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Biochemistry

Uso en transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia de Vitro para el estudio de la dinámica de los complejos de la proteína en una escala de tiempo de milisegundos

Published: March 14, 2019 doi: 10.3791/59038
Automatic Translation
1,3, 2,3, 1,3
1Department of Biochemistry, Purdue University, 2Department of Botany and Plant Pathology, Purdue University, 3Center for Plant Biology, Purdue University

Summary

Las interacciones proteína-proteína son críticas para los sistemas biológicos, y estudios de la cinética de Unión proporcionan penetraciones en la dinámica y función de complejos de la proteína. Se describe un método que cuantifica los parámetros cinéticos de una proteína compleja mediante la transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia y la técnica de flujo detenido.

Abstract

Las proteínas son los principales operadores de los sistemas biológicos, y generalmente interactúan con otros macro o pequeñas moléculas para llevar a cabo sus funciones biológicas. Estas interacciones pueden ser altamente dinámicas, lo que significa las subunidades interactúan constantemente asociadas y disociadas en determinados tipos. Medir la afinidad usando técnicas tales como desplegable cuantitativa revela la fuerza de la interacción, estudiando la cinética de Unión proporciona penetraciones en cómo rápidamente se produce la interacción y cuánto tiempo puede existir cada complejo. Además, medir la cinética de la interacción en presencia de un factor adicional, como un factor de intercambio de proteínas o una droga, ayuda a revelar el mecanismo por el cual la interacción está regulada por el factor conocimiento importante para la avance de la investigación biológica y médica. Aquí, describimos un protocolo para la medición de la cinética de unión de una proteína compleja que tiene una tasa alta asociación intrínseca y puede disociarse rápidamente por otra proteína. El método utiliza la transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia para divulgar la formación del complejo de la proteína in vitro, y permite la rápida asociación y disociación del complejo en tiempo real en un Fluorímetro de flujo detenido. Usando este análisis, se cuantifican las constantes de tarifa de asociación y disociación de la proteína del complejo.

Introduction

En última instancia se llevan a cabo actividades biológicas de proteínas, más que interactuar con otros para las funciones biológicas apropiadas. Usando un enfoque computacional, el importe total de las interacciones proteína-proteína en humanos se estima que 650.000 ~1, y la interrupción de estas interacciones a menudo conduce a enfermedades2. Debido a su papel esencial en el control de procesos celulares y organismos, se han desarrollado numerosos métodos para estudiar interacciones de proteínas, tales como levadura dos-híbrido, complementación bimolecular de la fluorescencia, split-luciferase complementación y co-inmunoprecipitación ensayo3. Mientras que estos métodos son buenos para descubrir y confirmar las interacciones proteína-proteína, son generalmente no-cuantitativos y así proporcionar información limitada sobre la afinidad entre los socios de proteínas interactuantes. Cuantitativas desplegables pueden utilizarse para medir la afinidad de unión (por ejemplo, la constante de disociación Kd), pero no mide la cinética de la Unión, ni se puede aplicar cuando el Kd es muy baja debido a una inadecuada relación señal a ruido4. Espectroscopia de la resonancia (SPR) de plasmón superficial cuantifica la cinética de Unión, pero se requiere una superficie específica y la inmovilización de un reactivo en la superficie, que puede potencialmente cambiar la propiedad de la fijación del reactivo5. Por otra parte, es difícil para el SPR medir rápida asociación y disociación tarifas5y no es apropiado utilizar SPR para caracterizar el evento de intercambio de subunidades de la proteína en un complejo proteico. Aquí, describimos un método que permite medir las tasas de proteínas complejo montaje y desmontaje en una escala de tiempo de milisegundos. Este método era fundamental para determinar el papel de Cullin -unsociado -Nedd8 -dissociated proteína 1 (Cand1) como el F-box proteína exchange factor6,7.

Cand1 regula la dinámica de Skp1•Cul1•F-caja proteina (SCF) E3 ligasas, que pertenecen a la gran familia de ligasas de ubiquitina Cullin-anillo. Contratando consiste en el cullin Cul1, que une a la proteína de dominio de anillo Rbx1, y una proteína F-box intercambiable, que recluta a los sustratos y se une Cul1 a través de la proteína adaptador Skp18. Como una ligasa E3, SCF cataliza la conjugación de ubiquitina a su sustrato, y se activa cuando el sustrato es reclutado por la proteína F-box, y cuando Cul1 es modificado por la proteína ubiquitina-como Nedd89. Cand1 se une Cul1 sin modificar, y en Unión, altera tanto la Asociación de la proteína Skp1•F-caja con Cul1 y la conjugación de Nedd8 Cul110,11,12,13. Como resultado, Cand1 parece ser un inhibidor de la actividad SCF in vitro, pero la deficiencia de Cand1 en organismos causó defectos que sugiere un papel positivo de Cand1 en la regulación de las actividades SCF en vivo14,15,16 , 17. esta paradoja fue finalmente explicada por un estudio cuantitativo que reveló las interacciones dinámicas entre proteína Cul1, Cand1 y caja de Skp1•F. Usando análisis de transferencia (traste) de energía de resonancia de la fluorescencia que detectan la formación de los complejos SCF y Cul1•Cand1, la asociación y disociación tasa constantes (kel y kfuera, respectivamente) fueron medido individualmente. Las mediciones revelaron que Cand1 y caja de Skp1•F forma muy apretado complejo proteico con Cul1 pero el kfuera de SCF es aumentado por Cand1 y el kfuera de Cul1•Cand1 es aumentado por proteínas de Skp1•F-caja de6,7. Estos resultados proporcionan la ayuda inicial y fundamental para definir el papel de Cand1 como un factor de intercambio de proteína, que cataliza la formación de nuevos complejos SCF a través del reciclaje Cul1 de los viejos complejos SCF.

