Summary
Des accélérateurs linéaires cliniques peuvent être utilisés pour déterminer les effets biologiques d'un large éventail de taux de dose sur les cellules cancéreuses. Nous discutons de la façon de mettre en place un accélérateur linéaire pour les essais cellulaires et les essais pour les cellules cancéreuses de la tige-comme cultivés comme tumorspheres dans la suspension et les lignées cellulaires cultivées comme cultures adhérentes.
Abstract
La radiothérapie demeure l'une des pierres angulaires de la prise en charge du cancer. Pour la plupart des cancers, c'est la thérapie non chirurgicale la plus efficace aux tumeurs debulk. Ici, nous décrivons une méthode pour irradier des cellules cancéreuses avec un accélérateur linéaire. L'avancement de la technologie des accélérateurs linéaires a amélioré la précision et l'efficacité de la radiothérapie. Les effets biologiques d'un large éventail de doses de rayonnement et de taux de dose continuent d'être un domaine d'investigation intense. L'utilisation d'accélérateurs linéaires peut faciliter ces études en utilisant des doses et des taux de dose cliniquement pertinents.
Introduction
La radiothérapie est un traitement efficace pour de nombreux types de cancer1,2,3,4. L'irradiation de taux de dose extra élevé est relativement nouvelle dans la radiothérapie et est rendue possible par les progrès technologiques récents dans les accélérateurs linéaires5. Les avantages cliniques du taux de dose extra élevé au-dessus de l'irradiation standard de taux de dose incluent le temps de traitement raccourci et l'expérience améliorée de patient. Les accélérateurs linéaires offrent également un cadre clinique pour les études de biologie de la radioradiation basées sur la culture cellulaire. Les implications biologiques et thérapeutiques des taux de dose de rayonnement et dedose ont été un foyer d'intérêt des oncologues et des biologistes de rayonnement pendant des décennies 6,7,8. Mais, la radiobiologie de l'irradiation de taux de dose extra élevé et de l'irradiation de flash - un taux extrêmement élevé de dose de rayonnement - n'a pas encore été soigneusement étudiée.
L'irradiation de rayon gamma est employée couramment dans la biologie basée de rayonnement basée sur la culture cellulaire9,10,11. Le rayonnement est obtenu par les rayons gamma émis par des sources d'isotopes radioactifs en décomposition, généralement du césium-137. L'utilisation de sources radioactives est très réglementée et souvent restreinte. Avec l'irradiation à base de source, il est difficile de tester un large éventail de taux de dose, limitant son utilité dans l'analyse des effets biologiques des taux de dose cliniqueréalisable s'ilest 12.
Il ya eu plusieurs études qui illustrent à la fois la dose et les effets du taux de dose12,13,14,15,16,17. Dans ces études, la gamma-irradiation générée à partir d'isotopes radioactifs ou les rayons X générés par des accélérateurs linéaires ont été utilisés. Une variété de lignées cellulaires représentant le cancer du poumon, le cancer du col de l'utérus, le glioblastome et le mélanome ont été utilisées. Les effets de rayonnement sur la survie cellulaire, l'arrêt de cycle cellulaire, l'apoptose et les dommages d'ADN ont été évalués en tant que readouts12,13,14,15,16,17 . Ici, nous décrivons une méthode pour définir les effets biologiques des taux de dose et de dose de rayonnement médicalement pertinents en fournissant le rayonnement basé sur la rayon X utilisant un accélérateur linéaire. Ces études devraient être réalisées en étroite collaboration entre le biologiste, le radio-oncologue et le physicien médical.
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Protocol
1. Préparation cellulaire pour la culture cellulaire de suspension
- Cellules souches de gliome de culture dans les médias de culture de cellules souches à environ 5 x 10plaques de cellules/10 cm dans un incubateur de culture cellulaire avec 5% co2, 95% d'humidité relative à 37 oC.
