Summary
Klinische lineaire versnellers kunnen worden gebruikt om de biologische effecten van een breed scala aan doserings percentages op kankercellen te bepalen. We bespreken hoe het opzetten van een lineaire Accelerator voor cel gebaseerde testen en testen voor kanker stam-achtige cellen gekweekt als tumorspheres in suspensie en cellijnen gekweekt als aanhandende culturen.
Abstract
Radiotherapie blijft een van de hoekstenen van het kanker management. Voor de meeste kankers, het is de meest effectieve, nonchirurgische therapie om te debulk tumoren. Hier beschrijven we een methode om kankercellen te bestreren met een lineaire versneller. De vooruitgang van lineaire Accelerator technologie heeft de precisie en efficiëntie van bestralingstherapie verbeterd. De biologische effecten van een breed scala aan stralingsdoses en doserings percentages blijven een intens onderzoeksgebied. Het gebruik van lineaire versnellers kan deze studies vergemakkelijken met behulp van klinisch relevante doses en doserings percentages.
Introduction
Radiotherapie is een effectieve behandeling voor vele soorten kanker1,2,3,4. Een extra hoge dosis bestraling is relatief nieuw in bestralingstherapie en wordt mogelijk gemaakt door recente technologische ontwikkelingen in lineaire versnellers5. De klinische voordelen van een extra hoog doserings percentage over de standaard bestraling omvatten een verkorte behandelingstijd en een verbeterde patiëntervaring. Lineaire versnellers bieden ook een klinische instelling voor cel cultuur gebaseerde straling biologie studies. De biologische en therapeutische implicaties van stralingsdosis en doserings percentages zijn een aandachtspunt geweest van stralings oncologen en biologen gedurende decennia6,7,8. Maar, de radiobiologie van extra hoge dosis snelheid bestraling en flits bestraling-een extreem hoge dosis straling-moet nog grondig worden onderzocht.
Gamma straal bestraling wordt veel gebruikt in celcultuurgebaseerde stralings biologie9,10,11. Straling wordt bereikt door gammastralen uit rottende radioactieve isotopen bronnen, typisch cesium-137. Het gebruik van radioactieve bronnen is sterk gereguleerd en vaak beperkt. Met brongebaseerde bestraling is het lastig om een breed scala aan doserings percentages te testen, waardoor het nut ervan wordt beperkt in de analyse van de biologische effecten van klinische haalbare dosis snelheden12.
Er zijn verschillende studies die zowel dosis en dosis rate effecten illustreren12,13,14,15,16,17. In deze studies, beide gamma-bestraling gegenereerd uit radioactieve isotopen of röntgenstralen gegenereerd uit lineaire versnellers werden gebruikt. Er werden verschillende cellijnen gebruikt die longkanker, baarmoederhalskanker, glioblastomen en melanoom vertegenwoordigen. Stralingseffecten op de overleving van cellen, arrestatie van celcyclus, apoptosis en DNA-beschadiging werden geëvalueerd als uitlezingen12,13,14,15,16,17 . Hier beschrijven we een methode om de biologische effecten van klinisch relevante stralingsdosis en dosis snelheden te definiëren door röntgenstraling te leveren met behulp van een lineaire versneller. Deze studies moeten worden uitgevoerd met nauwe samenwerking tussen de bioloog, stralings oncoloog en medische fysicus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. celvoorbereiding voor suspensie celkweek
- Cultuur glioom stam-achtige cellen in stamcel kweekmedia op ongeveer 5 x 106 cel/10 cm platen in een cel kweek incubator met 5% Co2, 95% relatieve vochtigheid bij 37 °c.
Opmerking: de celkweek voorwaarde is in alle procedures hetzelfde. De media die in het protocol worden gebruikt, zijn volledige media. - Verzamel twee dagen voor de geplande bestraling glioom stam-achtige cellen uit de kweek plaat met een steriele 5 ml pipet in een centrifugebuis van 15 ml in een kweek kapje.