Aquí, presentamos el procedimiento de desarrollar y utilizar el ensayo de traste para estudiar la dinámica de los complejos de Cul1•Cand17, y el mismo principio puede aplicarse para estudiar la dinámica de diversas biomoléculas. TRASTE se produce cuando un donante está entusiasmado con la longitud de onda adecuada, y con el espectro de excitación superposición el espectro de emisión del donador aceptor está presente dentro de una distancia de 10-100 Å. El estado excitado se transfiere al aceptador, de tal modo disminuyendo la intensidad de donantes y aumentar la intensidad aceptador del18. La eficacia de traste (E) depende del radio de Förster (R0) y la distancia entre el donador y aceptor fluoróforos (r) y está definida por: E = R06/ (R0 6 + r6). El radio de Förster (R0) depende de algunos factores, incluyendo la orientación angular del dipolo, la superposición espectral de la pareja donante-receptor y la solución utilizada19. Para aplicar el ensayo de traste en un Fluorímetro de flujo detenido, que supervisa el cambio de la emisión del donador en tiempo real y permite medidas de rápida kel y kfuera, es necesario establecer eficiente traste que resultados en una reducción significativa de emisiones de donantes. Por lo tanto, diseño eficiente traste seleccionando el par apropiado de tintes fluorescentes y los sitios de las proteínas de la blanco para fijar los tintes es importante y se discutirá en el presente Protocolo.

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Protocol

1. diseño del ensayo de traste.

  1. Descargar el archivo de estructura de la Cul1•Cand1 complejo de Protein Data Bank (archivo 1U6G).
  2. Ver la estructura de la Cul1•Cand1 complejo en PyMOL.
  3. Utilice la función de medición bajo el menú Asistente de PyMOL para estimar la distancia entre el primer aminoácido de Cand1 y el último aminoácido de Cul1 (figura 1).
  4. El visor de espectros en línea de carga (véase Tabla de materiales) y los espectros de emisión de 7-amino-4-methylcoumarin (AMC) y FlAsH y excitación al mismo tiempo (figura 2). Tenga en cuenta que AMC es el donante de traste y FlAsH es el aceptador de traste.

Figure 1
Figura 1: la estructura cristalina de Cul1•Cand1 y medición de la distancia entre potencial etiquetado sitios. El archivo de estructura de cristal fue descargado de Protein Data Bank (archivo 1U6G) y han consultado en PyMOL. Mediciones entre átomos seleccionados fueron realizadas por PyMOL. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: la excitación y espectros de emisión de los tintes fluorescentes para traste. Se muestran espectros de AMC (7-amino-4-methylcoumarin) y FlAsH. Las líneas punteadas indican los espectros de excitación, y líneas sólidas indican espectros de emisión. La imagen fue originalmente generada por el SpectraViewer de fluorescencia y fue modificada para mejor claridad. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

