- Microesferas de produzir com a matriz desejada encapsulado (PLA-DM)2.
Nota: É imperativo que as microesferas são de tamanho uniforme. Por esta razão, é essencial peneirar os microesferas antes de usar. Apesar de encapsulamento e decellularization matriz tem sido detalhados em anteriores Publicações2, segue um breve resumo do processo.- Primeiro, colha cartilagem plugues de suínos membros posteriores. Decellularize da cartilagem em uma série de lavagens com 0,05% tripsina/0.5 mm tetrassódico etilenodiaminotetracético ácido (EDTA), Dulbecco modificada do águia médio (DMEM) e 1,5% de ácido peracético e 2,0% Triton X-100 para 4 h com lavagens de água destilada antes e após cada etapa2.
- Escorra a matriz decellularized, congelá-lo, lyophilize, triturar e dissolver-se solução de pepsina. Após a dissolução, misture a solução de pepsina com PLA que foi dissolvido em diclorometano.
- Adicione a mistura de gota a gota em um álcool polivinílico 3% em solução aquosa. Centrifugar as microesferas resultantes, enxaguar, dreno e lyophilize novamente.
Nota: Para obter detalhes completos sobre o processo de ver o protocolo publicado anteriormente no2.
- Peneire as microesferas.
- Certifique-se de que todas as placas de peneira foram cuidadosamente limpos e secos antes da utilização. Se necessário, limpar peneiras usando limpador ultra-sônico para garantir que todas as esferas são retiradas da peneira.
- Monte o agitador de peneira com o 106 criva µm no topo, bandeja do 53 µm após isso e a peneira bandeja na parte inferior.
- Coloque microesferas secas na bandeja da peneira superior e coloque a tampa na bandeja superior. Ligue o peneiramento grosso de 8 a 10 min. repetir na multa por 8 a 10 min.
Nota: Os tempos de peneira podem precisar ser aumentado ou diminuído dependendo do lote. - Cuidadosamente, retirar as placas de peneira um por um e colocá-los de cabeça para baixo em um papel de grande pesar. Bata nos lados suavemente para garantir que a maioria das esferas caíram fora da peneira e no papel.
- Descartar as esferas de grandes dimensões (> 106 µm) e esferas subdimensionadas (< 53 µm). Adicione esferas que estão na faixa de tamanho de 53 a 106 µm para um tubo de centrifugação rotulados com o tipo e o lote número, em seguida, coloque no congelador-20 ° C até nova utilização.
2. controle da qualidade microesfera avaliações
Nota: Consulte a Figura 1.
- Realize a avaliação macroscópica/visual para verificar que as microesferas são uniformes e esférico, com presentes não agregados.
- Avalie as microesferas usando uma varredura micrografia eletrônica (SEM).
- Por isso, microesferas de lugar para um SEM o chuck e salpicar o casaco com ouro-paládio em atmosfera de argônio usando um sputter coater para uma espessura de 4 nm.
- Observar as características da superfície, morfologia e diâmetros das microesferas usando um 10 kV acelerando a tensão e uma distância de trabalho de 10 mm para garantir que a produção e peneiramento das microesferas foi bem sucedida.
3. o filamento criação para impressão 3D
- Medir e registrar a massa das microesferas obtidas as etapas 2 e 3; pelo menos 25 g é necessária.
- Adicione o pó de policaprolactona (PCL) para as microesferas para uma relação de peso de 1:4 de microesferas para PCL.
- Misture a mistura de pó em um misturador de rolamento miniatura a 20 rpm por 5 min e depois virar o recipiente e misture a 20 rpm para um adicional 5 min (ver Figura 2).
- Muitos extrusoras comercialmente disponíveis (consulte a Tabela de materiais) tem jaquetas isolantes porque as suas temperaturas de trabalho pretendido são para filamentos de deposição fundida tradicional modelagem (FDM). Modificar a extrusora (se necessário), removendo o material de isolamento e usá-lo em combinação com fãs de área de trabalho (que soprar ar ambiente para a extrusora e filamentos extrudados) usar da extrusora a baixas temperaturas.
