Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

Modelo de apendicectomía murine del cáncer colorrectal asociado a la colitis crónica por localización precisa del parche de Caecal

doi: 10.3791/59921 Published: August 24, 2019

Summary

El protocolo presentado describe una extirpación quirúrgica fácil del apéndice (parche cecaco) en un ratón seguido de la inducción del cáncer colorrectal asociado a la enfermedad inflamatoria intestinal. Este modelo de apendicectomía murina permite investigar el papel biológico del apéndice en la patogénesis de la enfermedad gastrointestinal humana.

Abstract

El apéndice humano ha sido implicado recientemente para desempeñar importantes papeles biológicos en la patogénesis de diversas enfermedades complejas, como el cáncer colorrectal, la enfermedad inflamatoria intestinal y la enfermedad de Parkinson. Para estudiar la función del apéndice, se ha establecido un modelo de apendicectomía murino asociado a la enfermedad intestinal y su protocolo paso a paso se describe aquí. Este informe introduce un protocolo fácil para la eliminación de parches de cecal en ratones seguido de la inducción química del cáncer colorrectal crónico asociado a la colitis utilizando una combinación de sulfato de dextran sódico (DSS) y azoximetano (AOM). Las células específicas de IgA y la concentración de IgA se redujeron significativamente tras la eliminación del parche ceaquídico en ratones machoC57BL/6 en comparación con los del grupo falso. La administración simultánea del 2% de DSS y AOM dio lugar a casi el 80% de supervivencia de ratones en grupos de farsa y apendicectomía sin pérdida significativa de peso corporal. Los resultados histológicos confirmaron la inflamación colónica y diferentes grados de adenocarcinoma. Este modelo se puede utilizar para el estudio del papel funcional del apéndice en el mantenimiento de la homeostasis de la microbiota intestinal y la patogénesis de la colitis intestinal y neoplasias malignas, así como para el desarrollo potencial de terapias de segmentación de fármacos.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

La apendicectomía clínica es un procedimiento quirúrgico estándar que implica la extirpación del apéndice principalmente debido a la inflamación (por ejemplo, apendicitis)1,2,3. Sin embargo, la función biológica del apéndice humano vermiforme sigue siendo controvertida4,5,6. El apéndice ha sido considerado como un remanente vestigial que se proyecta desde el cecum en el intestino grueso. Hasta hace poco, estudios evolutivos, inmunológicos, morfológicos y microbiológicos han sugerido que el apéndice puede poseer funciones distintas. Estas funciones incluyen la producción de inmunoglobinas (por ejemplo, IgA e IgG), una variedad de células B y células T críticas para respuestas inmunitarias adaptativas dentro de los tejidos linfoides asociados al intestino (GALT), y la reposición del intestino grueso con microbiotas comensales 6 , 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12.

Los estudios epidemiológicos clínicos de pacientes con apendicectomía previa o apendicitis aguda también han revelado sus posibles funciones en la patogénesis de enfermedades humanas, como la enfermedad inflamatoria intestinal (EII), el cáncer colorrectal y el (p. ej., enfermedad de Parkinson y enfermedad cardiovascular)13,14,15,16,17,18. Por ejemplo, un gran estudio de cohorte de población asiática con 75.979 pacientes con apendicectomía mostró recientemente una asociación significativa entre la apendicectomía y el desarrollo posterior del cáncer colorrectal, uno de los tumores malignos más comunes con una alta incidencia y mortalidad14,19. En consecuencia, establecer un modelo adecuado de apendicectomía animal que se asemeje a un ser humano será útil para investigar las funciones biológicas y los mecanismos moleculares del apéndice en la patogénesis de la enfermedad.

Muchos mamíferos poseen un órgano similar a un apéndice o apéndice, incluyendo primates, lagomorfos (por ejemplo, conejos), algunos roedores y marsupiales20. Para animales de laboratorio pequeños y de uso común, el conejo posee el apéndice vermiforme que se asemeja morfológicamente al humano21,22, pero GALT en el conejo es extremadamente grande en comparación con el de los seres humanos, ya que la mayoría de los los tejidos linfoides también se encuentran en los parches de Peyer ubicados en los intestinos pequeños y grandes21. Además, el conejo muestra una estructura folicular linfoide diferente, distribución de células T, y la densidad de inmunoglobulina del humano, lo que hace que el estudio de sus apéndices inapropiado21.