- Centrifugeer de verzamelde cellen gedurende 3 minuten bij 200 x g in een aanwerk blad centrifuge.
- Gooi de supernatant weg en verteren de celpellet (ongeveer 1 x 107 cellen) met 1 ml trypsine-EDTA bij kamertemperatuur gedurende 5 minuten om een enkelvoudige celsuspensie in trypsine-EDTA te maken. Schud de onderkant van de centrifugebuis zachtjes om de 2 minuten tijdens de spijsvertering om ervoor te zorgen dat de cellen grondig worden verteerd.
- Voeg 3 mL stamcel kweekmedia toe (Zie de tabel met materialen) om trypsine te bluchken. Centrifugeer de verzamelde cellen bij 200 x g gedurende 3 minuten in een tegentopcentrifuge. Gooi het supernatant weg en bewaar de celpellet.
- Respendeer de cellen met 5 mL celkweek media en Tel de cellen met een hemocytometer.
- Plaat 5 x 106 cellen in 2 10 cm platen met 10 ml celkweek media.
- Vlak voor de geplande bestraling, verzamel de cellen en gooi het supernatant na centrifugeren zoals beschreven in stap 1,3. Resuspendeer de celpellet met 5 mL celkweek media. Breng 1 mL celsuspensie over in een 35 mm plaat met 2 mL celkweek media.
Opmerking: het totale volume van de media is 3 mL in de 35 mm plaat om de vloeistof 1 cm hoog in de plaat te maken. - Breng de vergulde cellen in een secundaire container, zoals een plastic of schuim doos, om het risico van verontreiniging te verminderen en breng de cellen in de container naar de bestralings faciliteit op de Utility Cart.
- Bestraleren de cellen zoals beschreven in stap 4.
2. celvoorbereiding voor de bijgevoegde celcultuur
- Een dag voor de bestraling, in de cel cultuur kap, verwijder de DMEM media uit de celkweek plaat van de bijgevoegde cellijn, zoals HEK-293 cellen. De media kunnen worden gezogen met behulp van een Pasteur-pipet die is aangesloten op een vacuüm.
- Spoel cellen met 5 mL steriele PBS naar de kweek schaal om rest media af te spoelen.
- Pipetteer 1 mL trypsine-EDTA in de kweek schaal en kantel de kweek plaat zachtjes om ervoor te zorgen dat het hele gerecht bedekt is met trypsine-EDTA.
- Trypsinoseer cellen bij kamertemperatuur gedurende 5 min. Quench de trypsine-EDTA-reactie met 3 mL DMEM-media en verzamel cellen met een pipet van 5 mL in een centrifugebuis van 15 mL in de kweek afzuigkap.
- Centrifugeer de verzamelde cellen bij 200 x g gedurende 3 minuten in een tegentopcentrifuge. Gooi het supernatant weg en bewaar de celpellet.
- Respendeer de cellen met 5 mL DMEM media en Tel de cellen met een hemocytometer.
- Plaat 2 x 105 cellen in een 35 mm plaat met 3 ml celkweek media tot een hoogte van 1 cm van de media.
- Na 24 uur celkweek in de incubator bij 37 °C, de vergulde cellen in een secundaire container (d.w.z. een geïsoleerde schuim doos) overbrengen naar de bestralings faciliteit op een Utility Cart.
- Bestraleren cellen zoals beschreven in stap 4.
3. celvoorbereiding voor immunokleuring na bestraling
- Commerciële extracellulaire eiwit matrix ontdooien op ijs bij 4 °C 's nachts. Pre-chill 200 μL pipetpunten en 1,5 mL centrifugebuizen bij 4 °C 's nachts.
- Aliquot extracellulaire eiwit matrix met voorgekoelde pipetpunten en 1,5 mL centrifugebuizen bij 200 μL per buis.
