In diesem Artikel stellen wir neue Entwicklungen in der Synthese und Anwendung von Nukleinsäure-Mikroarrays vor, die vor Ort hergestellt werden. Insbesondere zeigen wir, wie die Protokolle für die DNA-Synthese auf RNA erweitert werden können und wie Mikroarrays verwendet werden können, um wiederholbare Nukleinsäurebibliotheken zu erstellen.
Die Photolithographie ist eine leistungsstarke Technik zur Synthese von DNA-Oligonukleotiden auf Glasdias, da sie die Effizienz von Phosphoramidit-Kopplungsreaktionen mit der Präzision und Dichte von UV-Licht kombiniert, das von mikrometergroßen Spiegeln reflektiert wird. Die Photolithographie liefert Mikroarrays, die in nur wenigen Stunden von Hunderttausenden bis zu mehreren Millionen verschiedenen DNA-Sequenzen, 100 nt oder länger, aufnehmen können. Mit diesem sehr großen Sequenzraum sind Mikroarrays ideale Plattformen, um die Mechanismen von Nukleinsäure-Ligand-Wechselwirkungen zu erforschen, die besonders bei RNA relevant sind. Kürzlich berichteten wir über die Herstellung eines neuen Satzes von RNA-Phosphoramiditen, die mit der In-situ-Photolithographie kompatibel sind und anschließend zum Anbau von RNA-Oligonukleotiden, Homopolymeren sowie gemischten Basissequenzen verwendet wurden. Hier veranschaulichen wir detailliert den Prozess der RNA-Mikroarray-Fertigung, vom experimentellen Design bis zum Instrumental-Setup, Array-Synthese, Deprotection und Final-Hybridisierungs-Assay anhand einer Vorlage 25mer-Sequenz, die alle vier Basen als Beispiel enthält. Parallel dazu gehen wir über hybridisierungsbasierte Experimente hinaus und nutzen die Mikroarray-Photolithographie als kostengünstiges Tor zu komplexen Nukleinsäurebibliotheken. Dazu werden DNA-Mikroarrays mit hoher Dichte auf einem basisempfindlichen Monomer hergestellt, das es ermöglicht, die DNA bequem zu spalten und nach Synthese und Deprotection zu bergen. Das Fertigungsprotokoll ist so optimiert, dass die Anzahl der synthetischen Fehler begrenzt wird, und zu diesem Zweck wird eine Schicht von Carotin-Lösung eingeführt, um UV-Photonen zu absorbieren, die sonst auf die Synthesesubstrate zurückfallen könnten. Schritt für Schritt beschreiben wir den gesamten Prozess der Bibliotheksvorbereitung, vom Design bis zur Spaltung und Quantifizierung.
Die praktische Anwendung von DNA-Mikroarrays wurde traditionell in der Untersuchung der Variationen der Genexpressionsniveaus zwischen zwei Zellpopulationen unter Verwendung komplementärer Stränge und Fluoreszenz als Nachweismethode1verwendet. Gelegentlich wagen sich DNA-Mikroarrays in Bindungsereignisse mit Nicht-Nukleinsäure-Liganden, wie Proteinen, mit einer Strategie der systematischen Sequenzpermutation, die einen umfassenden Überblick über die Bindungslandschaft bietet2,3, 4,5. Dieser Ansatz wandelt Mikroarrays effektiv von reinen Hybridisierungsflächen in Plattformen mit breiter Sequenzabdeckung um, was ein Vorteil für die Erforschung der reicheren und komplexeren Welt der RNA-Struktur und -Funktion wäre. Unterstützt durch die extrem effiziente Phosphoramidit-Kopplungsreaktion6können in situ synthetisierte DNA-Arrays nun auch als billige Quelle von DNA7angesehen werden, die angesichts der stetig steigenden Nachfrage nach Nukleinsäurematerial für genassembly8,9, DNA-basierte Nanostrukturen10, Informationsspeicherung oder Sequenzierung11,12. Ebenso dürften Sequenzierungstechnologien von der Entwicklung von Methoden profitieren, die sehr komplexe Mischungen von RNA-Oligonukleotiden ergeben13. In diesem Zusammenhang sind Array-Fertigungsprotokolle, die es ermöglichen, Oligonukleotide vor Ort und bei hoher Dichte zu synthetisiert, ideal positioniert, um den Bedürfnissen des schnell wachsenden Feldes der Nukleinsäurebiotechnologie gerecht zu werden. Bei einem so unterschiedlichen Feld wie der Biotechnologie kann der Zweck jeder Anwendung jedoch erfordern, dass DNA auf Mikroarray entweder bei hohem Durchsatz oder mit einer sehr geringen Menge an synthetischen Fehlern14,15oder beides hergestellt wird, was eine näherer Betrachtung der Syntheseprotokolle von DNA-Mikroarrays, die historisch gesehen in erster Linie für Hybridisierungs-Assays optimiert wurden. In der Zwischenzeit hat sich die In-situ-Synthese von RNA-Mikroarrays als ein schwieriges Unterfangen erwiesen, wobei die meisten Der Mitschwierigkeiten, die mit der Schutzgruppe für die 2′-OH-Funktion verbunden sind, in der Regel ein Silylmoiety in der Standard-Festphasensynthese, das mit reagenzienauf Fluor, Chemikalien, die mit Glas- oder Siliziumoberflächen nicht kompatibel sind. Diese Probleme und Herausforderungen in der DNA- und RNA-Mikroarray-Synthese waren in letzter Zeit Gegenstand einer vielzahln Arbeit, insbesondere mit dem Photolithographie-Ansatz16.