Los ratones son el modelo animal más utilizado para estudiar la fisiopatología humana y probar las diversas terápticas existentes y novedosas23,24,25. Se cree que el único racimo linfoide grande blanco en el ápice del caecum en ratones, conocido como parche cecaico, realiza funciones similares al apéndice humano26,27,28. Sin embargo, es prácticamente difícil separar el parche cecaico de caecum en ratones. Hasta ahora, los procedimientos quirúrgicos comunes para inducir la apendicitis en un modelo de ratón implican una incisión relativamente grande (por ejemplo, 1-2 cm) a través de la pared abdominal para tener acceso a todo el caecum (TablaSuplementaria 1)29, 30,31,32,33,34,35,36.

Aquí, para generar un modelo de apendicectomía asociado con la enfermedad gastrointestinal, este informe presenta un protocolo quirúrgico fácil para la extracción de parches de ceca en ratones. Esto es seguido por la administración combinada del agente genotóxico AOM y el agente proinflamatorio DSS para la inducción de cáncer colorrectal asociado a la colitis similar al observado en humanos. La EII ha demostrado ser un factor de riesgo de cáncer intestinal37,38. La combinación de cáncer colorrectal crónico asociado a colitis crónica inducido por AOM/DSS ha sido bien establecida, y los lectores pueden referirse a Neufert et al., y Thaker et al. para procedimientos detallados39,40. Este modelo de apendicectomía murino reproducible y rápida se puede utilizar para estudiar la inflamación intestinal modulada por apéndice y la microbiota de colon, especialmente en el desarrollo y progresión de la EII y el cáncer colorrectal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Todos los procedimientos de animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Xi'an Jiaotong (No. XJTULAC2019-1023).

1. Apendicectomía de ratones

  1. House 8–10-week-old C57BL/6 ratones macho en un ambiente certificado libre de patógenos específicos (SPF) durante 1 semana antes de la cirugía.
  2. Prepare los siguientes instrumentos quirúrgicos estériles: un par de microtijeras, un par de microfórptos, dos tamaños (4-0 y 8-0) de suturas esterilizadas no absorbibles, una pluma de coagulación eléctrica con soporte de aguja, 75% alcohol médico, exfoliación a base de yodo ( por ejemplo, entoyodo), y un paquete de hisopos de algodón estériles.
  3. Llene una jeringa de 10 ml con una salina fisiológica precalentada del 0,9% para el lavado abdominal y la hidratación durante la cirugía.
  4. Anestetizar un ratón no enano por vía intraperitoneal (es decir) con un 1% de pentobarbital sódico a una dosis de 100 mg/kg. Compruebe la profundidad de la anestesia por la falta de respuesta a los reflejos del pedal.
    NOTA: Se administra una dosis anestésica única para garantizar un efecto sedante completo en el ratón. En caso de procedimientos cortos, 50 mg/kg de pentobarbital sódico i.p. pueden ser suficientes.
  5. Afiérate suavemente el vello abdominal con una afeitadora eléctrica.
  6. Poner el ratón en la almohadilla de calentamiento para evitar la hipotermia.
  7. Asegure el ratón sobre una plataforma en posición supina colocando cuatro tiras de cinta adhesiva médica a través de las extremidades para prevenir el movimiento postural durante la cirugía.
  8. Toque suavemente todo el abdomen para encontrar la sensación de un bulto.
    NOTA: En la mayoría de los casos, la sensación de un bulto siempre indica la posición exacta del caecum. Para evitar posibles daños en el resto del intestino, esta colocación previa del caecum antes de la incisión abdominal es importante.
  9. Cubrir con una cortina estéril y desinfectar la zona arasda del abdomen mediante la aplicación de exfoliaciones quirúrgicas alternas de solución a base de yodo y 75% de alcohol. Repita el proceso 2x.
  10. Hacer una incisión longitudinal que va de 0.5–1.0 cm en la línea media del abdomen.
  11. De acuerdo con la ubicación predeterminada del caecum, llegar al caecum y exteriorizar suavemente (1 cm) para identificar el parche cecaco. Utilice una solución salina estéril y precalentada de pH fisiológico para hidratar el intestino.
    NOTA: El parche cecacal de un ratón es parte del caecum y se caracteriza por la presencia de folículos blancos ovoides en la superficie.
  12. Para prevenir posibles complicaciones del sangrado y la infección postoperatorios, ligar los vasos sanguíneos mesentéricos del caecum usando el 8-0 Sutura. Hidrata el caecum con solución salina estéril.
  13. Marque la región de resección usando la sutura 4-0 con un bucle abierto cerca del ápice del caecum en el colon proximal.
    NOTA: Marcar el caecum con un bucle abierto también evita la fuga de contenido cecaico del corte.
  14. Corte el parche de ceca debajo de la resección marcada con microtijeras y limpie el contenido cecal residual con hisopos de algodón médicos. A continuación, desinfecte el muñón de caecum con exfoliación a base de yodo.
  15. Cierre el muñón con la sutura de carrera usando el 8-0 Sutura.
  16. Retire con cuidado el bucle de rosca 4-0 utilizado anteriormente para marcar la resección en el muñón del caecum.
  17. Esterilice la posición suturada con exfoliación a base de yodo. Rehidrata rhidrate el sitio quirúrgico con salina de nuevo.
  18. Cierre la capa de musculatura con la sutura de correr usando 8-0 hilo de sutura.
  19. Cierre las capas de la piel con suturas interrumpidas con hilo de sutura 4-0.
  20. Desinfectar el corte quirúrgico 2x con exfoliación a base de yodo, luego eliminar el yodo con 75% de alcohol médico.
  21. Voltee suavemente el ratón hacia atrás, por vía subcutánea (s.c.) inyectar 0,1 mg/kg de peso corporal de buprenorfina y 0,4 ml de salina fisiológica y dejar que el ratón descanse en la almohadilla de calor hasta que vuelva a la conciencia.
  22. Vuelva a colocar el ratón en la jaula estéril y monitoree de cerca si hay signos de dolor durante 3 días después de la cirugía para asegurar la recuperación.
    NOTA: Puede ser necesaria una aplicación postoperatoria de 0,05 mg/kg de buprenorfina para aliviar el dolor del ratón individual. Permita que los ratones se recuperen durante 7 días después de la cirugía para una mayor inducción del cáncer colorrectal asociado a la colitis.