2. preparación de Cul1AMC•Rbx1, la proteína del donante de traste

  1. La construcción de plásmidos para expresar humana Cul1sortase•Rbx1 en células de e. coli . Tenga en cuenta que los dos plásmidos expresar Co Cul1•Rbx1 humano en células de e. coli se describen en detalle en un informe anterior de20.
    1. Agregar una secuencia de ADN codificación "LPETGGHHHHHH" (etiqueta sortase su6 ) para el extremo 3' de la secuencia de codificación de Cul1 mediante PCR estándar y clonación métodos21,22.
    2. El nuevo plásmido para confirmar la inserción del gen es correcta la secuencia.
  2. Conjunto express Cul1sortase•Rbx1 en células de e. coli . El método se deriva de un informe anterior de20.
    1. Mezcla 100 ng de cada de la dos plásmidos con BL21 (DE3) células químicamente competentes para la transformación mediante el calor del choque método23. Cultivar células en LB placa de agar que contiene 100 μg/mL ampicilina y cloranfenicol 34 μg/mL a 37 ° C durante la noche.
    2. Sembrar 50 mL de cultivo LB con colonias recién transformadas y crecer durante la noche a 37 ° C con agitación de 250 rpm. Esto da una cultura de arrancador.
    3. Sembrar 6 frascos, cada uno con 1 L de medio LB, con cultura de arrancador 5 mL cada uno y crecen a 37 ° C con 250 rpm de agitación hasta que el OD600 ~ 1.0. Enfriar la cultura a 16 ° C y añadir Isopropil-β-D-thiogalactoside (IPTG) a 0,4 milímetros. Conservar el cultivo a 16 ° C durante la noche con agitación de 250 rpm.
    4. Cosechar las células de e. coli por centrifugación a 5.000 x g durante 15 min y recoger el pellet celular en tubos cónicos de 50 mL.
      Nota: Los pellets de células pueden ser procesados para la purificación de proteínas o ser congelados a-80 ° C antes de proceder a los pasos de purificación de proteínas.
  3. Purificación de la Cul1sortase•Rbx1 complejo. Este método se deriva de un informe anterior de20.
    1. Añadir 50 mL de tampón de lisis (30 mM Tris-HCl, 200 mM NaCl, 5 mM TDT, 10% glicerol, 1 tableta de inhibidor de la proteasa coctel, pH 7,6) para el sedimento de células de e. coli expresan Cul1sortase•Rbx1.
    2. Lyse las células en hielo con sonicación con amplitud del 50%. Alternar entre 1 segundo y 1 segundo apaga y funcionar durante 3 minutos.
    3. Repita el paso 2.3.2 x 2-3.
    4. Transferir el lisado de células en un tubo de centrifugación de 50 mL y eliminar los desechos celulares por centrifugación a 25.000 x g durante 45 minutos.
    5. Incube las células claras lisado con 5 mL de granos de glutatión a 4 ° C por 2 h.
    6. Centrifugar la mezcla de granos-lisado en 1.500 x g durante 2 min a 4 ° C. Eliminar el sobrenadante.
    7. Lavar los granos con 5 mL de tampón de lisis (con no inhibidores de la proteasa) y eliminar el sobrenadante después de centrifugación a 1.500 x g durante 2 min a 4 ° C.
    8. Repita el paso 2.3.7 x 2.
    9. Añadir 3 mL de tampón de lisis a los granos lavados y transferir la mezcla de grano en una columna vacía.
    10. Añadir 5 mL de tampón de elución (50 mM Tris-HCl, 200 mM NaCl, 10 mM reducida glutatión, pH 8.0) en la columna. Incubar por 10 min y recoger el eluido.
    11. Repita el paso 2.3.10 x 3-4.
    12. Añadir 200 μL de la trombina de 5 mg/mL (véase Tabla de materiales) para el efluente de los granos de glutatión e incubar durante la noche a 4 ° C.
      Nota: El protocolo se puede detener aquí.
    13. Diluir la muestra de proteína con el tampón A (25 mM HEPES, 1 mM TDT, glicerol al 5%, pH 6.5) tres veces.
    14. Equilibrar una columna de cromatografía de intercambio catiónico (véase Tabla de materiales) en un sistema FPLC con Buffer A.
    15. Carga de la muestra de proteína a la columna de cromatografía de intercambio catiónico equilibrado a un flujo de 0,5 mL/min.
    16. Eluir la proteína con un gradiente de NaCl en 40 mL de mezcla de tampón A y 0 a 50% Buffer B (25 mM HEPES, 1 M NaCl, 1 mM TDT, glicerol al 5%, pH 6.5) a un flujo de 1 mL/min.
    17. Compruebe la proteína eluída en distintas fracciones mediante SDS-PAGE24.
      Nota: El protocolo se puede detener aquí.
    18. Las fracciones de eluato que contiene Cul1sortase•Rbx1 de la piscina.
    19. Concentrar la muestra colectiva de •Rbx1 desortaseCul1 a 2,5 mL pasando el búfer a través de una membrana de ultrafiltración (corte de 30 kDa).
  4. Añadir AMC a la c-terminal de Cul1 a mediado sortase transpeptidation21,22.
    1. Cambiar el búfer en el Cul1sortase•Rbx1 muestra en el búfer del sortase (50 mM Tris-HCl, 150 mM NaCl, 10 mM CaCl2, pH 7,5) utilizando una columna de desalación (véase Tabla de materiales).
      1. Equilibrar una desalación columna con 25 mL de tampón sortase.
      2. Carga 2,5 mL de Cul1sortase•Rbx1 muestra en la columna. Deseche el flujo a través.
      3. Eluir la muestra con 3,5 mL de tampón sortase. Recoge el flujo a través.
    2. En 900 μl de la solución de •Rbx1 Cul1sortaseen el buffer del sortase, añada 100 μl de una solución de 600 μm purificada sortase y 10 μl de péptido GGGGAMC 25 mM. Incubar la mezcla de reacción a 30 ° C en la noche oscura. Nota que este paso generará Cul1AMC•Rbx1.
      PRECAUCIÓN: Tintes fluorescentes son sensibles a la luz, así que evite exponerlos a la luz ambiental durante la preparación muestra y proteínas tanto como sea posible.
      Nota: El protocolo se puede detener aquí.
    3. Añadir 50 μl de agarosa granos de Ni-NTA a la mezcla de reacción e incubar a temperatura ambiente durante 30 minutos.
    4. Las perlas de agarosa de Ni-NTA de pellets por centrifugación a 5.000 x g durante 2 min y recoger el sobrenadante.
    5. Equilibrar una columna de cromatografía de exclusión de tamaño (véase Tabla de materiales) con tampón (30 mM Tris-HCl 100 mM NaCl, 1 mM TDT, 10% glicerol) en el sistema FPLC.
    6. Cargar el Cul1AMC•Rbx1 muestra en la columna de cromatografía de exclusión de tamaño. Eluir con volumen de columna de 1.5 x de buffer.
    7. Compruebe las fracciones de eluato por SDS-PAGE24.
    8. Piscina las fracciones de eluato que contiene Cul1AMC•Rbx1.
    9. Medir la concentración de proteínas mediante su absorbancia a 280 nm con un espectrofotómetro.
    10. Alícuota de la solución de la proteína y conservar a-80 ° C.
      Nota: El protocolo se puede detener aquí.

3. preparación de FlAsHCand1, la proteína FRET aceptor

Nota: La mayoría de los pasos en esta parte es los mismos como paso 2. Condiciones diferentes se describen en detalle a continuación.