REMARQUE : La condition de culture cellulaire est la même tout au long de toutes les procédures. Les médias utilisés dans le protocole sont des médias complets. - Deux jours avant l'irradiation prévue, recueillir des cellules de type souche de gliome de la plaque de culture avec une pipette stérile de 5 ml dans un tube de centrifugeuse de 15 ml dans une hotte de culture.
- Centrifuger les cellules collectées à 200 x g pendant 3 min dans une centrifugeuse du comptoir.
- Jeter le supernatant et digérer la pastille cellulaire (environ 1 x 107 cellules) avec 1 ml de trypsine-EDTA à température ambiante pendant 5 minutes pour faire une suspension de cellule unique dans trypsin-EDTA. Secouez doucement le fond du tube de centrifugeuse toutes les 2 minutes pendant la digestion pour vous assurer que les cellules sont bien digérées.
- Ajouter 3 ml de média de culture de cellules souches (voir le Tableau des matériaux) pour éteindre la trypsine. Centrifuger les cellules collectées à 200 x g pendant 3 min dans une centrifugeuse de contre-dessus. Jetez le supernatant et enregistrez la pastille cellulaire.
- Resuspendre les cellules avec 5 ml de culture cellulaire et compter les cellules avec un hémocytomètre.
- Plaque 5 x 106 cellules dans deux plaques de 10 cm contenant 10 ml de support de culture cellulaire.
- Juste avant l'irradiation prévue, recueillir les cellules et jeter le supernatant après centrifugation tel que décrit à l'étape 1.3. Re-suspendre le granule cellulaire avec 5 ml de support de culture cellulaire. Transférer 1 ml de suspension cellulaire dans une plaque de 35 mm contenant 2 ml de support de culture cellulaire.
REMARQUE : Le volume total des supports est de 3 ml dans la plaque de 35 mm pour faire le liquide 1 cm de hauteur dans la plaque. - Transférer les cellules plaquées dans un contenant secondaire, comme une boîte en plastique ou en mousse, afin de réduire le risque de contamination et d'amener les cellules dans le récipient à l'installation d'irradiation sur le chariot utilitaire.
- Irradier les cellules telles que décrites à l'étape 4.
2. Préparation cellulaire pour la culture cellulaire attachée
- Un jour avant l'irradiation, dans le capot de culture cellulaire, retirez le support DMEM de la plaque de culture cellulaire de la lignée cellulaire attachée, comme les cellules HEK-293. Les supports peuvent être aspirés à l'aide d'une pipette Pasteur reliée à un vide.
- Laver les cellules avec 5 ml de PBS stérile au plat de culture pour rincer les supports résiduels.
- Pipette 1 ml de trypsine-EDTA dans le plat de culture et inclinez doucement l'assiette de culture pour s'assurer que le plat entier est couvert de trypsine-EDTA.
- Trypsiniser les cellules à température ambiante pendant 5 min. Quench la réaction trypsine-EDTA avec 3 ml de support DMEM et de recueillir les cellules avec une pipette de 5 ml dans 15 ml tube centrifugeur dans le capot de culture.
- Centrifuger les cellules collectées à 200 x g pendant 3 min dans une centrifugeuse de contre-dessus. Jetez le supernatant et enregistrez la pastille cellulaire.
- Resuspendre les cellules avec 5 ml de support DMEM et compter les cellules avec un hémocytomètre.
- Plaque 2 x 105 cellules dans une plaque de 35 mm en utilisant 3 ml de support de culture cellulaire jusqu'à une hauteur de 1 cm de support.
- Après 24 h de culture cellulaire dans l'incubateur à 37 oC, transférer les cellules plaquées dans un contenant secondaire (c.-à-d. une boîte en mousse isolée) à l'installation d'irradiation d'un chariot utilitaire.
- Irradier les cellules telles que décrites à l'étape 4.
3. Préparation cellulaire pour l'immunostaining suite à l'irradiation
- Décongeler la matrice commerciale de protéines extracellulaires sur la glace à 4 oC pendant la nuit. Pré-réfrigérer 200 pointes de pipette ll et tubes de centrifugeuse de 1,5 ml à 4 oC pendant la nuit.