- Verdun 200 μL extracellulaire eiwit matrix in voorgekoelde 20 mL celkweek media om 1% extracellulaire eiwit matrix media te maken.
- Plaats een gesteriliseerde dekslip (22 mm x 22 mm) in een 35 mm plaat. Plaats 400 μL van 1% extracellulaire eiwit matrix media op de dekslip.
- Plaats de 35 mm-plaat in de celkweek incubator bij 37 °C gedurende 1 uur, zodat de extracellulaire eiwit matrix op de dekslip kan worden gepolymeriseert.
- Wanneer u de suspensie celcultuur gebruikt, moet u een enkele celsuspensie maken zoals beschreven in de stappen 1,1 tot en met 1,5.
- Plaat 5 x 104 cellen op een extracellulaire eiwit matrix-gecoate afdek geplaatst in een 35 mm plaat. Retourneer de cellen van de celcultuur 's nachts om ervoor te zorgen dat cellen worden ondersteund door de eiwit matrix. Het totale volume van de media in de plaat moet 3 mL zijn om de hoogte van de media 1 cm te laten bereiken in de kweek schaal.
- Observeer de cellen onder een heldere veld microscoop met een 10x vergroting objectief lens. De cellen moeten zich op de dekslip verspreiden in plaats van drijven. Breng de kweek schaal met vergulde cellen over in een secundaire container, zoals een schuimbak naar de bestralings faciliteit op een Utility-kar, en laat de cellen bestreren zoals beschreven in stap 4.
- Bij het gebruik van bijgevoegde celculturen (bijvoorbeeld HEK-293 cellen), Digest cellen zoals beschreven in stap 2,1 naar 2,6. Plaats 5 x 104 cellen op een steriele afdekkap in een 35 mm plaat één dag vóór de bestraling om ervoor te zorgen dat de cellen volledig op het afdek oppervlak zijn bevestigd door ze onder een microscoop te observeren zoals in stap 3,9. Gebruik 3 mL DMEM media om de vloeistof 1 cm hoog te maken in de plaat.
- Na het kweken van cellen op dekstroken 's nachts of tot één dag, breng de kweek schotel met vergulde cellen in een secundaire container over naar de bestralings faciliteit. Een Utility cart kan worden gebruikt om het risico op morsen te verminderen. Bestraleren cellen zoals beschreven in stap 4.
4. bestraling met een lineaire versneller (LINAC)
- Gebruik de CONSOLESOFTWARE van de Linac, stel de Accelerator portaal en collimator in op 0 °, open de X-en Y-Jaws naar een symmetrische veld grootte van 20 X 20 cm2 en trek de meerbladige collimatoren (mlc's) in als deze aanwezig zijn.
Opmerking: LINACs kan een afvlakkings filter vrije (FFF) modus hebben, waardoor zeer hoge doserings snelheden mogelijk zijn. Zoals de naam al suggereert, deze straling is niet uniform (plat), en de hoge dosis snelheid wordt alleen bereikt in het midden van de straal. In dit geval wordt een 7 x 7 cm2 veld gebruikt. - Plaats ten minste 5 cm water-equivalent materiaal op de behandel Bank. Plaats de celschotel om te worden bestraald bij 400 MU/min (standaard dosis snelheid) op het water equivalente materiaal en zet het op het LINAC-dradenkruis.
- Plaats de cellen om te worden bestraald op een diepte van de maximale dosis in een 6 MV X-Ray Beam, rond 1,5 cm. plaats een extra 1 cm water equivalent materiaal bovenop het schaaltje. In combinatie met de 1 cm van het medium waar de cellen worden opgehangen, plaatst dit de cellen op een gemiddelde diepte van 1,5 cm.
- Bevestig de voorste aanwijzer op de kop van de LINAC. Strek de voorste aanwijzer uit tot het contact maakt met het oppervlak van het opbouw materiaal en noteer de afstand. Pas de tafel hoogte aan tot de afstand van de bron tot het opbouw oppervlak 100 cm is.