2. Inducción del cáncer colorrectal crónico asociado a la colitis con AOM y DSS

NOTA: Realice este procedimiento 7 días después de la apendicectomía.

  1. Preparar la solución de stock AOM disolviendo 25 mg de AOM en 2,5 ml de solución salina estéril al 0,9% a una concentración de 10 mg/ml.
    NOTA: AOM es sensible a la luz.
    1. Aliquot 2,5 ml de solución de material AOM preparada en tubos de vidrio de 5 ml envueltos con papel de aluminio y almacenar a -20 oC cada vez en su uso.
    2. Descongelar una alícuota de AOM una vez y diluirla a una concentración de 1 mg/ml con 0,9% de solución salina estéril (relación 1:10).
      ADVERTENCIA: AOM es extremadamente cancerígeno; por lo tanto, realizar todo el procedimiento de preparación en una campana de humo.
  2. Disolver 4 g de polvo DSS en 200 ml de agua autoclave para preparar una solución DSS al 2% (p/v).
    NOTA: La concentración de DSS puede variar dependiendo de la tensión del ratón, el sexo y el ciclo de inducción; 3% DSS se puede utilizar para otras cepas de ratones.
  3. Administre simultáneamente el AOM/DSS recién preparado a los ratones. Para ello, siga los pasos que se indican a continuación.
    1. Inyecte por vía intraperitoneal 0,01 ml/g de solución de trabajo AOM recién preparada para cada ratón y reemplace el agua autoclave por una solución DSS al 2% durante 5 días ad libitum.
      NOTA: Cada jaula contiene cinco ratones; revisar regularmente el frasco de dSS para asegurarse de que no se produce ningún precipitado durante el período de tratamiento.
    2. Peso y monitoree de cerca cada ratón todos los días.
      NOTA: Durante la administración, eutanasia ratones con hasta un 20% de pérdida de peso en comparación con su peso inicial o signos de la ampolla, entrecerrar los ojos, hipotermia y mala actividad.
  4. Proporcione una botella fresca de agua autoclave en el día 6 después de la administración de AOM/DSS hasta el día 21 (Figura 1B).
    NOTA: Este es un ciclo completo que comprende de 21 días.
  5. Repita los pasos 2.3–2.4 para dos ciclos adicionales y sacrifique a los ratones el día 70.

3. Evaluación de la inflamación del colon y el tumor (70 días después de la administración de AOM)

  1. Sacrificar a los ratones por inhalación de CO2 a una tasa de llenado del 10% en la cámara de eutanasia seguida de luxación cervical.
  2. Cosecha todo el colon desde arriba de la unión ileo-cólico hasta el ano.
  3. Exponga el lado del lumen abriendo el colon longitudinalmente. Cortar todo el colon en trozos de 10 cm de largo y fijar el tejido del colon en 10% de formalina durante 72 h para la tinción de hematoxilina y eosina (H&E).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Establecimiento del modelo de apendicectomía murina