Nota: Desktop fãs que soprar ar ambiente para arrefecer a extrusora e filamentos são úteis para este procedimento. - Instalação a instalação de equipamentos para extrusão. Veja a Figura 3.
- Instalação da extrusora para que sua saída é ~ 60 cm a partir da entrada para o spooler, com um caminho direto para a entrada de spooler da tomada da extrusão.
Nota: O spooler pode opcionalmente ser Erguido 3-4 polegadas do banco se encontra-se que o filamento está se inclinando a ponto de tocar a bancada. - Coloque um ventilador desktop ~ 15 cm desde a jaqueta de aquecimento e direccioná-la para a jaqueta de aquecimento para oferecer resfriamento com ar ambiente em toda a produção de filamento. Coloque um segundo ventilador aproximadamente a meio caminho entre a extrusora e spooler e direccioná-la para o extrudate para ajudar a refrigerar o filamento com ar ambiente.
- Ajuste o posicionamento conforme necessário durante todo o processo.
- Instalação da extrusora para que sua saída é ~ 60 cm a partir da entrada para o spooler, com um caminho direto para a entrada de spooler da tomada da extrusão.
- Definir a extrusora modificada aquecimento elemento a 52 ° C, o desktop ventiladores de refrigeração e deixe o instrumento vir ao equilíbrio de 20 a 30 min.. Certifique-se de que o bocal adequado é anexado para a extrusora.
- Pouco antes do início, encha o funil da extrusora com a mistura de microesfera/PCL da etapa 3.3. Ative o spooler e o trado de extrusora para iniciar a extrusão do filamento.
- Quando o filamento inicial é extrudado, manualmente puxar o extrudate da tomada da extrusão com fórceps e alimentá-lo para o spooler do filamento.
- O filamento desejado levará algum tempo para sair o spooler. Utilizando bobinas separadas ou fita, marca claramente quando a composição de filamento aparece visualmente uniforme.
- Acompanhar de perto o processo e modificar parâmetros conforme necessário. Ajuste a temperatura da extrusora, velocidade de extrusão do eixo helicoidal e velocidade de spooler para obter um filamento de diâmetro de 1,75 mm, medida por pinças. Ajuste os fãs conforme necessário para esfriar o filamento corretamente para evitar cortes transversais de filamento não circular. Misture e volte a encher o depósito de lixo, se necessário.
Nota: Muita atenção é necessária durante este processo de obtenção de filamento adequado para posterior impressão 3D. Os parâmetros acima irão mudar dependendo das condições ambientais, o nível de preenchimento e a uniformidade da mistura no funil e a dinâmica de termodinâmica e fluxo dos lotes específicos de PCL e microesferas. - Continue expulsando até todo o pó tem sido utilizado e o funil está quase vazio. Adicione o pó PCL (sem microesferas) para o funil para expulsar a mistura de microesfera que está atualmente na extrusora. Continue adicionando pó PCL para o depósito de lixo até não mais microesferas são visíveis no extrudate.
- Certifique-se de rotular e separam o filamento que contém as microesferas na concentração desejada, como quando o filamento é arrefecido é mais difícil de distinguir o filamento uniforme de filamento não-uniforme.
- Continuar até que haja pó mínimo deixada no funil de extrusão e, em seguida, desligue o spooler, trado de extrusora, elemento de aquecimento da extrusora e fãs.
4. impressão com o filamento
- Desenha uma geometria da forma desejada e formulário usando um software de desenho auxiliado por computador. Em seguida cortar o modelo e ditar o toolpath usando software de corte que é compatível com a máquina de impressão 3D sendo usada.
- Carrega o filamento da etapa 3 para qualquer impressora padrão do FDM, equipado com bicos padrão do diâmetro desejado (normalmente de 0,4 mm). Começa a impressão (normalmente a 65-70 ° C e 300 mm/min velocidade linear), como o filamento personalizado é camada por camada depositada pela máquina.
- Certifique-se de uma atenção especial para a primeira camada e ajuste as configurações conforme necessário para obter uma boa qualidade de impressão.