  1. Construir el plásmido de expresión humana TetraCysCand1 en células de e. coli .
    1. Añadir secuencia de la DNA codificación "CCPGCCGSG" (tetracysteine/TetraCys etiqueta) antes de los 15th aminoácido de Cand1 regular de PCR25 (secuencias de la cartilla: TGCTGTCCGGGCTGCTGCGGCAGCGGCATGACATCCAGCGACAAGGACTTTAG; CTAACTAGTGTCCATTGATTCCAAG).
    2. Inserte el producto de la polimerización en cadena en un vector pGEX-4T-2. La secuencia del plásmido para confirmar la inserción del gen es precisa y el marco.
  2. Expresar TetraCysCand1in e. coli las células de la misma manera como paso 2.2, salvo que el plásmido se transforma en células competentes de Rosetta.
  3. Purificación de Cand1 TetraCysde las células de e. coli .
    1. Lyse los pellets de células de e. coli y extraer TetraCysCand1using glutatión granos. Estos pasos son los mismos que 2.3.1–2.3.12 pasos.
    2. Diluir el efluente de la proteína de los granos de glutatión con el amortiguamiento C (50 mM Tris-HCl, 1 mM TDT, 5% de glicerol, pH 7,5) por tres pliegues. Equilibrar una columna de cromatografía de intercambio aniónico (véase Tabla de materiales) en el sistema FPLC con amortiguamiento C y carga de la muestra de proteína diluido a un flujo de 0,5 mL/min.
    3. Eluir la proteína con un gradiente de NaCl en 40 mL mediante la mezcla de Buffer C y 0 a 50% Buffer D (50 mM de Tris-HCl, 1 M NaCl, 1 mM TDT, 5% de glicerol, pH 7.5) con un caudal de 1 mL/min. Compruebe la proteína eluída en distintas fracciones mediante SDS-PAGE24y las fracciones que contienen TetraCysCand1 la piscina. Observe que Cand1 TetraCystiene un mayor volumen de retención que GST gratis.
    4. Concentrar la muestra colectiva de Cand1 TetraCyspasando el búfer a través de una membrana de ultrafiltración (corte de 30 kDa).
    5. Equilibrar la columna de cromatografía de exclusión de tamaño con tampón etiquetado (20 mM Tris-HCl 100 mM NaCl, 2 mM TCEP, 1 mM EDTA, 5% de glicerol) en el sistema FPLC. Carga Cand1 TetraCysmuestra (500 ml cada vez) y compruebe las fracciones de eluato por SDS-PAGE24.
    6. Todas las fracciones que contienen TetraCysCand1 la piscina y concentrar la proteína ~ 40 μm pasando el búfer a través de una membrana de ultrafiltración (corte de 30 kDa). Calcular la concentración de proteínas mediante su absorbancia a 280 nm. Almacenar la proteína como alícuotas de μl 50 a-80 ° C.
      Nota: El protocolo se puede detener aquí.
  4. Preparación de Cand1 FlAsH.
    1. Añadir 1 μl de solución de FlAsH (véase Tabla de materiales) a TetraCysCand1 solución a 50 μl.
    2. Mezcla bien e incubar la mezcla a temperatura ambiente en la oscuridad durante 1-2 h para obtener FlAsHCand1.
      Nota: El protocolo se puede detener aquí.

4. elaboración de Cand1, la proteína de chase de traste

Nota: El protocolo de preparación de la proteína es similar al paso 3, con las siguientes modificaciones.

  1. Introduzca la secuencia de codificación de Cand1 cuerpo entero en el vector pGEX-4T-2.
  2. Cambie el búfer utilizado en paso 3.3.5 a un búfer que contiene 30 mM Tris-HCl 100 mM NaCl, 1 mM TDT, 10% glicerol.
  3. Eliminar pasos 3.3.7 y 3.3.8.

5. probar y confirmar el ensayo de traste

  1. Preparar el tampón de traste que contiene 30 mM Tris-HCl 100 mM NaCl, 0.5 mM DTT, ovoalbúmina de 1 mg/mL, pH 7,6 y utilizar a temperatura ambiente.
  2. Prueba el traste entre Cul1AMC•Rbx1 y Cand1 de FlAsHen un Fluorímetro.
    1. En 300 μL de tampón de traste, añadir Cul1AMC•Rbx1 (donante del traste) a una concentración final de 70 nM. Transferir la solución en una cubeta.
    2. Coloque la cubeta en el soporte de la muestra de un Fluorímetro. Excitar la muestra con la luz de excitación de 350 nm y analizar las señales de emisión de 400 nm a 600 nm en incrementos de nm 1.
    3. Repita el paso 5.2.1 pero cambio Cul1AMC•Rbx1 a Cand1 FlAsH(FRET aceptor). Analizar la muestra de Cand1 de FlAsHutilizando el mismo método que en el paso 5.2.2.
    4. (Opcional) Excitar el Cand1 FlAsHcon la luz de excitación de 510 nm y la señal de emisión de 500 nm a 650 nm.
    5. En 300 μL de tampón de traste, agregue ambos Cul1AMC•Rbx1 y FlAsHCand1 a una concentración final de 70 nM. Analizar la muestra de la misma manera como en el paso 5.2.2.
  3. Confirmar el traste entre Cul1AMC•Rbx1 y Cand1 de FlAsHmediante la adición de la proteína de chase (Cand1) (figura 3).
    1. En 300 μL de tampón de traste, añadir 70 nM Cul1AMC•Rbx1 y 700 nM Cand1. Analizar la emisión de la muestra como en el paso 5.2.2.
    2. En 300 μL de tampón de traste, añadir 70 nM Cand1 FlAsHy 700 nM Cand1. Analizar la emisión de la muestra como en el paso 5.2.2.
    3. En 300 μL de tampón de traste, añadir 70 nM Cul1AMC•Rbx1 y 70 nM Cand1 FlAsHe incubar la muestra a temperatura ambiente durante 5 minutos. Luego añadir 700 nM Cand1 e inmediatamente después de la adición, la emisión de la muestra como en el paso 5.2.2). Tenga en cuenta que este paso es similar al paso 5.2.5.
    4. En 300 μL de tampón de traste, secuencia agregar 70 nM Cul1AMC•Rbx1, 700 nM Cand1 y 70 nM Cand1 FlAsH. Incubar la muestra a temperatura ambiente durante 5 minutos y analizar la emisión de la muestra como en el paso 5.2.2. Tenga en cuenta que se trata de la muestra de chase (línea verde en la figura 3).

6. medir la constante de velocidad de asociación (ka) de Cul1•Cand1

Nota: Detalles de un Fluorímetro de flujo detenido de funcionamiento se ha descrito en un anterior informe26.