Opmerking: de afstand kan worden bevestigd met de optische afstandsaanduiding. Als alternatief kan de optische afstandsaanduiding worden gebruikt in plaats van de voor aanwijzer om de bron in te stellen op een opbouw oppervlak van 100 cm. - Bereken het juiste aantal monitor eenheden (MU) om de gewenste dosis straling aan de cellen te leveren en het gaspedaal te programmeren om 400 MU/min te leveren.
Opmerking: voor de bron naar de Surface distance (SSD) Setup op een LINAC gekalibreerd om 1 cGy/MU te leveren op de diepte van de maximale dosis, wordt het vereiste aantal monitor eenheden berekend met behulp van MU = dosis (cGy)/(1 cGy/MU)/van (20x20), waar van stands voor output factor. Deze berekening moet worden gewijzigd voor LINACs met behulp van alternatieve kalibratie-instellingen. - Verlaat de behandelingkluis en controleer of alle andere personen zijn verlaten. Vrify dat er geen andere cellen in de kamer, of ze zullen lage doses straling ontvangen. Sluit de kluis deur.
- Bevestig de veld grootte, MU en MU/min op de console en schakel vervolgens de straal in.
- Herhaal stap 4.3-4.8 voor de cellen die moeten worden bestraald bij hogere of lagere dosis snelheden.
- Om hogere dosis snelheden (bijv. 2100 MU/min of hoger) met het gaspedaal te bereiken, verlaagt u de SSD om de effectieve dosis snelheid naar de cellen te verhogen volgens de inverse Square wet: DoseRateEffective = Doserate * (100 cm/SSD_New)2.
- Voor lage dosis snelheden (bijv. 20 MU/min), Verhoog de bron tot de oppervlakte afstand (SSD_New) om het doserings percentage te verlagen. De celkweek schotel kan bijvoorbeeld op de vloer van de behandelkamer worden geplaatst.
- Bereken de instelling van de monitor eenheid op het gaspedaal als deze instelling nodig is, met behulp van MU = dosis (cGy)/(1 cGy/MU)/van (20x20)/(100 cm/SSD_New)2. Raadpleeg voor meer informatie over MU-berekeningen de verwijzing door McDermott en Orton18.
- Bepaal de dosis snelheid in Gy/minuut door DoseRate (Gy/min) = dosis (Gy) * (MU/min)/MU. bijvoorbeeld, 4 GY geleverd op 400 MU/min vereist 380 MU, dus 4 * 400/380 = 4,2 Gy/min. Zie tabel 1.
Figuur 1 : Opstelling van de celkweek schotel op lineaire versneller. A) een klinische lineaire versneller wordt getoond. B) 5 cm water-equivalent materiaal wordt op de behandel Bank geplaatst. C) er wordt een celkweek schotel op het oppervlak van het materiaal geplaatst. D) de schaal wordt gecentreerd met behulp van de versnellings draden in het behandelings veld dat wordt weergegeven door het veld vierkant licht. E) 1 cm water-equivalent materiaal wordt bovenop de celkweek schotel geplaatst. De bron naar de Surface distance (SSD) wordt gecontroleerd met behulp van een optische afstandsaanduiding (F, G) of een voor aanwijzer (H, I). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
5. biologische assays na bestraling
- Na bestraling, de cellen op dezelfde manier als hierboven beschreven (stap 1,9, 2,8 en 3,10) terugbrengen naar de celkweek incubator.
- Indien nodig, op maat van een verscheidenheid van biologische assays te passen in het onderzoeksproject.