Este modelo de apendicectomía murina de cáncer colorrectal asociado a la colitis crónica se puede generar siguiendo los pasos quirúrgicos e inducción secuenciales como se ilustra en la Figura1. Las posiciones más frecuentes de caecum están en la fosa ilíaca izquierda y derecha seguida de la línea media del abdomen (Figura2). La tasa exitosa de prelocalización de caecum antes de la incisión del abdomen utilizando el método de palpación es de casi 70% (InformaciónSuplementaria, Tabla S2). Los procedimientos de apendicectomía comprenden principalmente seis pasos importantes (Figura3). Durante la cirugía de apendicectomía, una incisión de línea media de tan solo 0,5–1,0 cm de longitud es fundamental para minimizar el trauma quirúrgico (Figura3A). En el caso de fugas intraperitoneales, son necesarios los vasos mesangiales de ligadura y el cierre del muñón del caecum, utilizando suturas corrientes en lugar de ligaduras simples (Figura3B,C,D,E).

Evaluación de IgA como biomarcador en ratones de apendicectomía

Para confirmar la apendicectomía, el intestino grueso de los ratones y el contenido fecal se cosecharon después de la cirugía para determinar los niveles de células plasmáticas específicas de IgA y las concentraciones de IgA (sIgA) secretoras. Los ratones de apendicectomía mostraron una reducción significativa en el porcentaje de células plasmáticas específicas B220-IgA+ en comparación con el grupo falso (Figura4A,B). Además, en comparación con su propio estado inicial antes de la cirugía, los ratones falsos mantuvieron la concentración de sIgA fecal durante 14 días después de la cirugía, mientras que el grupo de apendicectomía mostró una reducción significativa de la slgA el día 14 (Figura4C).

Validación del cáncer colorrectal asociado a la colitis en ratones con apendicectomía

En comparación con el 3% de DSS, en el que la mayoría de los ratones en el grupo de la apendicectomía mostraron complicaciones graves y pérdida de peso corporal significativa (Figura5A),2% DSS en combinación con AOM proporcionó el 80% de la tasa de supervivencia en grupos de apenditos y apenditos, con cambios razonables de peso corporal (Figura5E). Al final de tres ciclos de tratamiento, el intestino grueso de longitud completa fue cosechado para la evaluación patológica. La inspección visual y la tinción de H&E mostraron los tumores colónicos con inflamación del colon y diferentes grados de adenocarcinomas (adenocarcinomas bien, moderados y mal diferenciados) en ratones tratados con 2% de AOM/DSS (Figura6).