Die Photolithographie verwendet UV-Licht, um Oligonukleotide vor der Kopplung zu entsperren und erfordert Masken, um ein Muster der UV-Exposition zu konstruieren, wodurch das Wachstum von Oligonukleotiden räumlich organisiert und gesteuert wird. Physikalische Masken wurden durch computergesteuerte Mikrospiegel ersetzt, deren Neigung selektiv UV-Licht auf das Mikroarraysubstratreflektiert 17,18,19. Als UV-Quelle verwenden wir 365 nm Licht aus einer Hochleistungs-LED-Quelle20. Aktuelle photolithographische Setups sind mit Mikrospiegel-Arrays mit 1024 x 768 Spiegeln ausgestattet, was mehr als 780.000 individuell adressierbaren Spots (“Features”) auf einer kleinen Fläche von nur 1,4cm2oder 1080p mit Arrays von 1920 x 1080 entspricht, oder >2 Millionen Spiegel. Jeder der Spiegel im Gerät hat somit eine direkte Kontrolle über die Sequenz, die auf dem entsprechenden Merkmal gewachsen ist. Mit Ausnahme von UV-Licht funktioniert die Photolithographie wie eine Festphasensynthesetechnik und übernimmt die zyklusbasierte Phosphoramiditchemie. Nur erfordert es eine völlig andere Schutzstrategie für die RNA-Synthese, um erfolgreich zu sein. Wir haben eine neue Serie von lichtempfindlichen RNA-Phosphoramiditen entwickelt, die Hydrazin-Labile-Schutzgruppentragen 21. Diese Monomere ermöglichen es, die RNA unter milden Bedingungen zu degeschützt zu machen, die die Integrität der Oberfläche nicht beeinträchtigen. Ein erster Deprotection-Schritt verwendet Triethylamin, um die Cyanoethylphosphodiester Schutzgruppen zu entfernen, während Hydrazin in einem zweiten, separaten Schritt verwendet wird, um diejenigen an den 2′-OH- und exozyklischen Aminfunktionen zu entfernen. Dabei können RNA-Oligonukleotide in der Länge von 30 nt und jeder Sequenz nun in situ auf mikroarrays22,23synthetisiert werden. Parallel dazu haben wir vor kurzem auch begonnen, uns mit den Fragen des Durchsatzes, der Qualität und der Geschwindigkeit in der DNA- und RNA-Photolithographie zu befassen. Wir haben die Kopplungseffizienzvon >99% für alle DNA- und RNA-Amiditen gemessen (Abbildung 1) und jeden einzelnen Schritt im Oligonukleotid-Dehnungszyklus untersucht, von der Oxidationszeit über die Wahl des Aktivators bis hin zur optimalen UV-Exposition24 , 25. Wir haben neue lichtempfindliche 5′ Schutzgruppen eingeführt, die nur in Sekundenschnelle entfernt werden können, wodurch die Synthese von Hunderttausenden von 100 Mers in einen wenigen Stunden langen Prozess umgewandelt wird26. Wir haben auch den Durchsatz der Array-Fertigung verdoppelt, indem wir zwei Substrate gleichzeitig freisetzen27. Schließlich haben wir ein dT-Phosphoramidit eingeführt, das eine grundempfindliche Succinylgruppe enthält, um DNA- und RNA-Oligonukleotide zu spalten, zu sammeln und zu analysieren, was für die Bibliotheksvorbereitung von zentraler Bedeutung ist28.