Opmerking: hier tonen we een representatieve celcyclus analyse16 als een voorbeeld van een biologische assay na bestraling.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Om het celcyclus effect van het standaard doserings tarief en de extra hoge dosis straling door een lineaire versneller te onderzoeken, werden drie monsters van glioom stam achtige cellen bereid met behulp van dit protocol en verzamelde 24 h na bestraling17: één controlemonster dat niet bestraald is (Figuur 2A), één monster BESTRAALD met 400 mu/min (monitor eenheid, 4,2 Gy/min standaard dosis snelheid, Figuur 2B) tot 4 Gy, en een ander monster bestraald met 2100 mu/min (21,2 Gy/min extra hoge dosis snelheid, Figuur 2 C) tot 4 Gy. Celcyclus profielen worden weergegeven met de percentages cellen in verschillende fasen van de celcyclus.
Figuur 2 : Voorbeeld van celcyclus analyse na 4 GY bestraling van lineaire versneller. G2 celcyclus arrestatie werd waargenomen na bestraling van glioom stamcellen met ofwel een standaard doserings tarief (400 mu/min) (B) of een extra hoge dosis snelheid (2100 mu/min) (C) vergeleken met niet-bestraalde controle cellen (a). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
| DoseRate (MU/MIN) | SSD (CM) | Energie | Mu |
| 20 | 250 | 6X | 2380 * |
| 400 | 100 | 6X | 390 * |
| 2100 | 80 | 6FFF | 260 * |
Tabel 1: instelling voor dosis percentages gebruikt in experimenten, uitgaande van 4 GY dosis. MU kan lineair worden geschaald voor andere vereiste doses. * Dit zijn voorbeeld MU voor de LINAC die we gebruikten. De MU moet worden berekend voor de specifieke LINAC van de gebruiker met behulp van de bovenstaande vergelijking.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Radiotherapie is een integraal onderdeel van kanker management. Voortdurende inspanningen trachten de werkzaamheid en efficiëntie van de stralings behandeling te verbeteren. Verbeteringen in lineaire Accelerator technologie hebben de mogelijkheid geboden om patiënten met ongekende nauwkeurigheid en veiligheid te behandelen. Omdat de meeste patiënten worden behandeld met hoge energie X-stralen van lineaire versnellers, kunnen onderzoeken naar de biologische effecten van een groot aantal dosis snelheden die worden uitgevoerd op lineaire versnellers, gemakkelijk worden toegepast op patiënten. Er zijn verschillende rapporten die lineaire versnellers toepassen op stralings biologie onderzoek, maar de resultaten zijn gemengd en aanvullende studies zijn nodig13,14,15,16,19.
Lineaire versnellers zijn relatief veilig in de zin dat nadat de voorgeschreven dosis is afgeleverd, er geen röntgenstraling wordt geproduceerd. Dit is in tegenstelling tot radio-isotopen waar straling voortdurend wordt uitgezonden. Bovendien maakt het gebruik van lineaire versnellers om straling te leveren het gebruik van geavanceerde bundel regelingen mogelijk om de vorm van het doelvolume te regelen met een groot aantal doses en doserings percentages. Het nadeel van deze methode is dat de beschikbaarheid van de lineaire versneller kan worden beperkt als gevolg van het gebruik van de patiënt en vereist daarom geavanceerde planning met clinici en medische fysici.
In ons protocol beschrijven we de basisprocedure voor bestraling van cellen. Deze methode kan worden aangepast om te voldoen aan andere onderzoeksbehoeften. Het kan bijvoorbeeld worden gecombineerd met medicamenteuze behandeling om het effect van gecombineerde chemotherapie en radiotherapie te onderzoeken. Bij het toepassen van deze methode op een specifieke cellijn of assay na de straling, moeten enkele wijzigingen worden verwacht. Om bijvoorbeeld vroege veranderingen in biomarkers na bestraling te onderzoeken, kunnen cellen kort na de bestraling worden verzameld.