Figure 1
Figura 1: Ilustración esquemática del establecimiento del modelo de apendicectomía murino del cáncer colorrectal asociado a la colitis crónica.
(A) Un diagrama de flujo de los principales pasos quirúrgicos (los tres primeros son críticos) del procedimiento de apendicectomía. (B) Inducción del cáncer colorrectal. Siete días después de la apendicectomía, a la AOM y al DSS se administraron simultáneamente. Los pesos de los ratones se registraron en varios momentos (triángulo rojo). En el día 70 después de la cirugía, los ratones fueron sacrificados, y los tejidos intestinales fueron cosechados para más evaluaciones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Predeterminación de la ubicación del parche cecaico en ratones antes de la incisión abdominal.
(A) Resumen de la probabilidad de encontrar la posición de caecum. Imágenes anatómicas de tres posiciones más comunes del caecum en el (B) bajo derecho, (C) medio, y (D) abdomen izquierdo bajo del ratón. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Pasos críticos de la apendicectomía murina.
(A) Pequeña incisión dispuesta 0,5–1,0 cm; (B) Extraer la parte exacta del parche cecadespués de la preposición del caecum. (C) Ligadura de vasos mesentéricos que acompañan al caecum. (D) Marcar la región de corte del caecum con la sutura 4-0. (E) Cerrar el muñón con suturas de carrera utilizando el 8-0 Sutura. (F) Cerrar la capa muscular con suturas interrumpidas usando el 8-0 Sutura. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Cuantificación de células plasmáticas específicas de IgA y concentración de sIgA fecal después de la apendicectomía.
(A) Parcelas de puntorepresentativas para células teñidas con anti-IgA y B220 en todo el intestino grueso de los ratones falsos y apendicectomía 1 día y 14 días después de la cirugía. Los linfocitos en la mina propria fueron recién preparados y teñidos con IGA antiratón FITC, PE antiratón CD45R/B220 para citometría de flujo. Los números dentro de las gráficas indican porcentajes de celdas en áreas respectivas; (B) Determinación cuantitativa de células plasmáticas específicas de IgA en grupos falsos y apendicectomía. Los datos representan la media de SD; n 5–8 ratones; *p < 0.05, **p < 0.01, y ***p < 0.001. (C) Concentraciones fecales de sIgA antes y después de la cirugía. El contenido fecal se recopiló en los puntos de tiempo designados, y los niveles de sIgA fueron probados por ELISA. Cada punto de color representa el mismo ratón durante un período de 14 días. El análisis estadístico se realizó utilizando una prueba tno emparejada, con p < 0.05 considerado estadísticamente significativo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5: Estado de supervivencia animal del modelo de cáncer colorrectal colorrectal asociado a la colitis crónica inducido por la combinación AOM/DSS después de la apendicectomía.
(A) La curva de supervivencia obtenida utilizando 3% DSS para la inducción de colitis en grupos falsos y de apendicectomía. Las complicaciones graves del prolapso anal (B) y el absceso mural indicaron la variable del animal (C). (D) La curva de supervivencia obtenida utilizando el 2% de DSS para la inducción de colitis en grupos falsos y de apendicectomía; (E) Cambio medio de peso corporal de ratones durante 70 días. Los datos representan la media de los ratones SD, n a 6. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 6
Figura 6: Imágenes de tumores colorrectales crónicos asociados a la colitis inducidos por el tratamiento combinado del 2% DSS y 10 mg/kg de AOM.
Fotografías del colon diseccionado con tumores bajo (A) inspección visual y (B) microscopio de operación animal. Imágenes de tinción de H&E de tejidos colónicos que muestran (C) inflamación colónica, (D) adenocarcinoma bien diferenciado, (E) adenocarcinoma moderadamente diferenciado, y (F) adenocarcinoma altamente diferenciado. Flecha negra indica la úlcera mucosa, punta de flecha negra indica adenocarcinoma, flecha blanca indica infiltración de neutrófilos entre las glándulas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Tabla Suplementaria 1: Resumen bibliográfico de los métodos quirúrgicos utilizados para la inducción de la apendicitis en cepas de ratones de uso común. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Tabla Suplementaria 2: Ubicaciones del caecum en ratones después de la laparotomía. El órgano expuesto después de la incisión indica el órgano que se encuentra directamente en la posición preubicada después de la laparotomía. La posición del caecum muestra la ubicación del caecum en relación con la región abdominal/la posición del caecum en relación con el intestino. Expuesto indica que el caecum estaba por debajo de la capa muscular del abdomen y por encima de otras partes del intestino. Integrado indica que el caecum estaba cubierto por el intestino. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Se obtuvo un modelo de apendicectomía murino de cáncer colorrectal asociado a la colitis mediante pasos quirúrgicos con una alta tasa de supervivencia en ratones. En la mayoría de los casos, dado que el caecum se colocó debajo de la pared abdominal (TablaSuplementaria 1, Tabla Suplementaria 2y Figura2), era difícil prejuzgar su ubicación sin laparotomía. En este protocolo quirúrgico, se introdujo un paso fácil de tocar el bache, y también se proporcionó una evaluación cuantitativa de la ubicación del cecum como guía para aumentar la precisión para la prelocalización del cecum (Figura2). La explotación de las características anatómicas para extirpar el parche cecaal minimiza la interrupción de las partes no deseadas del intestino, disminuyendo así la tasa de posibles complicaciones de la apendicectomía y la infección de la cavidad abdominal.

Tres pasos críticos están involucrados en este modelo. En primer lugar, el examen visual y la palpación antes de la laparotomía pueden ser útiles para determinar la ubicación general del caecum. A pesar del hecho de que el caecum está más probable presente en la región ilíaca izquierda del abdomen, el parche cecaico que sobresale del ápice del caecum es a menudo disociativo (es decir, moverse o incrustado) y es más probable que se encuentre debajo del peritoneo medio ( Figura 2). En segundo lugar, se prefiere una pequeña incisión en la línea media del abdomen y una exposición precisa del parche cecaico. Esto se debe a que hay una mancha delgada en la línea media del abdomen, en la que cortar en esta posición puede disminuir la lesión potencial de la capa de musculatura abdominal. Además, para evitar el vólvulo tras la apendicectomía, que es perjudicial para los ratones, la exposición precisa del parche cecaico minimiza la alteración involuntaria del intestino, reduciendo el riesgo de aparición de volvulus. Además, la exposición mínima de la cavidad abdominal puede garantizar que el intestino permanezca incontaminado, caliente y húmedo; de lo contrario, la exposición excesiva puede causar una pérdida significativa de calor y secado de los tejidos41.

En tercer lugar, la desinfección y el cierre del muñón cecaico con suturas de carrera en lugar de ligadura simple son necesarios para prevenir el posible sangrado y desinfección del contenido cecacal del muñón. El nivel de células plasmáticas específicas de IgA y sIgA fecal en el intestino grueso de los ratones se reducen significativamente mediante una apendicectomía, lo que sugiere que el parche cecaes es el sitio principal para la producción de IgA al menos en el período inicial33. En el intestino grueso, sIgA funciona como un defensor de la salud mucosa mediante la estabilización de la colonización normal de la flora commensal y contrarrestar los microbios patógenos42. La extracción del apéndice reduce la producción de IgA y puede interrumpir la homeostasis mucosa.