Trotz des relativ banalen Aspekts der DNA- und RNA-Festphasensynthese, insbesondere für Nukleinsäurechemiker, bleibt die Mikroarray-Photolithographie ein nicht triviales Upgrade, das eine komplexe Einrichtung, eine sorgfältige Kontrolle und Überwachung des Prozesses erfordert, und separate Anweisungen für die postsynthetische Handhabung in Abhängigkeit von der Art des Oligonukleotids und der Art der Anwendung. In diesem Artikel möchten wir eine detaillierte Darstellung des gesamten Schrittweise-Verfahrens der In-situ-Synthese von DNA- und RNA-Mikroarrays durch Photolithographie, vom experimentellen Design bis zur Datenanalyse, mit Schwerpunkt auf der Vorbereitung von Instrumenten und Verbrauchsmaterialien. Wir beschreiben dann die postsynthetischen Deprotection-Methoden, die dem beabsichtigten Zweck der Mikroarray-Fertigung entsprechen (d. h. entweder Hybridisierung oder die Wiederherstellung von Nukleinsäurebibliotheken).
Die Festphasen-DNA- und RNA-Synthese ist das Brot und die Butter jedes Nukleinsäure-Chemielabors, und obwohl die Zugabe der Photolithographiekomponente zugegebenermaßen eine komplexe Operation ist, ist die Mikroarray-Fertigung, die durch UV-Licht vermittelt wird, auch ein sehr zuverlässiger Prozess. . Darüber hinaus ist es die einzige verfügbare Methode für die In-situ-RNA-Synthese auf Mikroarrays. Dennoch gibt es, wie bei jedem mehrstufigen experimentellen Verfahren, genügend Raum für menschliches Versagen.
Der vielleicht wichtigste Schritt ist die Kopplung eines Phosphoramidites, da es sich um eine konstant ertragreiche chemische Reaktion handelt, um sich Oligonukleotide mit wenigen synthetischen Fehlern leisten zu können. In unserem Mikroarray-Syntheseprotokoll ist die Phosphoramiditkopplung für die Gesamtsynthesequalität noch wichtiger, da der Herstellungsprozess die Deckelung umgeht und die Oligonukleotidreinigung verhindert. Für alle lichtempfindlichen DNA- und RNA-Phosphoramidite wurden stufenweise Kopplungseffizienzen von über 99% berechnet, selbst für sehr kurze Kopplungszeiten (15 s)24, aber gelegentlich können geringere Kopplungsausbeuten auftreten, insbesondere bei dG-Amiditen. Die Stabilität der löslichen Phosphoramidite bei Raumtemperatur wurde bereits untersucht und war nachweislich von der Art der Nukleobase abhängig, wobei Guanosinphosphoramidite in nur wenigen Tagen zu einem umfangreichen Abbau neigen29, 30. Bei -25 °C wurden jedoch in ACN als 30 mM Lösung gelöste dG-Phosphoramidite für mehrere Wochen als stabil befunden. Die relative Instabilität von dG-Phosphoramiditlösungen bei Raumtemperatur bedeutet jedoch, dass sie nicht mehrere Tage am DNA-Synthesizer befestigt werden sollten.
Bei RNA-Phosphoramiditen ist die Kopplungsausbeute stark von der Phosphoramiditqualität (die durch 31P NMR-Spektroskopie beurteilt werden kann) und der Kopplungszeit abhängig. Kupplungszeiten von 5 Minuten für rA, rG, rC und 2 min für rU erscheinen notwendig. Tatsächlich fanden wir heraus, dass die Verkürzung der Kondensationszeit auf 2 min für alle RNA-Phosphoramidite zu deutlich niedrigeren Hybridisierungssignalen führte.