  1. Preparar el flujo dejado Fluorímetro para medición.
    1. Encienda el Fluorímetro de flujo detenido según las instrucciones del fabricante.
    2. Ajuste la luz de excitación a 350 nm y uso un filtro band-pass que permite emisión de nm 450 luz pasar y bloquea la emisión de 500-650 nm luz.
    3. Mantener las válvulas de la muestra en la posición de llenar y conectar una jeringa de 3 mL con agua. Lave las dos jeringas de la muestra (A y B) con el agua moviendo la unidad jeringa de muestra arriba y abajo varias veces. Desechar toda el agua utilizado en esta etapa.
    4. Mantener las válvulas de la muestra en la posición de llenar y conectar una jeringa de 3 mL con buffer de traste. Lave las muestra dos jeringas con el tampón de traste moviendo la unidad jeringa de muestra por vario tiempo. Elimine todo el tampón de traste utilizado en esta etapa.
  2. Tomar una medida de control (figura 4).
    1. Conecte una jeringa de 3 mL y jeringa A la carga con 100 nM Cul1AMC•Rbx1 en el buffer de traste. Gire la válvula de la muestra a la posición de conducir .
    2. Conecte una jeringa de 3 mL y jeringa B de carga con el tampón de traste. Gire la válvula de la muestra a la posición de conducir .
    3. Utilizar el Panel de Control en la adquisición del software para tomar cinco tiros (mezcla de igual volumen de muestras de la jeringa A y la jeringa B) en el Fluorímetro de flujo detenido sin grabar los resultados.
    4. Abra el Panel de Control en la adquisición del software y programa para grabar la emisión de Cul1AMC sobre 60 s. Luego tomar un solo tiro.
    5. Repita el paso 6.2.4 x 2.
    6. Gire la válvula de la muestra a la posición de llenar . Vacíe la jeringa B y lavar con el tampón de traste.
  3. Observada constantes de la tarifa de la Asociación (kobs) de Cul1•Cand1 de medida (Figura 4B).
    1. Mantener la muestra en la jeringa A la misma como en el paso 6.2.1.
    2. Conecte una jeringa de 3 mL y jeringa B de carga con 100 nM Cand1 FlAsHen el búfer de traste. Gire la válvula de la muestra a la posición de conducir .
    3. Utilizar el Panel de Control en la adquisición del software para tomar cinco tiros sin grabar los resultados.
    4. Abra el Panel de Control en la adquisición del software y programa para grabar la emisión de Cul1AMC sobre 60 s. Luego tomar un solo tiro.
    5. Repita el paso 6.3.4 x 2.
    6. Vacíe la jeringa B y lavar con el tampón de traste.
    7. Repita los pasos 6.3.1–6.3.6 varias veces con el aumento de las concentraciones de Cand1 FlAsHen el búfer de traste.
    8. Ajustar el cambio (disminución) en señales fluorescentes medidas en el tiempo de cada toma a una sola curva exponencial. Esto le dará kobsen cada medición, y la unidad es s-1. Tenga en cuenta que la base de este cálculo se ha discutido también en un anterior informe27.
  4. Calcular la media y desviación estándar de kobspara cada concentración de Cand1 FlAsHutilizado. Parcela la media kobscontra concentración de Cand1 (figura 4), y la pendiente de la recta representa la ken el de Cul1•Cand1, con una unidad de M-1 s-1.

7. medir la constante de velocidad de disociación (kde) de Cul1•Cand1 en presencia de la proteína Skp1•F-caja.

Nota: Este paso es similar al paso 6, con las siguientes modificaciones.

  1. En la jeringa A, debajo de la posición de llenar , cargar una solución de 100 nM Cul1AMC•Rbx1 y 100 nM Cand1 FlAsHen el búfer de traste. Gire la válvula de la muestra en la posición "DRIVE".
  2. En jeringa B, debajo de la posición de llenar , cargar una solución de Skp1•Skp2 (preparada a raíz de un informe anterior de20). Gire la válvula de la muestra en la posición "DRIVE".
  3. Abra el Panel de Control en la adquisición del software y programa para grabar la emisión de Cul1AMC 30 s. Luego tomar un solo tiro. Las señales fluorescentes aumentan con el tiempo después de mezclar las soluciones de la jeringa A y B de la jeringa (figura 5).

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Representative Results

Para probar el traste entre Cul1AMC y Cand1 FlAsH, primero determinamos la intensidad de emisión de 70 nM Cul1AMC (el donante) y 70 nM Cand1 FlAsH(el aceptador), respectivamente (Figura 3A-C, azul líneas). En cada análisis, solamente un pico de emisión era presente y la emisión de Cand1 FlAsH(el aceptador) fue bajo. Cuando 70 nM de Cul1AMC y destelloCand1 se mezclaron para generar traste, dos picos de emisión estuvieron presentes en los espectros de emisión y el pico de Cul1AMC se convirtió en inferior y el pico de Cand1 FlAsHse convirtió en el más alto (Figura 3A -C, rojo líneas). Cuando el cuerpo entero Cand1 fue utilizado para traste, el pico de donantes mostró una reducción de 10% de intensidad (Figura 3A, rojo línea), y Cand1 con su primera hélice truncada fue, la reducción de la intensidad máxima de donantes se incrementó a 30% (figura 3B -D, líneas rojas), lo que sugiere una mayor eficiencia de traste. Para confirmar que los cambios de la señal fueron resultados de traste entre Cul1AMC y destelloCand1, 70 nM Cul1AMC (el donante) se mezcló con 700 nM sin etiqueta Cand1 (la persecución) y 70 nM Cand1 FlAsH(el aceptador). Como resultado, el pico de donantes fue completamente restaurado y disminuyó el pico de aceptador (figura 3, línea verde), que confirmó que el traste observado depende de la formación de la Cul1AMC•FlAsHCand1 complejo. Agregar 700 nM Skp1•Skp2 al 70 nM Cul1AMC• Cand1FlAsHtambién restaurado el pico de donantes (línea de lafigura 3D, verde), lo que sugiere que el complejo de Cul1•Cand1 fue completamente interrumpido por Skp1•Skp2 en el equilibrio.