Nota: Podem ser feitos ajustamentos para a velocidade de impressão, impressão da temperatura, temperatura de plataforma, multiplicador de extrusão e outros parâmetros. Referir-se a impressora e o guia de solução de problemas de corte do fabricante para obter assistência adicional.
5. avaliação do controle da qualidade
- Coloque as construções impressas SEM mandris e salpicar o casaco com ouro-paládio em atmosfera de argônio usando um sputter coater para uma espessura de 4 nm.
- Observar ao microscópio usando um 10 kV acelerando a tensão e uma distância de trabalho de 10 mm para verificar as características da superfície e a presença ou ausência de microesferas, se aplicável.
6. teste funcional das construções de impressas
Nota: A fosfatase alcalina (FAL ou ALP) pode ser usada como um substituto para a matriz de decellularized para determinar se proteínas encapsuladas são biologicamente ativas, após o processo de produção do filamento. ALP é usado porque ela catalisa uma reação de um substrato, p-nitrofenil fosfato, para mudar de incolor a amarelos subprodutos, p-nitrofenol e fosfato inorgânico, mas somente se ALP é a conformação funcional.
- Imprimir uma geometria (n = 3) que tem uma massa final de pelo menos 400 mg com o filamento de microesfera ALP (PLA-ALP/PCL) usando parâmetros de impressão idênticos como os andaimes de PLA-DM/PCL. Também de impressão PCL-única (PCL(-)) andaimes de mesma geometria como os andaimes de PLA-ALP/PCL. Mergulhe-os em 1 mL de tampão de Tris-HCl e incubar por 24 h a 37 ° C e 110 rpm rotação para permitir a difusão de enzima.
- Adicionar 1 mL de fosfato p-nitrofenil de 1 mg/mL, dissódico hexa-hidratado em Tris-HCl. Incubar a 37 ° C, 110 rpm para um adicional h 10. ler a absorbância sobrenadante no 415 nm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Depois de peneirar, microesferas devem aparecer uniformes e ser livre de agregados. Sob SEM, as microesferas peneiradas podem ter pequenos poros em sua superfície, mas caso contrário vão ser esférica e Lisa, como mostrado na Figura 1. Todos os filamentos extrudados devem ser de diâmetro uniforme e seção transversal circular. Um filamento que contém microesferas (PLA-DM/PCL) terá um ligeiramente mais fosco terminar enquanto um PCL-only (filamento PCL(-)) ficaria mais lustroso. O filamento de PLA-DM/PCL também sentiria mais grosseiro ao toque do que o filamento PCL(-). Andaimes devem ser impressos na geometria desejada que foi ditada pelo software na etapa 4.1. A qualidade do andaime e a forma devem ser repetível e uniforme de uma impressão para outra. Após a impressão, andaimes com e sem microesferas será difícil distinguir Macroscopicamente, mas sob SEM, microesferas devem ser visíveis na superfície e em toda as construções. Sob SEM, filamento PCL(-) aparecerá liso, com algumas estrias como um artefato do processo de extrusão (Figura 4B). Microesferas devem ser visíveis os dois salientes através de e sob a superfície dos andaimes de PLA-DM/PCL (ver Figura 4C). Ao usar ALP como um substituto para o DM, a funcionalidade da enzima dentro o andaime deve ser mantida com absorvância significativamente maior (t-test, p < 0,05) em 415 nm do que aqueles de PCL(-) em branco moldes, 0.297 ± 0,023 e 0,166 ± 0,012, respectivamente, Figura 5.