Der DNA-Synthesizer selbst, sowie die Reagenzien und Lösungsmittel, müssen sicherlich so sauber wie möglich sein, um die höchste Ausbeute an Oligonukleotid-Synthese zu erreichen. Unlösliches Material, Salze oder Partikel können sich jedoch im Laufe der Zeit in den Leitungen und Schläuchen des Fördersystems ansammeln, was zu einer allmählichen Abnahme des Verbrauchs von Reagenzien und Reaktanten führt. Wenn eine allgemeine Reinigung des Synthesizers ein geringes Ausgangsvolumen nicht auflöst, kann eine Erhöhung der Anzahl der Impulse eine alternative Lösung sein. Besonders nützlich bei geringem Phosphoramiditverbrauch kann die Leitung im Kopplungsprotokoll, die dem Pumpen eines Gemischs aus Phosphoramidit und Aktivator entspricht (dritte Linie des Kupplungsunterabschnitts in Tabelle 1 und Tabelle 2) von 6 auf 9 Impulse ohne nennenswerte negative Auswirkungen auf die Synthesequalität. Darüber hinaus hängt die Anzahl der Impulse des Aktivators, die benötigt werden, um den Amidit-Aktivator-Mix auf das Synthesesubstrat zu bringen (derzeit 6, vierte Zeile im Kopplungsunterabschnitt, siehe Tabelle 1 und Tabelle2), sowohl vom DNA-Synthesizer selbst als auch von Rohrlänge in der Synthesezelle. Diese Zahl kann angepasst werden, nachdem der Phosphoramidit durch eine farbige Lösung ersetzt und die Anzahl der Impulse gezählt wurde, die benötigt werden, um die farbige Mischung zur Kopplung auf das Glassubstrat zu schieben.
Die hier beschriebene Methode ermöglicht es, dass die DNA- und RNA-Synthese gleichzeitig auf demselben Mikroarray verläuft. Hybriden von DNA und RNA können auch ohne Änderung der Array-Fertigungsprotokolle hergestellt werden, und solange das dreistufige Deprotection-Protokoll befolgt wird. Es sollte jedoch beachtet werden, dass reine RNA-Mikroarrays nur einen zweistufigen Deprotection erfordern: eine Decyanoethylierung zuerst mit Et3N, gefolgt von Hydroxyl- und Basenschutz mit Hydrazin. DNA-Nukleobasen wurden unter diesen Bedingungen als unvollständig degeschützt festgestellt und benötigen den zusätzlichen Schritt in EDA, um die vollständige Entfernung von Phenoxyacetylgruppen (Pac) zu bewirken. Diese zusätzliche Behandlung mit EDA ist kürzer (5 min) als für den Standard-Deprotection von DNA-Mikroarrays31, aber es reicht aus, um es nach den Triethylamin- und Hydrazin-Behandlungen zum Abschluss zu bringen. Darüber hinaus begrenzt eine kurze Reaktionszeit mit EDA die Exposition eines vollständig degeschützten RNA-Oligonukleotids an Grundbedingungen.
Ein Vorteil der In-situ-RNA-Array-Synthese gegenüber alternativen Methoden wie Spotting oder DNA-Transkription32,33,34 ist die Möglichkeit, den synthetisierten RNA-Mikrochip bis zur Anwendung in geschützter Form zu speichern und so die Risiko eines möglichen RNA-Abbaus. Postsynthetische Verfahren für RNA implizieren hingegen, dass Verbrauchsmaterialien und Reagenzien steril gehalten werden und dass die Handhabung unter RNase-freien Bedingungen erfolgt. Bemerkenswert erweise haben wir festgestellt, dass die Zugabe von RNase-Inhibitoren zum Hybridisierungsmix keine stärkeren Hybridisierungssignale für die RNA-Features lieferte.
Die Synthese von DNA-Bibliotheken auf einem basisempfindlichen Monomer ist komplexer als die Synthese einiger Kontrollsequenzen auf einer Oberfläche und als solche sicherlich anfälliger für Konstruktionsfehler. Geht man jedoch davon aus, dass der Sequenzentwurf (d. h. die Art und die Anzahl der Sequenzen) korrekt ist, bleibt die Umwandlung dieser Liste in eine Sammlung von Belichtungsmasken und einer geordneten Reihe von Kopplungszyklen ein einfacher Prozess. Es gibt jedoch wichtige Variationen von der Standard-Mikroarray-Synthese und ist entscheidend für eine erfolgreiche Herstellung eines Bibliotheksarrays mit hoher Dichte.
Zunächst wird ein grundempfindliches dT-Monomer als erstes Phosphoramidit nach der Synthese des Linkers gekoppelt. Die Kopplungsausbeute dieses Monomers (Abbildung 1) wurde als relativ gering befunden, etwa 85%28, weshalb Anstrengungen unternommen werden, um seine Einbaurate zu verbessern, entweder durch Erhöhung der AcN-Konzentration von 30 mM auf 50 mM oder durch Wiederholung der Kupplungsschritt: zwei aufeinander folgende Kupplungsreaktionen mit frischen Monomeren oder zwei separate, aber aufeinander folgende Kupplungszyklen.