Figure 3
Figura 3: traste representante ensayo de formación de complejos Cul1•Cand1. Muestras en el búfer de traste (30 mM Tris-HCl 100 mM NaCl, 0.5 mM DTT, ovoalbúmina de 1 mg/mL, pH 7,6) se excitaron a 350 nm y las emisiones fueron escaneadas de 400 nm a 650 nm. (A) espectros de emisión de 70 nM Cul1AMC, 70 nM Cand1 FlAsH(completo) y una mezcla de los dos (FRET). Cand1 (completo) está parado para largo Cand1. (B) espectros de emisión de 70 nM Cul1AMC, 70 nM Cand1 FlAsHy una mezcla de los dos (FRET). Cand1 con su hélice primer eliminado fue utilizado en este experimento y después de eso. (C) espectros de emisión de 70 nM Cul1AMC, 70 nM Cand1 FlAsH, una mezcla de los dos (traste) y control para trastes (Chase). La muestra de chase contenía 70 nM Cul1AMC, 700 nM Cand1 y 70 nM Cand1 FlAsH. (D) espectros de emisión de 70 nM Cul1AMC, una mezcla de 70 nM Cul1AMC y 70 nM Cand1 FlAsH(traste) y 700 nM Skp1•Skp2 añadido a 70 nM Cul1AMC•FlAsHCand1 recinto. En cada parcela, se normalizaron las señales de emisión a la emisión de 70 nM Cul1AMC a 450 nm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Para medir la ken el de Cul1•Cand1 usando el ensayo de traste establecido mediante el control de la reducción de la señal de donantes con el tiempo en el Fluorímetro de flujo detenido, primero probamos y determinar la concentración de la proteína para ser utilizada. Cuando 5 nM de Cul1AMC y destelloCand1 fueron utilizados, poco cambio de la señal se observó (Figura 4A), mientras que, cuando la concentración de cada proteína fue aumentada a 50 nM, la reducción de la señal con el tiempo se observó ( Figura 4B) y este cambio fue abolido si búfer sin FlAsHCand1 fue agregado (figura 4). Por lo tanto, 50 nM Cul1AMC fue utilizado para otros análisis, y una serie de constantes de velocidad de asociación observada (kobs) se midieron mediante la mezcla de 50 nM Cul1AMC con el aumento de las concentraciones de Cand1 FlAsH. Kobs para cada experimento se calculó ajustando los puntos a una curva exponencial solo y kobs obtenidos de la misma concentración de FlAsHCand1 fueron hechas un promedio. Trazar la media kobs con la concentración de Cand1 y realizando una regresión lineal (figura 4), el ken fue determinado7,27.

Figure 4
Figura 4: medición representativa de la constante de velocidad de asociación. (A) la fluorescencia de 5 nM Cul1AMC fue supervisado por un Fluorímetro de flujo detenido en el tiempo con la adición de 5 nM Cand1 FlAsH. (B) la fluorescencia de 50 nM Cul1AMC fue supervisado por un Fluorímetro de flujo detenido en el tiempo con la adición de 50 nM Cand1 FlAsH. (C) la fluorescencia de 50 nM Cul1AMC fue supervisado por un Fluorímetro de flujo detenido en el tiempo con la adición de los trastes del tampón. (D) ken Cand1 Unión Cul1. se trazan kobs de Cul1•Cand1 a diferentes concentraciones de Cand1. Pendiente lineal da kel de 1,8 x 107 M-1 s-1. Barras de error representan ±SEM; n = 4. Todas las muestras fueron preparadas en el búfer de traste y excitó a 350 nm. Se utilizó un filtro band-pass para recoger señales de AMC y excluir las señales de FlAsH. No hay datos se normalizaron. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Similar a la medida de ken, medimos la constante de velocidad de disociación observada de Cul1•Cand1 controlando el aumento (restauración) de la señal de donantes con el tiempo en el Fluorímetro de flujo detenido. Cul1AMC y destelloCand1 mezclaron primero, y luego Skp1•Skp2 fue agregado a las confecciones Cul1AMC• Cand1FlAsHen el Fluorímetro de flujo detenido. La señal de donantes aumentó rápidamente y reveló un kobs de 0,4 s-1 (figura 5). En cambio, cuando buffer añadió para el Cul1 ConfeccionesAMC•FlAsHCand1, no se observó ningún aumento de señal, lo que sugiere la rápida disociación de Cul1•Cand1 fue provocado por Skp1•Skp2.

Figure 5
Figura 5: medición representativa de la constante de velocidad de disociación. Se midió el cambio en la fluorescencia del donador versus tiempo tras adición de 150 nM Skp1•Skp2 o el tampón de FRET 50 nM Cul1AMC•FlAsHCand1 complejo. Cambios de la señal se ajustaron a una curva exponencial solo, y da la constante de velocidad de disociación observada de 0,4 s-1. Las condiciones experimentales fueron similares a la descrita en la figura 4. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Discussion