Omdat de geleverde dosis afhankelijk is van de stralingsenergie en de gestorte dosis varieert als een functie van diepte van penetratie, is de hoeveelheid media en water-equivalente bolus die nodig is om de gewenste dosis te bereiken van cruciaal belang. In de hierboven beschreven methode gebruiken we 6 MV fotonen in een enkele anterieure-posterieure bundel en zorgen we ervoor dat de celmedia zich op 1 cm hoogte in de kweek schaal bevinden. We gebruiken een extra 1 cm water-equivalent materiaal bovenop de celkweek schaal om een dosis op de cellen op te bouwen. Om zeer hoge dosis snelheden te bereiken, verhogen we de bank waarop de cellen worden geplaatst. Omdat de veld grootte kleiner wordt naarmate de Bank omhoog wordt gebracht, gebruiken we een cultuur gerecht van 35 mm en zorgen we ervoor dat het hele gerecht zich binnen het bestralingsveld bevindt, zoals afgebakend door het lichtveld. Om lage dosis te bereiken, verlagen we de behandel Bank of plaatsen celkweek schotel op de vloer van de kamer om de bron tot de oppervlakte afstand te verhogen. Het ontwerp van behandelings velden voor dieren, dat complexer is, valt buiten het bestek van dit artikel. De hier beschreven technieken zullen onderzoekers helpen bij het begrijpen van het gebruik van een lineaire versneller voor biologische assays met cellijnen die in suspensie zijn geteeld of aan gerechten zijn bevestigd. Nauwe samenwerking tussen biologen, clinici en medische fysici zal zorgen voor een succesvolle uitvoering van de stralings studies.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
We danken het departement Cleveland Clinic van stralings Oncologie voor het gebruik van de lineaire versnellers. We danken Dr. Jeremy Rich voor zijn gulle gave van glioom stam-achtige cellen. Dit onderzoek werd gesteund door de Cleveland Clinic.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Material | |||
| glioma stem-like cell 387 | gift from Dr. Jeremy Rich | ||
| 293 cells | ATCC | CRL-1573 | |
| neuron stem cell culture media | Thermo Fisher Scientific | 21103049 | NeurobasalTM media |
| DMEM | Thermo Fisher Scientific | 10569044 | |
| Fetal Bovine Serum | Thermo Fisher Scientific | 16000044 | |
| Penicillin/Streptomycin | Thermo Fisher Scientific | 15140-122 | |
| Recombinant Human EGF Protein | R&D Systems | 236-EG-01M | |
| Recombinant Human FGF basic | R&D Systems | 4114-TC-01M | |
| B-27™ Supplement | Thermo Fisher Scientific | 17504044 | |
| Sodium Pyruvate | Thermo Fisher Scientific | 11360070 | |
| L-Glutamine | Thermo Fisher Scientific | 25030164 | |
| Tripsin-EDTA | Thermo Fisher | 25200056 | |
| extracellular proten matrix | Corning | 354277 | MatrigelTM |
| Ethanol | Fisher chemical | A4094 | |
| Equipment | |||
| 10 cm cell culture dish | Denville | T1110 | |
| 3.5 cm cell culture dish | USA Scientific Inc. | CC7682-3340 | |
| 22x22mm glass cover slip | electron microscopy sciences | 72210-10 | |
| 15 ml centrifuge tube | Thomas Scientific | 1159M36 | |
| 50 ml centrifuge tube | Thomas Scientific | 1158R10 | |
| 5 ml Pipette | Fisher Scientific | 14-955-233 | |
| pipet aid | Fisher Scientific | 13-681-06 | |
| Vortex mixer | Fisher Scientific | 02-215-414 | |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810R | |
| Linear Accelerator | Varian | n/a | |
| water equivalent material | Sun Nuclear corporation | 557 | Solid waterTM |
| Reagent preparation | |||
| DMEM media | 10% fetal bovine serum (FBS), 2 mM L-glutamine, 100 units/mL penicillin G, 100 µg/mL streptomycin in 500 ml DMEM media | ||
| stem cell culture media | 10 ml B27 supplement, 20 µg hFGF, 20 µg hEGF, 2 mM L-glutamine, 100 units/mL penicillin G, 100 µg/mL streptomycin in 500 ml Neurobasal media |
References
- Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
- Stupp, R., et al. Effects of radiotherapy with concomitant and adjuvant temozolomide versus radiotherapy alone on survival in glioblastoma in a randomised phase III study: 5-year analysis of the EORTC-NCIC trial. The Lancet Oncology. 10 (5), 459-466 (2009).