Die zweite Änderung ist die Zugabe einer Carotin-Lösung in der Hinterkammer der Synthesezelle, die bequem 365 nm Licht absorbiert. Dies ist eine wichtige Änderung der Photolithographie-Einrichtung, da es verhindert, dass UV-Licht wieder auf das Array-Substrat reflektiert wird. Tatsächlich tritt nach dem Durchlaufen des interstitiellen Mediums zwischen den Substraten einfallendes UV-Licht durch den gebohrten Schlitten aus und erreicht den Quarzblock der Zelle. Die Fresnel-Gleichungen sagen voraus, dass 4 % des senkrecht einfallenden UV-Lichts von jeder der drei nachgeschalteten Luft-Glas-Schnittstellen (Ausgangsseite des 2. Substrats und beidseitig des Quarzblocks) und zurück auf das Synthesesubstrat reflektieren werden. zu unbeabsichtigter Exposition von photogeschützten Oligonukleotiden führen. Beugung und Streuung tragen auch zum “Off-Target”-Photodeprotection und damit zur Nukleotideinfügung bei, was sich direkt auf die Fehlerrate der Synthese auswirkt, aber diese Beiträge sind viel kleiner als Reflexionen und können hauptsächlich durch Reflexionen angegangen werden. Verringerung der Synthesedichte (Lücken zwischen den Merkmalen). Wir haben festgestellt, dass der Gehalt an Carotin-Lösung in der unteren Kammer der Zelle nur in den ersten Minuten der Arraysynthese leicht abnimmt und daher überwacht und nachjustiert werden muss.
Schließlich ist die dritte Änderung die Deprotection-Lösung, die EtOH durch Toluen ersetzt, das die geklammerte DNA-Bibliothek an die Oberfläche gebunden hält, vermutlich durch elektrostatische Wechselwirkungen. Wenn Sie nach dem ACN-Waschen eine kleine Menge Wasser auf den Synthesebereich auftragen, können Sie die Bibliothek bequem sammeln. Der Prozess ist jedoch nur erfolgreich, wenn der Wassergehalt in EDA und Toluen minimal ist, wodurch die Nukleinsäure im Deprotection-Cocktail völlig unlöslich wird. Alternativ können DNA-Bibliotheken mit Ammoniak 9,10,14,35vom Chip abgeklaut und dann durch Erhitzen der DNA-haltigen wässrigen Ammoniaklösung über Nacht weiter auf 55 °C erhitzt werden. Die Wiederherstellung von DNA-Bibliotheken mit Ammoniak ist jedoch nicht mit RNA kompatibel. RNA-Oligonukleotide auf einem basissturierbaren Substrat können von der Oberfläche mit dem oben beschriebenen EDA/Toluol-Verfahren eluiert werden, jedoch nur in der vorletzten Phase nach der zweistufigen Deprotection-Strategie Et3N und Hydrazin28.
Alternative Strategien zur Rückgewinnung von Oligonukleotidbecken aus Mikroarrays ohne die Notwendigkeit einer spezifischen Grundbehandlung existieren, sind grundsätzlich mit der Photolithographie kompatibel und setzen auf den Einsatz von Enzymen. Zum Beispiel kann ein einzelnes Deoxyuracil-Nukleotid das Ziel der Uracil-DNA-Glykosomalase (UDG) sein und aus dem Rest der DNA-Sequenz entfernt werden, oder eine einzelne RNA-Einheit kann durch RNase H Typ 2-Enzyme erkannt werden und die Phosphodiesterbindung 5′ an die RNA , die 5′ DNA Teil23.
Wir haben jetzt eine leistungsfähige, zuverlässige und hochdichte Methode für die Synthese von DNA, RNA und hybriden DNA/RNA-Mikroarrays. Diese können nicht nur als Plattformen für Hybridisierung oder Bindungstests36dienen, sondern stellen auch eine schnelle und kostengünstige Möglichkeit dar, komplexe Nukleinsäurebibliotheken herzustellen. Für die DNA-basierte digitale Datenspeicherung kann die Mikroarray-Photolithographie zu einer potenziellen Lösung für den “Schreib”-Engpass (d. h. zur Kodierung von Informationen durch Synthese) werden. Der Erfolg bei der digitalen Codierung auf DNA und in der de novo Genassembly hängt von der Sequenztreue ab, die sich auf Syntheseebene in der Fehlerrate niederschlägt. Synthetische und optische Fehler in unseren aktuellen Array-Fertigungsprotokollen werden an anderer Stelle diskutiert und berichtet. Parallel dazu werden derzeit Anstrengungen unternommen, um den Fertigungsumfang und den Durchsatz weiter zu erhöhen.