Figura 1 . Representante macroscópica (esquerda) e SEM (à direita) imagens de microesferas após preparação e peneiramento 2. note que as microesferas são esféricos e na faixa de tamanho adequado (53-106 µm de diâmetro). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 . Feito-misturador de rolamento. o misturador de rolamento sob medido é usado para combinar as microesferas com pó PCL. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 . Instalação de produção de filamento. A saída da extrusora situa-se cerca de 60 cm a partir da entrada do spooler. Fãs de área de trabalho estão localizados perto do elemento de aquecimento e aproximadamente a meio caminho entre a extrusora e spooler. O spooler, opcionalmente, pode ser elevado a 3-4 polegadas acima da bancada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 . Avaliações de qualidade. (A) PCL(-) (esquerda) e andaimes (à direita) PLA-DM/PCL são difíceis de distinguir macroscopicamente. (B) sob SEM, o andaime PCL(-) aparece na maior parte liso, com algumas estrias como artefatos do processo de impressão. (C) sob SEM, microesferas são visíveis nas amostras de PLA-DM/PCL. Alguns das microesferas são indicados usando as setas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 . Resultados representativos de um ensaio colorimétrico ALP. A absorvância da ALP contendo andaimes (PLA-ALP/PCL) é significativamente maior do que a PCL-only (PCL(-)) andaimes, indicando que a enzima ALP catalisada a reação de incolor p-nitrofenil fosfato inorgânico e p-nitrofenol fosfato. Isto demonstra que a capacidade de imprimir proteínas funcionais com o processo descrito neste manuscrito. * significativamente diferentes (p < 0,05) de todos os outros grupos. Barras de erro indicam o desvio padrão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ambos decellularized matrizes e 3D impresso PCL andaimes independentemente foram mostrados para permitir a adesão e proliferação de células, validando seu uso para osteocondrais reparar10,11,12. O uso da matriz decellularized em abordagens de engenharia para reparação tecidual tem sido um assunto de muito interesse e sucesso no recente passado2,3,14,15. Temos anteriormente observado o aumento da migração, adesão, proliferação e manutenção geral dos tecidos resultantes quando comparado com as técnicas tradicionais de2,15,16,17 ,18. Muitos atribuíram esses resultados desejáveis para o processo de reciprocidade dinâmica, através da qual as células hospedeiras recebem sugestões da matriz decellularized, dinamicamente responder e replicar as pistas para novas células por imposição da matriz extracelular mais que normalmente se parece com o que já está presente19,20,21,22. Enquanto isso tem sido estudado para muitas aplicações, muitos dos processos não são fáceis de replicar e não podem ser adaptados para diferentes usos, incapazes de criar com êxito construções altamente específicas do paciente, não é possível criar complexas morfologias e incapazes de resistir em vivo forças2,3,4,13,14,15,16.
A abordagem inovadora proposta neste documento evita transitória e prolongada exposição a altas temperaturas que normalmente são exigidos por impressão 3D, quando usando mecânicos baseados em extrusão FDM impressoras tradicionais com um novo veículo transportador. Além disso, o veículo transportador (microesferas PLA) ajuda a proteger o encapsulado biológico para o período de tempo relativamente curto é exposto ao calor e fornece uma opção de tratamento all-in-one para rápida rotatividade na clínica2. Os métodos propostos neste documento demonstram como criar filamentos biologicamente ativos para impressão 3D e andaimes via impressão 3D, onde um passo crítico é a extrusão do filamento e a impressão dos filamentos em baixas temperaturas (65 ° C). A capacidade das proteínas encapsuladas para permanecer funcional foi demonstrada usando ALP como um substituto para o DM durante todo o processo. ALP foi usado como a enzima deve ser em uma conformação funcional especifico para catalisar a reação colorimétrica avaliada no presente protocolo23. Se o filamento não é expulsado com atenção ao diâmetro, temperatura e velocidade, a atividade biológica e o utilitário para impressão 3D seriam sacrificadas.