TRASTE es un fenómeno físico que es de gran interés para el estudio y comprensión de los sistemas biológicos19. Aquí, presentamos un protocolo para probar y usar trastes para estudiar la cinética de unión de dos proteínas interactuantes. Al diseñar el traste, se consideraron tres factores principales: el solapamiento espectral entre donantes emisión y aceptador de la excitación, la distancia entre los dos fluoróforos y la orientación del dipolo de los fluoróforos28. Para elegir los fluoróforos para traste, overlaid de la excitación y espectros de emisión de los fluoróforos y buscado fluoróforos cuyos picos de emisión están bien separadas, mientras que el espectro de emisión del donante se traslapa considerablemente con la excitación espectro de aceptador (figura 2). Para optimizar la orientación y la distancia interfluorophore, utilizamos la estructura cristalina de asistencia, principalmente considerada conexión fluoróforos a la termini de proteína, principalmente por el menor riesgo de alterar la estructura de la proteína y la actividad. Porque la distancia entre el N-terminal de Cand1 (Cand1NTD) y el C-terminal de Cul1 (Cul1CTD) es más corto que la distancia entre la terminal C de Cand1 y N-terminal de Cul1 (figura 1), hemos decidido etiquetar Cand1NTD y Cul1CTD. Porque habíamos podido lograr eficiencia etiquetado 80% – 90% del N-terminal de una proteína utilizando la etiqueta de tetracysteine25, optamos por etiqueta Cand1NTD con FlAsH a través de la etiqueta de tetracysteine. Inicialmente etiquetamos el Cul1CTD con proteína fluorescente ciánica (PPC), que tiene algunas ventajas sobre el AMC. En primer lugar, es una etiqueta fluorescente genéticamente codificada, por lo que no requiere proceso de etiquetado adicional ni pasos que purifican la proteína fluorescente etiquetada de su precursor sin etiqueta. En segundo lugar, PPC es más brillante que la AMC, y por lo tanto, ofrece mayor sensibilidad del ensayo (ver discusión más abajo). En tercer lugar, PPC tiene un espectro más grande se superponen con el FlAsH, dando potencialmente más eficiente traste con FlAsH. A pesar de estas ventajas, sin embargo, la proteína CFP es mucho mayor que la etiqueta AMC, que puede interferir con la conformación de la proteína y la interacción molecular entre. De hecho, no observamos traste entre Cul1PPC y Cand1 FlAsHen nuestra prueba, que es probablemente debido a la orientación dipolo inadecuada o la interrupción de la interacción Cul1-Cand1 por la etiqueta de la PPC. Luego etiquetamos los Cul1CTD con AMC, y observamos traste entre Cul1AMC y destelloCand1. Inicial traste usando el Cand1 integral condujo a la reducción del 10% de la emisión del donante (Figura 3A). Encontramos más que suprimiendo la primera hélice de Cand1, la distancia entre Cul1 y Cand1 se abrevia de 26.8 Å a 15,5 Å (figura 1) y Cand1 falta la hélice primera rindió a mucho traste más fuerte con Cul1, mostrando reducción del 30% de la emisión del donador pico (figura 3B). Además, uno puede mejorar la eficacia de traste por elegir a un donante fluoróforo con mayor rendimiento cuántico y un fluoróforo aceptor con un mayor coeficiente de extinción.

Un rasgo característico de traste es que cuando ocurre de traste, la emisión de las disminuciones de la donante y la emisión de los aumentos del aceptador (figura 3B). Sin embargo, fluoróforos pueden mostrar sensibilidad a su entorno, y por lo tanto, la intensidad de emisión puede cambiar cuando otra proteína está presente, incluso en la ausencia de trastes29. Para confirmar que la emisión cambiada observamos es debido al traste entre Cul1AMC y destelloCand1, agregamos 10 x exceso de proteína aceptador (Cand1) como una persecución. La persecución convierte la emisión del donante y del aceptador hacia el nivel normal (figura 3), que apoya a que las emisiones cambiantes de Cul1AMC y FlAsHCand1 dependen de la interacción de proteínas y por lo tanto, este resultado confirma que se estableció un ensayo de traste que informes de la asociación y disociación de Cul1•Cand1. Además, hemos añadido Skp1•Skp2 al Cul1 ConfeccionesAMC•FlAsHCand1 complejo y Skp1•Skp2 es conocido por ser capaz de interrumpir la interacción de Cul1-Cand16. Encontramos que el traste entre Cul1AMC y destelloCand1 desaparecieron (figura 3D, línea verde) y el espectro de emisión llegó a ser similar al espectro de emisión de la muestra de chase (línea de lafigura 3, verde), lo que sugiere Está disociado Cul1AMC• Cand1FlAsHSkp1•Skp2 y Cul1AMC no muestra emisión anormal cuando Skp1•Skp2 está presente.

Monitorizando el cambio en la emisión de la donante, podemos observar directamente la asociación y disociación de Cul1AMC•FlAsHCand1 en un Fluorímetro de flujo detenido. Funciona el sistema de flujo detenido por inyectar reactivos a una cámara de mezcla para mezclar rápidamente los reactivos y detener el flujo una vez que se mueven los reactivos mezclados en una cámara de observación5. La detección de la señal suele comenzar 1-2 milisegundos (ms) después de la mezcla, que permite estudiar las interacciones que se producen en la escala de tiempo de milisegundos. Sin embargo, cuando la vida media de la reacción observada es menor que el tiempo necesario para mezclar los reactivos en un dispositivo particular, este enfoque no es suficientemente sensible y ya no es apropiado30. Análisis de flujo de parada se han utilizado para determinar las constantes de velocidad que van de 10-6-106 s-1 para reacciones de primer orden y 1 – 109 M-1 s-1 para reacciones de segundo orden5. Para obtener una medición fiable de los parámetros cinéticos del Fluorímetro de flujo detenido, un cambio significativo de la señal fluorescente entre los puntos de partida y el equilibrio es necesario. Utilizamos el Cand1 FlAsHque carece la primera hélice como el receptor, porque rinde mejor traste con Cul1AMCy hemos probado la concentración de las proteínas que se utilizará para la medición. Cuando 5 nM de Cul1AMC y destelloCand1 no se mezclaron, cambio en Cul1 señalAMC se observó (Figura 4A), lo que sugiere esta concentración es insuficiente para la medición. Cuando las concentraciones de proteínas se incrementaron a 50 nM, la disminución de Cul1 señalAMC con el tiempo llegó a ser evidente (Figura 4B), y este cambio no se produce cuando la proteína del receptor estaba ausente (figura 4). Basado en este resultado, utilizamos Cul1AMC en 50 concertación nM para medir la ken Cul1•Cand1. La concentración de la proteína del donante utilizada para la medición puede variar cuando se utilizan diferentes fluoróforos. Por ejemplo, cuando se etiqueta Cul1 con PPC, 5 nM de CFPCul1 es suficiente para la medición de ken6. Por lo tanto, la óptima concentración de la proteína debe analizarse para cada par de traste, y en principio, fluoróforos más brillantes permiten el uso de concentraciones más bajas de la proteína y proporcionan la mejor relación señal a ruido31.