The authors have nothing to disclose.
Diese Arbeit wurde vom Wissenschaftsfonds (FWF-Stipendien P23797, P27275 und P30596) und dem Schweizerischen Nationalfonds (Grant #PBBEP2_146174) unterstützt.
Slide functionalization | |||
Acetic acid >99.8% | Sigma | 33209 | For RNA deprotection |
CNC router | Stepcraft | 300 CK | |
Ethanol absolute | VWR | 1.07017.2511 | For deprotection and functionalization |
N-(3-triethoxysilylpropyl)-4-hydroxybutyramide | Gelest | SIT8189.5 | Silanizing reagent |
Nexterion Glass D microscope slides | Schott | 1095568 | |
Polymax 1040 | Heidolph | Orbital shaker | |
Proclean 507 Ultrasonic water bath | Ulsonix | To clean slides after drilling | |
Tickopur RW 77 Special Purpose Cleaner | Sigma | Z860086 | To clean slides after drilling |
Microarray synthesis | |||
0.25 M dicyanoimidazole in ACN | Biosolve | 0004712402BS | Activator |
0.7 XGA DMD | Texas Instruments | Digital Micromirror Device | |
20 mM I2 in pyridine/H2O/THF | Sigma | L860020-06 | Oxidizer |
250 μm thick Chemraz 584 perfluoroelastomer | FFKM | Lower teflon gasket | |
2'-O-ALE RNA phosphoramidites | ChemGenes | ||
365 nm high-power UV-LED | Nichia | NVSU333A | |
5'BzNPPOC DNA phosphoramidites | Orgentis | ||
5'NPPOC DNA phosphoramidites | FlexGen | ||
Acetonitrile | Biosolve | 0001205402BS | For DNA synthesis |
Amidite Diluent for DNA synthesis | Sigma | L010010 | For dissolving phosphoramidites |
Cleavable dT | ChemGenes | Base-sensitive monomer for library preparation | |
DMSO | Biosolve | 0004474701BS | As exposure solvent |
DNA and RNA microarray deprotection | |||
Ethylenediamine >99.5% | Sigma | 3550 | For deprotection |
Expedite 8909 | PerSeptive Biosystems | DNA synthesizer | |
Hydrazine hydrate 50-60% hydrazine | Sigma | 225819 | For RNA deprotection |
Imidazole | Sigma | 56750 | |
Industrial Strength lower-density PTFE tape | Gasoila | Thin, upper teflon gasket | |
Pyridine >99% | Sigma | P57506 | For RNA deprotection |
Triethylamine >99% | Sigma | T0886 | For RNA deprotection |
β-carotene | Sigma | C9750 | For library preparation |
Hybridization and scanning | |||
20x Sodium Saline Citrate | Roth | 1054.1 | |
5'Cy3-labelled complementary strand | Eurogentec | For duplex hybridization | |
Biopur Safe-Lock microcentrifuge tube | Eppendorf | ||
BSA (10 mg/mL) | Promega | R3961 | |
EDTA molecular biology grade | Promega | H5031 | |
GenePix 4100A | Molecular Devices | Microarray scanner | |
Hybridization oven | Boekel Scientific | 230500 | |
MES monohydrate | Sigma | 69889 | |
MES sodium | Sigma | M3058 | |
NaCl >99.5% | Sigma | 71376 | |
SecureSeal SA200 hybridization chamber | Grace BioLabs | 623503 | |
Spectrafuge mini | Labnet | C1301 | Microarray centrifuge |
Tween-20 molecular biology grade | Sigma | P9416 | |
Data extraction | |||
Excel | Microsoft | For data extraction | |
MatLab | MathWorks | Microarray design | |
NimbleScan 2.1 | Roche NimbleGen | ||
Desalting and quantification | |||
NanoDrop One Spectrophotometer | Thermo Scientific | ||
Toluene | Merck | ||
ZipTip C18 | Millipore | ZTC18s008 | Desalting pipet tips |