Neste protocolo, microesferas contendo matrizes de decelluarized (PLA-DM) foram antichama com PCL tornar filamentos para impressão 3D e 3D impressos andaimes para osteocondrais reparar (PLA-DM/PCL). Como mencionado nos passos protocolo, monitoramento contínuo do processo de produção de filamento é essencial para a alta qualidade do filamento. Ajustes devem ser feitas para a velocidade de extrusão, spooler de velocidade e temperatura de extrusão para manter o diâmetro desejado do filamento (normalmente de 1,75 mm). Está confirmada a presença das microesferas nos andaimes por SEM imagem e a manutenção da enzima funcionalidade é demonstrada por um ensaio de fosfatase alcalina. Note que este protocolo é limitado pela grande quantidade de microesferas, necessárias para a produção e a relativamente baixa resolução de deposição fundida de modelagem para outras modalidades de impressão 3D. No entanto, o aumento da atividade biológico é um grande avanço. Embora não o foco do presente protocolo, estudos posteriores irão se concentrar sobre o impacto das microesferas na resistência mecânica, a migração celular e a diferenciação e outras caracterizações dos andaimes. Em geral, a técnica descrita neste documento permite que a matriz decellularized e outras proteínas a ser impresso a temperaturas mais baixas do que o anteriormente permitido e em barreiras termicamente protetoras para manter a função e força mecânica2, 3.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
Este projeto foi parcialmente financiado por um subsídio do pediátrico ortopédico sociedade da América do Norte (POSNA) e o National Institutes of Health conceder NIBIB R21EB025378-01 (bolsa de pesquisa exploratória bioengenharia).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sieve machine | Haver & Boecker Tyler | Ro-Tap RX 29-E Pure | |
| Sieve 90 um | Fisherbrand | 170328156 | No. 170 |
| Sieve 53 um | Fisherbrand | 162513588 | No. 270 |
| Sieve 106 um | Fisherbrand | 162018121 | No. 140 |
| Sputter coater | Leica | n/a | |
| Scanning Electron Microscope | Hitachi, USA | n/a | |
| Filabot EX2 | Filabot.com | FB00061 | |
| Filabot Spooler | Filabot.com | FB00073 | |
| CAPA 6506 | Perstorp | 24980-41-4 | |
| Phosphate buffered saline, PBS | Gibco | 10010023 | |
| 6" Fan | Comfort Zone, Amazon | n/a | |
| Ultrasonic Water Bath | Cole Parmer | SK-08895-13 | |
| Dreamer | FlashForge | n/a | |
| Drum Mixer | Custom made | n/a | Similar piece of equipment: https://www.coleparmer.com/i/argos-technologies-flexiroll-digital-tube-roller-shaker-120-vac/0439744?PubID=UX&persist=true&ip= no&gclid=CjwKCAjw- dXaBRAEEiwAbwCi5khGDMz0 dTjsraEsBGfhMEH7ytx LQWGUPNgUJYQ1p3vj_yxkYoI_ ixoC9GwQAvD_BwE |
| Micro Balance | Mettler Toledo, Fisher Scientific | 01-913-851 | |
| Simplify3D | Simplify3D | n/a | |
| SolidWorks | SolidWorks | n/a | |
| Microspheres | Produced in-house, see concurrently submitted JoVE submission | ||
| p-nitrophenyl phosphate, disodium salt, hexahydrate | Millipore | 4876-5GM | |
| Phosphatase, alkaline | Roche Diagnostics GmbH | 10 713 023 001 | |
| Absorbance Reader | Tecan | Sunrise | |
| Tris-HCl Buffer | Sigma-Aldrich | T6455-100ML | |
| Heated shaker | New Brunswick Scientific | Excella E24 |
References
- Hutchmaker, D., Teoh, S., Zein, I., Ng, K. W., Schantz, J. -T., Leahy, J. C. Design and Fabrication of a 3D Scaffold for Tissue Engineering Bone. Synthetic Bioabsorbable Polymers and Implants. 15 (2), 845-847 (1988).
- Ghosh, P., Gruber, S. M. S., Lin, C. -Y., Whitlock, P. Microspheres containing decellularized cartilage induce chondrogenesis and remain functional after incorporation within a poly(caprolactone) filament useful for fabricating a 3D scaffold. Biofabrication. , (2018).
- Partington, L., et al. Biochemical changes caused by decellularization may compromise mechanical integrity of tracheal scaffolds. Acta Biomaterialia. 9 (2), 5251-5261 (2013).
- Hutmacher, D. W. Scaffolds in tissue engineering bone and cartilage. Biomaterials. 21 (24), 2529-2543 (2000).