Para estudiar las interacciones de la proteína-proteína por traste, se requiere adjuntar fluoróforos a proteínas en las posiciones adecuadas sin alterar la estructura de la proteína y la actividad, que potencialmente limita el uso de traste. En este protocolo, etiquetamos el N-terminal de Cand1 el uso del tetracysteine, que específicamente se une el tinte FlAsH y el tinte FlAsH se convierte en fluorescente solamente después que se une a la proteína blanco del32. Hemos etiquetado como Cul1 usando transpeptidation sortase-mediada, que se une un péptido corto llevando un fluoróforo a la etiqueta sortase en el c-término de Cul121,22. La eficacia del etiquetado es > 80% con la etiqueta tetracysteine y casi el 100% con la etiqueta de su sortase6 después de retirar la proteína con perlas de Ni-NTA (medidas 2.4.3–2.4.4). Ambos métodos agregan algunos aminoácidos a la proteína diana, introduciendo alteraciones mínimas en la estructura de la proteína. Enfoques similares, como la transglutaminasa reconocimiento secuencia (Q-tag)33 y la etiqueta de ybbR34, pueden utilizarse también para la proteína diana de la etiqueta de una manera específica. Además, la estabilidad lumínica de los tintes fluorescentes también puede limitar el uso de traste. Repetitiva o de larga exposición a la luz de excitación puede llevar a fotoblanqueo de fluoróforo, dando por resultado la cuantificación imprecisa resultados35. Por lo tanto, el donador y aceptor proteínas deben protegerse de la luz durante las etapas de preparación y almacenamiento. Al usar trastes para medir eventos que ocurren lentamente, en vez de supervisar constantemente el cambio en la emisión de donantes con el tiempo, lecturas cortas de la emisión de donantes deben tomarse a intervalos de tiempo más largo y la muestra debe conservarse en la oscuridad durante todo el experimento6.

Debido a que traste es sensible y cuantitativo, se ha convertido en una herramienta importante para el estudio de la interacción entre macromoléculas. Este protocolo presenta un ejemplo de uso de traste para estudiar la dinámica de un complejo en la solución de la proteína. TRASTE, también se ha utilizado junto con células vivas imágenes para estudiar las interacciones moleculares en la vida de las células36, que es poderoso en revelar la dinámica de los complejos de la proteína en condiciones fisiológicas. Además, traste puede también utilizarse en el nivel de una sola molécula para estudiar la dinámica en tiempo real de complejos macromoleculares37,38, proporcionando penetraciones en el cambio conformacional del complejo. Para mejorar la eficacia y la detección de traste, fluoróforos y biosensores con mayor brillo y estabilidad lumínica son de gran interés, que activamente están diseñados y estudiados28,39.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Agradecemos a Ou Shu Shan (California Institute of Technology) perspicaz discusión sobre el desarrollo de la prueba de traste. M.G., Y.Z. y los X.L. fueron financiados por fondos de inicio de la Universidad de Purdue a Y.Z. y X.L.This trabajo fue apoyado en parte por una subvención de semillas del centro de la Universidad de Purdue para Biología de plantas.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anion exchange chromatography column GE Healthcare 17505301 HiTrap Q FF anion exchange chromatography column
Benchtop refrigerated centrifuge Eppendorf 2231000511
BL21 (DE3) Competent Cells ThermoFisher Scientific C600003
Calcium Chloride Fisher Scientific C78-500
Cation exchange chromatography column GE Healthcare 17505401 HiTrap SP Sepharose FF
Desalting Column GE Healthcare 17085101
Floor model centrifuge (high speed) Beckman Coulter J2-MC
Floor model centrifuge (low speed) Beckman Coulter J6-MI
Fluorescence SpectraViewer ThermoFisher Scientific https://www.thermofisher.com/us/en/home/life-science/cell-analysis/labeling-chemistry/fluorescence-spectraviewer.html
FluoroMax fluorimeter HORIBA FluoroMax-3
FPLC GE Healthcare 29018224
GGGGAMC peptide New England Peptide custom synthesis
Glutathione beads GE Healthcare 17075605
Glycerol Fisher Scientific G33-500
HEPES Fisher Scientific BP310-100
Isopropyl-β-D-thiogalactoside (IPTG) Fisher Scientific 15-529-019
LB Broth Fisher Scientific BP1426-500
Ni-NTA agarose Qiagen 30210
Ovalbumin MilliporeSigma A2512
pGEX-4T-2 vector GE Healthcare 28954550
Protease inhibitor cocktail MilliporeSigma 4693132001
Reduced glutathione Fisher Scientific BP25211
Refrigerated shaker Eppendorf M1282-0004
Rosetta Competent Cells MilliporeSigma 70953-3
Size exclusion chromatography column GE Healthcare 28990944 Superdex 200 10/300 GL column
Sodium Chloride (NaCl) Fisher Scientific S271-500
Stopped-flow fluorimeter Hi-Tech Scientific SF-61 DX2
TCEP·HCl Fisher Scientific PI20490
Thrombin MilliporeSigma T4648
Tris Base Fisher Scientific BP152-500
Ultrafiltration membrane MilliporeSigma UFC903008 Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Units, Ultra-15, 30,000 NMWL

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Garsamo, M., Zhou, Y., Liu, X. Using In Vitro Fluorescence Resonance Energy Transfer to Study the Dynamics Of Protein Complexes at a Millisecond Time Scale. J. Vis. Exp. (145), e59038, doi:10.3791/59038 (2019).

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