Se observaron la alta tasa de mortalidad y los signos clínicos de inducción excesiva de colitis (es decir, heces sangrientas graves, prolapso anal y absceso abdominal43,44) en ratones tratados con 3% DSS (Figura5). Sin embargo, la inducción del DSS al 2% después de tres ciclos no causó ninguna de estas complicaciones, y la tasa de supervivencia se mantuvo por encima del 80%. Esto indica que el uso combinado de DSS y AOM debe validarse, ya que la falta de integridad de los GALT puede, en cierta medida, reducir la tolerancia de los ratones a la combinación AOM y DSS. Los estudios observacionales de evidencia clínica sugieren que el apéndice está fuertemente asociado con el desarrollo de EII y cáncer colorrectal14,45,46. Sin embargo, las funciones biológicas y los mecanismos subyacentes del apéndice en la patogénesis de las enfermedades intestinales crónicas todavía no están claras. Parece que el apéndice actúa como una parte importante de los GALT y como reservorio de la flora commensal intestinal para regular la salud o los estados enfermos17,18,31. El establecimiento de este modelo de apendicectomía murino repetible y rentable se puede utilizar para estudiar las funciones del apéndice en la EII y el cáncer colorrectal en el contexto de la homeostasis de la microbiota, la prevención del cáncer y la inmunoterapia.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo cuenta con el apoyo parcial de los Fondos de Investigación Fundamental de la Universidad Central (G2018KY0302), el Fondo de Desarrollo de Investigación Fundamental Universitaria (KT00062), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (81870380), y el Premio de Investigación Clínica de la Primer Hospital Afiliado de la Universidad Xi'an Jiaotong en China (NO. XJTU1AF-CRF-2015-029). Los autores agradecen al Dr. Chengxin Shi por sus sugerencias técnicas durante la fase de exploración temprana del modelo de apendicectomía murina, así como al patólogo Dr. Xi Liu por la evaluación de los resultados de tinción de H&E de colitis y tumores colorrectales. Y.L. realizó la demostración de cirugía, hizo análisis de datos y escribió el borrador del manuscrito; J.L., G.L., Z.P., y Y.M. participaron en la preparación quirúrgica, colecciones de tejidos y producción de video; M.Z. realizó la citometría de flujo y ELISA; Q.W. y H.X. proporcionaron el apoyo técnico para generar un modelo murino clínicamente relevante; R.X.Z. diseñó el estudio, supervisó la investigación y escribió y denitó el manuscrito; J.S. revisó el manuscrito.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Azoxymethane(AOM) Sigma-Aldrich,Inc. A5486
Dextran Sulfate Sodium Salt(DSS) MP Biomedicals,Inc. 160110
Entoiodine Shanghai likon high technology disinfection co. LTD 310102
digital caliper Ningbo yuanneng trading co. LTD 4859263
4-0 Silk Sutures Yuanlikang co. LTD 20172650032
8-0 Prolene Sutures Yuanlikang co. LTD 20172650032
Electric coagulation pen Chuang mei medical equipment co. LTD 28221777292
disposable syringe 1ml Shengguang medical products co. LTD 3262-2014
disposable syringe 10ml Shengguang medical products co. LTD 3262-2014
75% Medicinal alcohol Shandong anjie high-tech disinfection technology co. LTD 371402AAJ008
Pentobarbital sodium salt Sigma-Aldrich,Inc. 57-33-0
Physiological Saline Shandong qidu pharmaceutical co. LTD H37020766
Absorbent Cotton Swab Henan ruike medical co., LTD RK051
Surgical Instruments-Ophthalmic Jinzhong Shanghai co.LTD WA3050