- Kang, H., Hollister, S. J., La Marca, F., Park, P., Lin, C. -Y. Porous biodegradable lumbar interbody fusion cage design and fabrication using integrated global-local topology optimization with laser sintering. Journal of biomechanical engineering. 135 (10), 101013-101018 (2013).
- Kang, H., Lin, C. Y., Hollister, S. J. Topology optimization of three dimensional tissue engineering scaffold architectures for prescribed bulk modulus and diffusivity. Structural and Multidisciplinary Optimization. 42 (4), 633-644 (2010).
- Lin, C. -Y., et al. Functional bone engineering using ex vivo. gene therapy and topology-optimized, biodegradable polymer composite scaffolds. Tissue Engineering. 11 (9-10), 1589-1598 (2005).
- Lin, C. -Y., Hsiao, C. -C., Chen, P. -Q., Hollister, S. J. Interbody Fusion Cage Design Using Integrated Global Layout and Local Microstructure Topology Optimization. Spine. 29 (16), 1747-1754 (2004).
- Zopf, D., Hollister, S., Nelson, M., Ohye, R., Green, G. Bioresorbable Airway Splint Created with a Three-Dimensional Printer. New England Journal of Medicine. 368 (21), 2043-2045 (2013).
- Pati, F., Song, T. H., Rijal, G., Jang, J., Kim, S. W., Cho, D. W. Ornamenting 3D printed scaffolds with cell-laid extracellular matrix for bone tissue regeneration. Biomaterials. 37, 230-241 (2015).
- Zhang, W., et al. The effect of interface microstructure on interfacial shear strength for osteochondral scaffolds based on biomimetic design and 3D printing. Materials Science and Engineering C. 46, 10-15 (2015).
- Williams, J. M., et al. tissue engineering using polycaprolactone scaffolds fabricated via. selective laser sintering. Biomaterials. 26 (23), 4817-4827 (2005).
- Monibi, F. A., Cook, J. L. Tissue-Derived Extracellular Matrix Bioscaffolds: Emerging Applications in Cartilage and Meniscus Repair. Tissue Engineering Part B: Reviews. , (2017).
- Wiles, K., Fishman, J., Coppi, P., Birchall, M. The Host Immune Response to Tissue-Engineered Organs: Current Problems and Future Directions. Tissue Engineering Part B: Reviews. 22 (3), (2016).
- Sutherland, A. J., Detamore, M. S. Bioactive Microsphere-Based Scaffolds Containing Decellularized Cartilage. Macromolecular Bioscience. , (2015).
- Whitlock, P. W., Smith, T. L., Poehling, G. G., Shilt, J. S., Van Dyke, M. A naturally derived, cytocompatible, and architecturally optimized scaffold for tendon and ligament regeneration. Biomaterials. , (2007).
- Whitlock, P. W., et al. Effect of cyclic strain on tensile properties of a naturally derived, decellularized tendon scaffold seeded with allogeneic tenocytes and associated messenger RNA expression. Journal of surgical orthopaedic advances. 22 (3), 224-232 (2013).
- Whitlock, P. W., et al. A novel process for optimizing musculoskeletal allograft tissue to improve safety, ultrastructural properties, and cell infiltration. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 94 (16), 1458-1467 (2012).
- Schultz, G. S., Davidson, J. M., Kirsner, R. S., Herman, I. M. Dynamic Reciprocity in the Wound Microenvironment. Wound Repair Regeneration. 19 (2), 134-148 (2012).
- Benders, K. E. M., van Weeren, P. R., Badylak, S. F., Saris, D. B. F., Dhert, W. J. A., Malda, J. Extracellular matrix scaffolds for cartilage and bone regeneration. Trends in Biotechnology. 31 (3), 169-176 (2013).
- Crapo, P., Gilbert, T., Badylak, S. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
- Guan, Y., et al. Porcine kidneys as a source of ECM scaffold for kidney regeneration. Materials Science and Engineering C. 56, 451-456 (2015).
- Dean, R. L. Kinetic studies with alkaline phosphatase in the presence and absence of inhibitors and divalent cations. Biochemistry and Molecular Biology Education. 30 (6), 401-407 (2002).