- Matrice de protéines extracellulaires Aliquot avec des pointes de pipette préréfrigérées et des tubes centrifugeuses de 1,5 ml à 200 l l par tube.
- Diluer 200 l de matrice extracellulaire de protéine dans 20 mL pré-réfrigéré de médias de culture cellulaire pour faire 1% de protéine extracellulaire de matrice de médias.
- Placer un bordereau stérilisé (22 mm x 22 mm) dans une plaque de 35 mm. Placez 400 l de 1 % de protéique extracellulaire sur le bordereau.
- Placez la plaque de 35 mm dans l'incubateur de culture cellulaire à 37 oC pendant 1 h pour permettre à la matrice extracellulaire de protéines de polymériser sur le bordereau.
- Lorsque vous utilisez la culture des cellules de suspension, faire une suspension de cellule unique comme décrit dans les étapes 1.1 à 1.5.
- Plaque 5 x 104 cellules sur un bordereau enduit de matrice de protéines extracellulaires placé dans une plaque de 35 mm. Retournez les cellules plaquées à l'incubateur de culture cellulaire pendant la nuit pour s'assurer que les cellules sont soutenues par la matrice protéique. Le volume total des supports dans l'assiette doit être de 3 ml pour que la hauteur des médias atteigne 1 cm dans le plat de culture.
- Observez les cellules sous un microscope de champ lumineux avec la lentille objective de grossissement de 10x. Les cellules doivent s'étaler sur le bordereau au lieu de flotter. Transférer le plat de culture avec des cellules plaquées dans un récipient secondaire comme une boîte en mousse à l'installation d'irradiation sur un chariot utilitaire et irradier les cellules comme décrit à l'étape 4.
- Lors de l'utilisation des cultures cellulaires ci-jointes (par exemple, les cellules HEK-293), digérez les cellules telles que décrites dans les étapes 2.1 à 2.6. Placez 5 x 104 cellules sur un couvercle stérile dans une plaque de 35 mm un jour avant l'irradiation pour s'assurer que les cellules sont entièrement attachées à la surface de la couverture en les observant au microscope comme à l'étape 3.9. Utilisez 3 ml de support DMEM pour faire le liquide 1 cm de hauteur dans la plaque.
- Après avoir cultivé des cellules sur des plaques de couverture pendant la nuit ou jusqu'à un jour, transférez le plat de culture avec des cellules plaquées dans un récipient secondaire à l'installation d'irradiation. Un chariot utilitaire peut être utilisé pour réduire le risque de déversement. Irradier les cellules telles que décrites à l'étape 4.
4. Irradiation avec un accélérateur linéaire (LINAC)
- À l'aide du logiciel de console du LINAC, définir le portique et le collimateur de l'accélérateur à 0 degrés, ouvrir les mâchoires X et Y à une taille symétrique de 20 x 20 cm2 de champ et rétracter les collimateurs multi-feuilles (MLC) s'ils sont présents.
REMARQUE : Les LINAC peuvent avoir un mode sans filtre d'aplatissement (FFF), ce qui permet des taux de dose très élevés. Comme son nom l'indique, ce rayonnement n'est pas uniforme (plat), et le taux de dose élevé n'est atteint qu'au centre du faisceau. Dans ce cas, un champ de 7 x 7 cm2 est utilisé. - Placer au moins 5 cm de matériau équivalent à l'eau sur le canapé de traitement. Placez le plat cellulaire à irradié à 400 MU/min (taux de dose standard) sur le matériau équivalent à l'eau et centrez-le au réticule LINAC.
- Placez les cellules à irradier à une profondeur de dose maximale dans un faisceau de rayons X de 6 MV, d'environ 1,5 cm. Placez 1 cm de matériau équivalent à l'eau supplémentaire sur le dessus du plat. Combiné avec le 1 cm de milieu dans lequel les cellules sont suspendues, cela place les cellules à une profondeur moyenne de 1,5 cm.