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Leung, T. T., et al. Bowel obstruction following appendectomy: what is the true incidence. of Surgery. 250, (1), 51-53 (2009).
  2. Salminen, P., et al. Antibiotic Therapy vs. Appendectomy for Treatment of Uncomplicated Acute Appendicitis: The APPAC Randomized Clinical Trial. The Journal of the American Medical Association. 313, (23), 2340-2348 (2015).
  3. Mayo Clinic. Appendicitis. at https://www.mayoclinic.org/diseases-conditions/appendicitis/diagnosis-treatment/drc-20369549 (2019).
  4. On the Appendix Vermiformis and the Evolution Hypothesis. Nature. 8, 509 (1873).
  5. Zahid, A. The vermiform appendix: not a useless organ. Journal of College of Physicians and Surgeons Pakistan. 14, (4), 256-258 (2004).
  6. Kooij, I. A., Sahami, S., Meijer, S. L., Buskens, C. J., Te Velde,, A, A. The immunology of the vermiform appendix: a review of the literature. Clinical and Experimental Immunology. 186, (1), 1-9 (2016).
  7. Sarkar, A., Saha, A., Roy, S., Pathak, S., Mandal, S. A glimpse towards the vestigiality and fate of human vermiform appendix-a histomorphometric study. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 9, (2), 11 (2015).
  8. Fujihashi, K., et al. Human Appendix B-Cells Naturally Express Receptors for and Respond to. Interleukin-6 with Selective Iga1 and Iga2 Synthesis. Journal of Clinical Investigations. 88, (1), 248-252 (1991).
  9. Im, G. Y., et al. The appendix may protect against Clostridium difficile recurrence. Clinical Gastroenterology and Hepatology. 9, (12), 1072-1077 (2011).
  10. Gebbers, J. O., Laissue, J. A. Bacterial translocation in the normal human appendix parallels the development of the local immune system. Annal of the New York Academy of Sciences. 337-343 (2004).
  11. Randal Bollinger,, Barbas, R., S, A., Bush, E. L., Lin, S. S., Parker, W. Biofilms in the large bowel suggest an apparent function of the human vermiform appendix. Journal of Theoretical Biology. 249, (4), 826-831 (2007).
  12. Smith, H., Parker, W., Kotzé, H., Laurin, S., M, Morphological evolution of the mammalian cecum and cecal appendix: Évolution morphologique de l'appendice du caecum des mammifères. Comptes Rendus Palevol. 16, (2017).
  13. Girard-Madoux, M. J. H., et al. The immunological functions of the Appendix: An example of redundancy. in Immunology. 36, 31-44 (2018).
  14. Wu, S. C., et al. Association between appendectomy and subsequent colorectal cancer development: an Asian population study. PLoS ONE. 10, (2), e0118411 (2015).
  15. Florin, T. H., Pandeya, N., Radford-Smith, G. L. Epidemiology of appendicectomy in primary sclerosing cholangitis and ulcerative colitis: its influence on the clinical behaviour of these diseases. Gut. 53, (7), 973-979 (2004).
  16. Arnbjornsson, E. Acute appendicitis as a sign of a colorectal carcinoma. Journal of Surgical Oncology. 20, (1), 17-20 (1982).
  17. Killinger, B. A., et al. The vermiform appendix impacts the risk of developing Parkinson's disease. Science Translatioanl Medicine. 10, (465), (2018).
  18. Chen, C. H., et al. Appendectomy increased the risk of ischemic heart disease. Journal of Surgical Research. 199, (2), 435-440 (2015).
  19. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 68, (6), 394-424 (2018).
  20. Smith, H. F., Parker, W., Kotze, S. H., Laurin, M. Multiple independent appearances of the cecal appendix in mammalian evolution and an investigation of related ecological and anatomical factors. Comptes Rendus Palevol. 12, (6), 339-354 (2013).
  21. Dasso, J. F., Obiakor, H., Bach, H., Anderson, A. O., Mage, R. G. A morphological and immunohistological study of the human and rabbit appendix for comparison with the avian bursa. Developmental and Comparative Immunology. 24, (8), 797-814 (2000).
  22. Smith, H. F., et al. Comparative anatomy and phylogenetic distribution of the mammalian cecal appendix. Journal of Evolutionary Biology. 22, (10), 1984-1999 (2009).
  23. Vandamme, T. F. Rodent models for human diseases. European Journal of Pharmacology. 759, 84-89 (2015).
  24. Prabhakar, S. Translational research challenges: finding the right animal models. Journal of Investigative Medicine. 60, (8), 1141-1146 (2012).
  25. Hosur, V., Low, B. E., Avery, C., Shultz, L. D., Wiles, M. V. Development of Humanized Mice in the Age of Genome Editing. Journal of Cellular Biochemistry. 118, (10), 3043-3048 (2017).
  26. Mizoguchi, A., Mizoguchi, E., Chiba, C., Bhan, A. K. Role of appendix in the development of inflammatory bowel disease in TCR-alpha mutant mice. Journal of Experimental Medicine. 184, (2), 707-715 (1996).