- Tao, R., et al. Hypoxia imaging in upper gastrointestinal tumors and application to radiation therapy. Journal of Gastrointestinal Oncology. 9 (6), 1044-1053 (2018).
- Gajiwala, S., Torgeson, A., Garrido-Laguna, I., Kinsey, C., Lloyd, S. Combination immunotherapy and radiation therapy strategies for pancreatic cancer-targeting multiple steps in the cancer immunity cycle. Journal of Gastrointestinal Oncology. 9 (6), 1014-1026 (2018).
- Liney, G. P., Whelan, B., Oborn, B., Barton, M., Keall, P.
- Hall, E. J. Radiation dose-rate: a factor of importance in radiobiology and radiotherapy. The British Journal of Radiology. 45 (530), 81-97 (1972).
- Steel, G. G., et al. The dose-rate effect in human tumour cells. Radiotherapy & Oncology. 9 (4), 299-310 (1987).
- Ling, C. C., Gerweck, L. E., Zaider, M., Yorke, E. Dose-rate effects in external beam radiotherapy redux. Radiotherapy & Oncology. 95 (3), 261-268 (2010).
- Castro, G., et al. Amotosalen/UVA treatment inactivates T cells more effectively than the recommended gammadose for prevention of transfusion-associated graft-versus-host disease. Transfusion. 58 (6), 1506-1515 (2018).
- Gaddini, L., et al. Exposing primary rat retina cell cultures to γ-rays: An in vitro model for evaluating radiation responses. Experimental Eye Research. 166, 21-28 (2018).
- Simara, P., et al. DNA double-strand breaks in human induced pluripotent stem cell reprogramming and long-term in vitro culturing. Stem Cell Research & Therapy. 8 (1), 73 (2017).
- Wang, Z., et al. A comparison of the biological effects of 125I seeds continuous low-dose-rate radiation and 60Co high-dose-rate gamma radiation on non-small cell lung cancer cells. PLoS One. 10 (8), 0133728 (2015).
- Lasio, G., Guerrero, M., Goetz, W., Lima, F., Baulch, J. E. Effect of varying dose-per-pulse and average dose rate in X-ray beam irradiation on cultured cell survival. Radiation and Environmental Biophysics. 53 (4), 671-676 (2014).
- Karan, T., et al. Radiobiological effects of altering dose rate in filter-free photon beams. Physics in Medicine and Biology. 58 (4), 1075-1082 (2013).
- Sarojini, S., et al. A combination of high dose rate (10X FFF/2400 MU/min/10 MV X-rays) and total low dose (0.5 Gy) induces a higher rate of apoptosis in melanoma cells in vitro and superior preservation of normal melanocytes. Melanoma Research. 25 (5), 376-389 (2015).
- Hao, J., et al. The effects of extra high on glioma stem-like cells. PLoS One. 13 (8), 0202533 (2018).
- Liu, J., et al. Radiation-induced G2/M arrest rarely occurred in glioblastoma stem-like cells. International Journal of Radiation Biology. 94 (4), 394-402 (2018).
- Mcdermott, P., et al. The Physics and Technology of Radiation Therapy. , Medical Physics Pub Corp. Madison WI. (2010).
- Lohse, I., et al. Effect of high dose per pulse flattening filter-free beams on cancer cell survival. Radiotherapy & Oncology. 101 (1), 226-232 (2011).