- Affix le pointeur avant à la tête du LINAC. Étendre le pointeur avant jusqu'à ce qu'il entre en contact avec la surface du matériau d'accumulation et noter la distance. Ajustez la hauteur de la table jusqu'à ce que la distance entre la source et la surface d'accumulation soit de 100 cm.
REMARQUE : La distance peut être confirmée avec l'indicateur de distance optique. Alternativement, l'indicateur de distance optique peut être utilisé au lieu du pointeur avant pour définir la source à la surface d'accumulation à 100 cm. - Calculez le nombre approprié d'unités de surveillance (MU) pour fournir la dose désirée de rayonnement aux cellules et programmez l'accélérateur pour qu'il soit livré à 400 MU/min.
REMARQUE : Pour la configuration de la distance de surface de la source (SSD) sur un LINAC calibré pour délivrer 1 cGy/MU à la profondeur de la dose maximale, le nombre requis d'unités de moniteur est calculé à l'aide de MU - Dose (cGy) / (1 cGy/MU) / OF(20x20), où of signifie facteur de sortie. Ce calcul devra être modifié pour les LINAC à l'aide d'autres configurations d'étalonnage. - Quittez le coffre-fort du traitement et vérifiez que toutes les autres personnes sont sorties. Vrify qu'il n'y a pas d'autres cellules dans la salle, ou ils recevront de faibles doses de rayonnement. Fermez la porte de la chambre forte.
- Confirmer la taille du champ, MU et MU/min à la console, puis activer le faisceau.
- Répétez les étapes 4.3-4.8 pour que les cellules soient irradiées à des taux de dose plus ou moins élevés.
- Pour obtenir des taux de dose plus élevés (p. ex., 2100 MU/min ou plus) avec l'accélérateur, diminuer le SSD afin d'augmenter le taux de dose effectif pour les cellules selon la loi carrée inverse : DoseRateEffective - Doserate ( 100 cm / SSD-New)2.
- Pour les faibles taux de dose (p. ex., 20 MU/min), augmentez la source à la distance de surface (SSD-Nouveau) pour diminuer le taux de dose. Par exemple, le plat de culture cellulaire peut être placé sur le plancher de la salle de traitement.
- Recalculer le réglage de l'unité de moniteur sur l'accélérateur si cette configuration est nécessaire, en utilisant MU -Dose(cGy) / (1 cGy/MU) / OF(20x20)/ (100 cm / SSD-New)2. Pour plus d'informations sur les calculs de MU, se référer à la référence par McDermott et Orton18.
- Déterminer le taux de dose en Gy/minute par DoseRate (Gy/Min) - Dose(Gy) (MU/min)/MU. par exemple, 4 Gy livré à 400 MU/min nécessite 380 MU, donc 4'400/380 '4.2 Gy/min. Voir tableau 1.
Figure 1 : Mise en place du plat de culture cellulaire sur accélérateur linéaire. (A) Un accélérateur linéaire clinique est montré. (B) 5 cm de matériau équivalent à l'eau est placé sur le canapé de traitement. (C) Un plat de culture cellulaire est placé sur la surface du matériau. (D) Le plat est centré à l'aide du réticule de l'accélérateur dans le champ de traitement montré par le champ de lumière carrée. (E) 1 cm de matériau équivalent à l'eau est placé sur le plat de culture cellulaire. La source à la distance de surface (SSD) est vérifiée à l'aide d'un indicateur de distance optique (F, G) ou d'un pointeur avant (H, I). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
5. Essais biologiques après irradiation
- Après irradiation, retournez les cellules à l'incubateur de culture cellulaire de la même manière que décrite ci-dessus (étape 1.9, 2.8 et 3.10).
- Au besoin, adaptez une variété d'analyses biologiques pour qu'elles s'inscrivent dans le projet de recherche.
REMARQUE : Ici, nous montrons une analyse représentative de cycle cellulaire16 comme exemple d'un analyse biologique suivant l'irradiation.
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Representative Results
Pour étudier l'effet du cycle cellulaire du taux de dose standard et de l'irradiation du taux de dose extra élevé par un accélérateur linéaire, trois échantillons de cellules souches de gliome ont été préparés à l'aide de ce protocole et ont recueilli 24 h après irradiation17: un échantillon témoin qui n'a pas été irradié (Figure 2A), un échantillon irradié avec 400 MU/min (unité de surveillance, taux de dose standard de 4,2 Gy/min, Figure 2B) à 4 Gy, et un autre échantillon irradié avec 2100 MU/min (21,2 Gy/min taux de dose extra élevé, Figure 2 C) à 4 Gy. Les profils de cycle cellulaire sont montrés avec les pourcentages de cellules dans différentes phases du cycle cellulaire.
Figure 2 : Exemple d'analyse du cycle cellulaire après 4 Irradiation gy de l'accélérateur linéaire. L'arrêt du cycle cellulaire G2 a été observé après l'irradiation des cellules souches du gliome avec un taux de dose standard (400 MU/min) (B) ou un taux de dose très élevé (2100 MU/min) (C) par rapport aux cellules témoins non irradiées (A). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
| DoseRate (MU/MIN) | SSD (CM) | énergie | Mu |
| 20 Ans, états-unis | 250 Annonces | 6X (en) | 2380 euros |
| 400 Ans et plus | 100 ans | 6X (en) | 390 ans et plus |
| en 2100, | 80 Ans, états-unis ( | 6FFF (en) | 260 ans et plus |
Tableau 1 : Configuration des taux de dose utilisés dans les expériences, en supposant 4 Dose de Gy. MU peut être mis à l'échelle linéairement pour d'autres doses requises. Ce sont des exemples MU pour le LINAC que nous avons utilisé. Le MU doit être calculé pour le LINAC spécifique de l'utilisateur en utilisant l'équation ci-dessus.
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Discussion
La radiothérapie fait partie intégrante de la prise en charge du cancer. Les efforts en cours visent à améliorer l'efficacité et l'efficacité de la radiothérapie. Les progrès de la technologie des accélérateurs linéaires ont permis de traiter les patients avec une précision et une sécurité sans précédent. Puisque la plupart des patients sont traités avec des rayons X à haute énergie des accélérateurs linéaires, les études examinant les effets biologiques d'un large éventail de taux de dose exécutés sur des accélérateurs linéaires peuvent être facilement appliquées aux patients. Il y a eu plusieurs rapports appliquant des accélérateurs linéaires à la recherche de biologie de rayonnement, mais les résultats sont mélangés et des études additionnelles sont nécessaires13,14,15,16,19.
Les accélérateurs linéaires sont relativement sûrs en ce sens qu'une fois la dose prescrite, il n'y aura pas de radiographie produite. Cela contraste avec les radio-isotopes où le rayonnement est constamment émis. En outre, l'utilisation d'accélérateurs linéaires pour délivrer des radiations permet l'utilisation d'arrangements de faisceaux sophistiqués pour contrôler la forme du volume cible avec une large gamme de doses et de taux de dose. L'inconvénient de cette méthode est que la disponibilité de l'accélérateur linéaire peut être limitée en raison de l'utilisation du patient et nécessite donc une planification avancée avec les cliniciens et les physiciens médicaux.
Dans notre protocole, nous décrivons la procédure de base pour l'irradiation des cellules. Cette méthode peut être adaptée à d'autres besoins de recherche. Par exemple, il peut être combiné avec le traitement médicamenteux pour étudier l'effet de la chimiothérapie et de la radiothérapie combinées. Lors de l'application de cette méthode à une lignée cellulaire spécifique ou d'un test après le rayonnement, certaines modifications doivent être attendues. Par exemple, afin d'étudier les changements précoces dans les biomarqueurs après l'irradiation, les cellules peuvent être recueillies peu de temps après l'irradiation.
Étant donné que la dose administrée dépend de l'énergie du faisceau et que la dose déposée varie en fonction de la profondeur de pénétration, la quantité de médias et de bolus équivalent à l'eau nécessaire pour obtenir la dose désirée est essentielle. Dans la méthode décrite ci-dessus, nous utilisons 6 photons MV dans un seul faisceau antérieur-postérieur et nous nous assurons que le support cellulaire est de 1 cm de hauteur dans le plat de culture. Nous utilisons un supplément de 1 cm de matériau équivalent à l'eau sur le dessus du plat de culture cellulaire pour accumuler la dose aux cellules. Pour obtenir des taux de dose très élevés, nous levons le canapé sur lequel les cellules sont placées. Parce que la taille du champ devient plus petite que le canapé est soulevé, nous utilisons un plat de culture de 35 mm et de s'assurer que le plat entier est dans le champ d'irradiation, tel que délimité par le champ de lumière. Pour obtenir de faibles taux de dose, nous abaissons le canapé de traitement ou plaçons le plat de culture cellulaire sur le plancher de la pièce pour augmenter la source à la distance de surface. La conception de champs de traitement pour les animaux, qui est plus complexe, est au-delà de la portée de cet article. Les techniques décrites ici aideront les chercheurs à comprendre comment utiliser un accélérateur linéaire pour les essais biologiques avec des lignées cellulaires cultivées en suspension ou attachées à la vaisselle. Une étroite collaboration entre biologistes, cliniciens et physiciens médicaux assurera l'exécution réussie des études de rayonnement.
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Disclosures
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Acknowledgments
Nous remercions le Cleveland Clinic Department of Radiation Oncology pour l'utilisation des accélérateurs linéaires. Nous remercions le Dr Jeremy Rich pour son don généreux de cellules souches de gliomes. Cette recherche a été soutenue par la Cleveland Clinic.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Material | |||
| glioma stem-like cell 387 | gift from Dr. Jeremy Rich | ||
| 293 cells | ATCC | CRL-1573 | |
| neuron stem cell culture media | Thermo Fisher Scientific | 21103049 | NeurobasalTM media |
| DMEM | Thermo Fisher Scientific | 10569044 | |
| Fetal Bovine Serum | Thermo Fisher Scientific | 16000044 | |
| Penicillin/Streptomycin | Thermo Fisher Scientific | 15140-122 | |
| Recombinant Human EGF Protein | R&D Systems | 236-EG-01M | |
| Recombinant Human FGF basic | R&D Systems | 4114-TC-01M | |
| B-27™ Supplement | Thermo Fisher Scientific | 17504044 | |
| Sodium Pyruvate | Thermo Fisher Scientific | 11360070 | |
| L-Glutamine | Thermo Fisher Scientific | 25030164 | |
| Tripsin-EDTA | Thermo Fisher | 25200056 | |
| extracellular proten matrix | Corning | 354277 | MatrigelTM |
| Ethanol | Fisher chemical | A4094 | |
| Equipment | |||
| 10 cm cell culture dish | Denville | T1110 | |
| 3.5 cm cell culture dish | USA Scientific Inc. | CC7682-3340 | |
| 22x22mm glass cover slip | electron microscopy sciences | 72210-10 | |
| 15 ml centrifuge tube | Thomas Scientific | 1159M36 | |
| 50 ml centrifuge tube | Thomas Scientific | 1158R10 | |
| 5 ml Pipette | Fisher Scientific | 14-955-233 | |
| pipet aid | Fisher Scientific | 13-681-06 | |
| Vortex mixer | Fisher Scientific | 02-215-414 | |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810R | |
| Linear Accelerator | Varian | n/a | |
| water equivalent material | Sun Nuclear corporation | 557 | Solid waterTM |
| Reagent preparation | |||
| DMEM media | 10% fetal bovine serum (FBS), 2 mM L-glutamine, 100 units/mL penicillin G, 100 µg/mL streptomycin in 500 ml DMEM media | ||
| stem cell culture media | 10 ml B27 supplement, 20 µg hFGF, 20 µg hEGF, 2 mM L-glutamine, 100 units/mL penicillin G, 100 µg/mL streptomycin in 500 ml Neurobasal media |
References
- Stupp, R., et al. Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma. The New England Journal of Medicine. 352 (10), 987-996 (2005).
- Stupp, R., et al. Effects of radiotherapy with concomitant and adjuvant temozolomide versus radiotherapy alone on survival in glioblastoma in a randomised phase III study: 5-year analysis of the EORTC-NCIC trial. The Lancet Oncology. 10 (5), 459-466 (2009).
- Tao, R., et al. Hypoxia imaging in upper gastrointestinal tumors and application to radiation therapy. Journal of Gastrointestinal Oncology. 9 (6), 1044-1053 (2018).
- Gajiwala, S., Torgeson, A., Garrido-Laguna, I., Kinsey, C., Lloyd, S. Combination immunotherapy and radiation therapy strategies for pancreatic cancer-targeting multiple steps in the cancer immunity cycle. Journal of Gastrointestinal Oncology. 9 (6), 1014-1026 (2018).
- Liney, G. P., Whelan, B., Oborn, B., Barton, M., Keall, P. MRI-Linear accelerator raiotherapy systems. Clinical Oncology Journal | The Royal College of Radiologists. 30 (11), 686-691 (2018).
- Hall, E. J. Radiation dose-rate: a factor of importance in radiobiology and radiotherapy. The British Journal of Radiology. 45 (530), 81-97 (1972).
- Steel, G. G., et al. The dose-rate effect in human tumour cells. Radiotherapy & Oncology. 9 (4), 299-310 (1987).
- Ling, C. C., Gerweck, L. E., Zaider, M., Yorke, E. Dose-rate effects in external beam radiotherapy redux. Radiotherapy & Oncology. 95 (3), 261-268 (2010).
- Castro, G., et al. Amotosalen/UVA treatment inactivates T cells more effectively than the recommended gammadose for prevention of transfusion-associated graft-versus-host disease. Transfusion. 58 (6), 1506-1515 (2018).
- Gaddini, L., et al. Exposing primary rat retina cell cultures to γ-rays: An in vitro model for evaluating radiation responses. Experimental Eye Research. 166, 21-28 (2018).
- Simara, P., et al. DNA double-strand breaks in human induced pluripotent stem cell reprogramming and long-term in vitro culturing. Stem Cell Research & Therapy. 8 (1), 73 (2017).
- Wang, Z., et al. A comparison of the biological effects of 125I seeds continuous low-dose-rate radiation and 60Co high-dose-rate gamma radiation on non-small cell lung cancer cells. PLoS One. 10 (8), 0133728 (2015).
- Lasio, G., Guerrero, M., Goetz, W., Lima, F., Baulch, J. E. Effect of varying dose-per-pulse and average dose rate in X-ray beam irradiation on cultured cell survival. Radiation and Environmental Biophysics. 53 (4), 671-676 (2014).
- Karan, T., et al. Radiobiological effects of altering dose rate in filter-free photon beams. Physics in Medicine and Biology. 58 (4), 1075-1082 (2013).
- Sarojini, S., et al. A combination of high dose rate (10X FFF/2400 MU/min/10 MV X-rays) and total low dose (0.5 Gy) induces a higher rate of apoptosis in melanoma cells in vitro and superior preservation of normal melanocytes. Melanoma Research. 25 (5), 376-389 (2015).
- Hao, J., et al. The effects of extra high on glioma stem-like cells. PLoS One. 13 (8), 0202533 (2018).
- Liu, J., et al. Radiation-induced G2/M arrest rarely occurred in glioblastoma stem-like cells. International Journal of Radiation Biology. 94 (4), 394-402 (2018).
- Mcdermott, P., et al. The Physics and Technology of Radiation Therapy. , Medical Physics Pub Corp. Madison WI. (2010).
- Lohse, I., et al. Effect of high dose per pulse flattening filter-free beams on cancer cell survival. Radiotherapy & Oncology. 101 (1), 226-232 (2011).