  27. Farkas, S. A., et al. Preferential migration of CD62L cells into the appendix in mice with experimental chronic colitis. European Surgical Research. 37, (2), 115-122 (2005).
  28. Morrison, P. J., et al. Differential Requirements for IL-17A and IL-22 in Cecal versus Colonic Inflammation Induced by Helicobacter hepaticus. American Journal of Pathology. 185, (12), 3290-3303 (2015).
  29. Tomiyasu, N., et al. Appendectomy suppresses intestinal inflammation in a murine model of DSS-induced colitis through modulation of mucosal immune systems. Gastroenterology. 118, (4), A863-A863 (2000).
  30. Krieglstein, C. F., et al. Role of appendix and spleen in experimental colitis. Journal of Surgical Research. 101, (2), 166-175 (2001).
  31. Cheluvappa, R., Luo, A. S., Palmer, C., Grimm, M. C. Protective pathways against colitis mediated by appendicitis and appendectomy. Clinical and Experimental Immunology. 165, (3), 393-400 (2011).
  32. Cheluvappa, R., Luo, A. S., Grimm, M. C. T helper type 17 pathway suppression by appendicitis and appendectomy protects against colitis. Clinical and Experimental Immunology. 175, (2), 316-322 (2014).
  33. Masahata, K., et al. Generation of colonic IgA-secreting cells in the caecal patch. Nature Communications. 5, (2014).
  34. Cheluvappa, R. A novel model of appendicitis and appendectomy to investigate inflammatory bowel disease pathogenesis and remediation. Biological Procedures Online. 16, (2014).
  35. Cheluvappa, R., Eri, R., Luo, A. S., Grimm, M. C. Modulation of interferon activity-associated soluble molecules by appendicitis and appendectomy limits colitis-identification of novel anti-colitic targets. Journal of Interferon and Cytokine Research. 35, (2), 108-115 (2015).
  36. Harnoy, Y., et al. Effect of appendicectomy on colonic inflammation and neoplasia in experimental ulcerative colitis. British Journal of Surgery. 103, (11), 1530-1538 (2016).
  37. Aaron, E., Walfish, R. A. C. C. Ulcerative Colitis. at https://www.merckmanuals.com/professional/gastrointestinal-disorders/inflammatory-bowel-disease-ibd/ulcerative-colitis (2017).
  38. Laukoetter, M. G., et al. Intestinal cancer risk in Crohn's disease: a meta-analysis. Journal of Gastrointestestinal Surgery. 15, (4), 576-583 (2011).
  39. Neufert, C., Becker, C., Neurath, M. F. An inducible mouse model of colon carcinogenesis for the analysis of sporadic and inflammation-driven tumor progression. Nature Protocols. 2, (8), 1998-2004 (2007).
  40. Thaker, A. I., Shaker, A., Rao, M. S., Ciorba, M. A. Modeling colitis-associated cancer with azoxymethane (AOM) and dextran sulfate sodium (DSS). Journal of Visualized Experiments. 10, (67), (2012).
  41. Perides, G., van Acker, G. J. D., Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5, (2), 335-341 (2010).
  42. Schofield, W. B., Palm, N. W. Gut Microbiota: IgA Protects the Pioneers. Current Biology. 28, (18), R1117-R1119 (2018).
  43. Karthikeyan, V. S., et al. Carcinoma Cecum Presenting as Right Gluteal Abscess Through Inferior Lumbar Triangle Pathway-Report of a Rare Case. International Surgery. 99, (4), 371-373 (2014).
  44. Ruscelli, P., et al. Clinical signs of retroperitoneal abscess from colonic perforation Two case reports and literature review. Medicine (Baltimore). 97, (45), (2018).
  45. Friedman, G. D., Fireman, B. H. Appendectomy, appendicitis, and large bowel cancer). Cancer Research. 50, (23), 7549-7551 (1990).
  46. Stellingwerf, M. E., et al. The risk of colectomy and colorectal cancer after appendectomy in patients with ulcerative colitis: a systematic review and meta-analysis. Journal of Crohn's and Colitis. 13, (3), 309-318 (2018).
Modelo de apendicectomía murine del cáncer colorrectal asociado a la colitis crónica por localización precisa del parche de Caecal
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Li, Y., Liu, J., Liu, G., Pan, Z., Zhang, M., Ma, Y., Wei, Q., Xia, H., Zhang, R. X., She, J. Murine Appendectomy Model of Chronic Colitis Associated Colorectal Cancer by Precise Localization of Caecal Patch. J. Vis. Exp. (150), e59921, doi:10.3791/59921 (2019).More

Li, Y., Liu, J., Liu, G., Pan, Z., Zhang, M., Ma, Y., Wei, Q., Xia, H., Zhang, R. X., She, J. Murine Appendectomy Model of Chronic Colitis Associated Colorectal Cancer by Precise Localization of Caecal Patch. J. Vis. Exp. (150), e59921, doi:10.3791/59921 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter