Summary
Lunghezza della fibra neuronale all'interno di una struttura tridimensionale di una regione del cervello è un parametro affidabile per quantificare specifica integrità strutturale neuronale o degenerazione. Questo articolo descrive in dettaglio un metodo di quantificazione stereologica per misurare la lunghezza della fibra colinergica all'interno del nucleo basalis di Meynert nei topi come esempio.
Abstract
La lunghezza degli assoni colinergici o di altri neuronali in varie regioni del cervello è spesso correlata con la funzione specifica della regione. La stereologia è un metodo utile per quantificare i profili neuronali di varie strutture cerebrali. Qui forniamo un protocollo di stereologia basato su software per stimare la lunghezza totale delle fibre colinergiche nel nucleo basalis di Meynert (NBM) del prosencefalo basale. Il metodo utilizza una sonda a sfera spaziale per le stime di lunghezza. Le fibre collinergiche sono visualizzate da colina acetiltransferasi (ChAT) immunostaining con il rafano peroxidase-diaminobenzidina (HRP-DAB) sistema di rilevamento. Il protocollo di colorazione è valido anche per la stima della fibra e del numero di cellule in varie regioni del cervello utilizzando software di stereologia. Il protocollo di stereologia può essere utilizzato per la stima di eventuali profili lineari come fibre coccolincettive, fibre dopaminergiche/catecholaminergiche, fibre sitonergiche, processi astrociti, o anche profili vascolari.
Introduction
Le stime quantitative della lunghezza e/o della densità delle fibre nervose nel cervello sono parametri importanti degli studi neuropatologici. La lunghezza degli assoni colinergici, dopaminergici e sierotonergici in varie regioni del cervello sono spesso correlati con le funzioni specifiche della regione. Poiché la distribuzione di questi assoni è generalmente eterogenea, la stereologia basata sulla progettazione viene utilizzata per evitare distorsioni durante il campionamento. La sonda spaziale di stereologia è stata progettata per fornire misure efficienti e affidabili di strutture simili a linee come le fibre neuronali in una regione di interesse1. La sonda crea una sfera virtuale che viene imposta sistematicamente nel tessuto per misurare le intersezioni della linea con la superficie della sonda. Poiché è impossibile inserire sonde di sfera nel tessuto per l'analisi, il software disponibile in commercio fornisce una sfera tridimensionale virtuale (3D), che è fondamentalmente una serie di cerchi concentrici di vari diametri che rappresentano la superficie della sonda di sfera.
La neurodegenerazione colinergica selettiva è una delle caratteristiche coerenti del morbo di Alzheimer (AD)2,3,4. Trasmissione colinergica disfunzionale è considerato un fattore causale per il declino cognitivo in AD. Disfunzione colinergica è evidente anche in molti altri disturbi mentali come il morbo di Parkinson, dipendenza, e schizofrenia. Diversi aspetti della neurodegenerazione colinergica sono studiati in modelli animali (ad esempio, riduzione dell'acetilcolina5, proteina ChAT6, neurodegenerazione della fibra colinergica in prossimità di placche amiloidi6, e diminuzione delle fibre colinergiche e varicosità sinaptiche7,8). Degenerazione di fibra è creduto per avvenire prima della perdita neuronale, perché la perdita neuronale colinergica non è sempre osservata negli studi. La maggior parte dei neuroni colinergici sono nel prosencefalo basale e il tronco encefalico, e loro assoni proiettano in varie regioni del cervello come le cortici e l'ippocampo. NBM è situato nel prosencefalo basale e si trova ad essere una delle aree del cervello comunemente colpite in AD.
Il metodo frazionario della stereologia si basa sul campionamento casuale sistematico di un tessuto a più livelli. La frazione di campionamento di sezione (SSF) è il campionamento sistematico non basato su computer delle sezioni per il metodo frazionario della stereologia. La frazione di campionamento dell'area (ASF) è la frazione di un'area dell'area di interesse nella sezione. La frazione di campionamento dello spessore (TSF) è la frazione dello spessore di una sezione. La sonda spaziale a sfera ci permette di quantificare i profili di interesse in una sfera 3D in posizioni frazionate. Qui usiamo una sonda a sfera spaziale per stimare la lunghezza totale delle fibre colinergiche nella NBM del cervello del topo per illustrare le procedure. Il protocollo attuale fornisce dettagli sull'elaborazione dei tessuti, sui metodi di campionamento per la stereologia, sulla colorazione immunoistochimica che utilizza l'anticorpo ChAT e sulla stereologia imparziale per stimare la lunghezza della fibra colinergica e la densità delle fibre nella NBM del cervello del topo.
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Protocol
Tutte le procedure per l'utilizzo di questi animali sono state approvate dal Kansas City Veterans Affairs Medical Center Institutional Animal Care and Use Committee. Per gli esperimenti sono stati utilizzati topi di 18 mesi che sovraesprimono la proteina precursore del beta-amiloide mutante svedese (APPPawe) e i loro compagni di cucciolata C57/BL6 WT. I dettagli dell'allevamento e della genotipizzazione sono forniti in Egli et al.8.
1. Perfusione e lavorazione dei tessuti
- Anestesia topi con iniezione intraperitoneale con ketamina (100 mg/kg) e xilazina (10 mg/kg). Avvicinare le dita dei dati per confermare la mancanza di risposta prima di continuare9.
- Transcardialmente perfusio con 50 mL di ghiaccio freddo 0,1M di fosfato tamponato salina (DPBS) seguito dal 4% di paraformaldeide (PFA) in buffer di fosfato da 0,1 M (PB)10.
AVVISO: il PFA è tossico. Utilizzare dispositivi di protezione personale (PPE) quando si lavora con PFA. - Rimuovere i cervelli10 e immergersi nel 4% PFA in 0,1 M PB a 4 gradi centigradi per la post-fissazione per 24 h. Lavare con DPBS 3x.
- Passare alla soluzione di saccarosio del 15% in 0,1 DPBS durante la notte e quindi al 30% di saccarosio in 0,1 M DPBS per un altro 48 h a 4 gradi centigradi.
- Togliere il tessuto dalla soluzione di saccarosio e congelare in una camera criotoma preimpostata ad una temperatura di -20 gradi centigradi. I campioni congelati possono essere conservati in tubi sigillati a -80 gradi centigradi fino alla sezionamento.
- Incorporare i tessuti nel mezzo di incorporamento ottimale della temperatura di taglio (vedere Tabella dei materiali)e montare su un disco campione. Tagliare le sezioni seriali spesse 30 m in un piano coronale utilizzando un criotome e raccogliere di conseguenza tutte le sezioni in 24 piastre di coltura ben piene di soluzione crioprotectant (30% glicerolo, 30% glicole di etilene, 40% DPBS; Figura 1A–C). Conservare in un congelatore da -20 gradi centigradi.
NOTA: quando possibile sono preferibili le sezioni più spesse (ad es., 50 m). Assicurarsi che le sezioni siano mantenute in ordine di taglio e che tutte le sezioni siano completamente in crioprotectant. Una piastra da 96 pozzetto può essere utilizzata in alternativa a 24 piatti ben per raccogliere le sezioni. - Coprire i pozzetti con il sigillante a piastre per evitare l'evaporazione e l'essiccazione. Conservare le piastre a -20 gradi centigradi fino a un ulteriore utilizzo. Le sezioni immagazzinate a -20 gradi centigradi sono stabili per diversi mesi per l'immunohistochimica ChAT.
2. Selezione sistematica delle sezioni per IHC
NOTA: è necessario uno studio pilota per conoscere il numero totale di sezioni necessarie per ottenere un coefficiente accettabile di errore (CE). Il valore CE è un'espressione della quantità totale di errore nella procedura di campionamento. Il valore minimo rappresenta l'errore minimo e un valore CE inferiore a 0,1 è considerato accettabile dal software utilizzato qui (vedere Tabella dei materiali)11.
- Identificare la prima e l'ultima sezione per ogni cervello confrontando le caratteristiche morfologiche con un atlante cerebrale del topo standard come Franklin e Paxinos. NBM inizia a bregma -0,0 mm e termina a -1,6 mm. Pertanto, circa 50 sezioni contengono NBM. Il numero totale di sezioni è uno dei parametri richiesti durante la stereologia. La selezione di ogni sezione8th (SSF - 1/8) ha dato un totale di 6-7 sezioni per l'analisi e ha prodotto una CE accettabile sia per la stima del volume che per la stima della lunghezza della fibra nel nostro studio pilota.
- Iniziare in modo casuale con una delle prime otto sezioni e quindi campionare sistemicamente ogni 8a sezione fino all'ultima sezione posteriore contenente NBM (Figura 1C).
3. Immunoistochimica
- Trasferire le sezioni crioconservate a temperatura ambiente in crioprotectant e poi 0.1M fosfato buffer (PB) in 6 piastre di pozzo.
- Lavare 3x in PB.
- Incubare in 0.3% H2O2 in metanolo per 15 min.
- Lavare 3x in salina (TBS) con buffer Res.
- Incubare in 0.25% Triton X-100 in TBS per 30 min.
- Blocco con 10% siero bovino normale (NBS) in 0.1% Triton X-100 in TBS per 30 min.
- Incubare con una diluizione di 1:1,000 di luedini anticorpi primari anti-umani di capra (vedi Tabella dei Materiali)in TBS con 0,1% Triton X-100 e 1% NBS per 48 h a 4 gradi centigradi.
- Lavare 3x in TBS a temperatura ambiente. Eseguire ogni ulteriore incubazione e lavaggio a temperatura ambiente.
- Incubato con anticorpo secondario bovino biotinylato anti-capra (vedi Tabella dei materiali)per 1 h.
- Lavare 3volte in TBS.
- Incubare con il complesso avidino-biotina-perossidasi (vedi Tabella dei materiali).
- Lavare 3volte in TBS.
- Sviluppare utilizzando una soluzione avanzata di substrato DAB perossidasi (vedere Tabella dei materiali)in base alle raccomandazioni del produttore.
AVVISO: DAB è un sospetto cancerogeno. È tossico per contatto e inalazione. Utilizzare PPE quando si lavora con DAB. - Lavare la sezione un paio di volte con acqua distillata e tenere in Tris pH 7.6.
- Montare le sezioni sui vetrini gelatinizzati. Tutte le sezioni di un tessuto possono essere inserite nella stessa diapositiva. Asciugare l'aria delle sezioni, disidratare 2x per 5 min ciascuna con 70%, 90%, 95% e 100% etanolo, quindi cancellare le sezioni con due orme 10 min di xilene. Coprire le sezioni utilizzando il supporto di montaggio (vedere Tabella dei materiali).
NOTA: il tempo di elaborazione della disidratazione e della compensazione influisce sullo spessore delle sezioni. Pertanto, le stesse condizioni devono essere utilizzate per tutte le sezioni. Nello studio attuale, il valore medio per lo spessore finale era di 21,11 x 0,45 m. - Mantenere le sezioni nella cappa fumi ad asciugare. Le sezioni asciutte sono pronte per la stereologia.
4. Stereologia
NOTA: Vedere la Tabella dei materiali per il microscopio e il software utilizzato. Un obiettivo di immersione con un'apertura numerica (NA) > 1.2 sarà utile e deve essere utilizzato se necessario. I vetrini devono essere raggruppati in base al genotipo o al gruppo di trattamento e codificati. La stereologia completa per uno studio deve essere eseguita dalla stessa persona e la persona che esegue la sterologia deve essere cieca all'identità delle singole diapositive o gruppo esaminato1,12,13.
- Aprire un nuovo studio nel software. (File > Nuovo studio). Si aprirà la finestra di dialogo 'Inizializzazione studio'. Compilare le informazioni dello studio, utilizzando Multi-level (Fraction Based) (Figura 2A).
- Fare doppio clic su 'Volume' in Parametri, che aprirà la finestra di dialogo Volume. Assegnare un nome alla caratteristica di interesse e selezionare la sonda 'Conteggio punti regione'. Fare clic su Avanti.
- Fare doppio clic sul parametro successivo, 'Lunghezza'.
- Specificare un nome della funzionalità (adesempio, 'L') Selezionare 'Sfera' probe e fare clic su Avanti.
- Successivamente, fare clic sulla finestra di dialogo 'Inizializzazione studio', che aprirà la casella 'Inizializzazione caso'. Inserire le informazioni sul caso. I gruppi devono essere codificati prima di iniziare lo studio. Il numero totale di sezioni è il numero di sezioni a partire dalla prima sezione contenente l'area di interesse fino all'ultima sezione contenente l'area di interesse (vedere il punto 2.1). L'intervallo di campionamento della sezione è otto, perché ogni 8a sezione è stata selezionata per la colorazione IHC.
- Facendo clic su Avanti si apre la finestra di dialogo 'Inizializzazione sonda', che imposterà automaticamente l'ingrandimento più basso per la selezione dell'area e la stima del volume. Confermare le impostazioni e verificare se l'area di interesse può essere identificata con l'ingrandimento inferiore selezionato. Fare doppio clic su'Volume' e riempire 50.000 m3 per punto per la frazione di volume regione. Fare clic su Fine.
- In Ingrandimento oggetto (alto), impostare Lunghezza su 63x o 100x. Fare doppio clic su 'Lunghezza' per aprire la finestra di dialogo Lunghezza-Sfera e impostare il diametro della sfera su 10 m. Fare clic su Fatto.
NOTA: La zona di guardia deve essere determinata in base allo spessore effettivo delle sezioni. L'operatore deve verificare lo spessore delle sezioni in più siti per evitare danni. Se necessario, regolare lo spessore della zona di protezione in base allo spessore della sezione. - Impostare i valori appropriati per l'area della cornice, l'altezza della cornice, la zona di protezione e la spaziatura della cornice.
NOTA: Questi valori dipendono dall'eterogeneità dei profili oggetto (fibre) nella regione di studio. Un'area del telaio di 400 m2, l'altezza del telaio di 10 m, la zona di guardia di 2 m e la spaziatura del telaio di 300 m forniscono valori CE accettabili per la stima della lunghezza della fibra in NBM. Uno studio pilota deve essere eseguito con questi valori prima di passare al caso successivo. - Seguire le istruzioni fornite dal software dopo ogni passaggio. Le istruzioni vengono visualizzate come finestra di dialogo e/o nella parte inferiore dello schermo.
- Inserire la sezione 1.
- A basso ingrandimento (5x), definire l'area di interesse facendo un confine arbitrario intorno al NBM. Fare clic sul pulsante Avanti nell'angolo sinistro della finestra video. Seguire le istruzioni e confermare che tutti i punti verdi sono in NBM. I punti possono essere inclusi o esclusi facendo clic sui punti.
NOTA: Non esiste un limite definito intorno al NBM. La selezione è per lo più definita da investigatori. Nella capsula interna (ic) e nel globus pallidus (GP) si possono osservare i neuroni colinergici ChAT. In questo protocollo, l'ic con i neuroni colinergici ChAT e le loro proiezioni (fibre) e l'intero GP è incluso nella NBM (Figura 1D). - Seguire le istruzioni e passare a 63x per le misurazioni della fibra alla frazione corrente. Sullo schermo viene visualizzata la finestra di dialogo 'Spessore sezione'. Impostare la superficie superiore e inferiore della sezione per misurare lo spessore effettivo della sezione. Si deve usare il movimento manuale dell'asse z. Fare clic su Fatto.
NOTA: Se non c'è fibra nell'area, il passaggio può essere saltato per passare alla posizione della frazione successiva. - Spostare lentamente l'asse sbarrato dall'alto verso il basso nell'altezza del telaio della sezione e contrassegnare tutte le fibre intersecanti sulla superficie della sonda della sfera virtuale (Figura 3). Al termine, fare clic su Avanti per passare alla posizione successiva.
- Dopo aver completato tutte le frazioni, il software chiederà di inserire la sezione successiva. Ripetere i passaggi da 4,9 a 4,12 per tutte e sei o sette sezioni del tessuto.
- Alla fine, il software genererà un risultato per il caso che mostra i valori CE (Figura 4). Se la CE è accettabile, passare al caso successivo. File > Nuovo caso. Se la CE non è accettabile (Figura 4A), il software fornisce consigli per modificare alcuni parametri. In molti casi, la riduzione della spaziatura dei frame riduce i valori CE a un intervallo accettabile (Figura 4B).
- Dopo aver completato tutti i casi, generare i risultati per ogni caso e gruppo (File > Risultati).
5. Analisi e statistiche
- Il software fornisce i dati per ogni campione e ogni gruppo. Il software stesso calcola frazioni come SSF, ASF e TSF e fornisce il volume di riferimento totale (VREF) e la lunghezza totale (L) delle fibre nella regione di riferimento (in questo caso, NBM) (Figura 4B). Esportare i dati e salvare o copiare nel software statistico di scelta per tra l'analisi di gruppo. La tabella 1 mostra i dati dei risultati tipici per l'analisi statistica. Analizzare la densità della fibra (Lv) dividendo la lunghezza totale della fibra con il volume di riferimento.
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Representative Results
I risultati rappresentativi sono riportati nella tabella 1 e nella figura 5. Il gruppo C, che è stato decodificato come gruppo APPswe (APP), aveva una lunghezza della fibra significativamente inferiore (Figura 5B) e densità di lunghezza della fibra (Figura 5C) rispetto ai loro compagni di cucciolata di tipo selvaggio (WILD). I risultati hanno mostrato che non vi era alcuna differenza significativa nel volume della NBM tra i due gruppi analizzati (Figura 5A).
Figura 1: Illustrazione dell'elaborazione e del campionamento dei tessuti utilizzati nel presente studio. Preparazione e campionamento del campione. (A) Il cervelletto e il bulbo olfattivo vengono rimossi prima del montaggio sul disco del campione. (B) Orientamento del cervello sul disco campione per il taglio della sezione. Un'incisione longitudinale superficiale (contrassegnata con una linea) su un emisfero aiuta a identificare il lato del cervello nelle sezioni. (C) Schematica diagramma schematico di una piastra di 24 pozzi che mostra la selezione sistematica di ogni 8a sezione della lastra di 24 pozze (contrassegnata come 'X'). (D) Schematico delle sezioni coronali che delimitano i bordi della NBM nelle sei sezioni sistematicamente selezionate. (E-G) Immagini rappresentative di sezioni coronali immunostainse per ChAT e posizione di NBM (delineate). (H) Un'immagine di ingrandimento elevato che mostra i confini NBM. LV - ventricolo laterale; VL - nucleo talamico ventrolaterale; ic - capsula interna; GP - globus pallidus; CPu - putamen caudato (striato); NBM - nucleo basalis di Meynert (rappresentato come 'B' in Franklin e Paxinos mouse atlas). Barra della scala : 1 mm (E-G), 200 m (H). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Immagini della schermata. (A) 'Inizializzazione dello studio' (B) 'Inizializzazione caso' e (C) 'Inizializzazione sonda' finestre di dialogo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Sonda a sfera con un dissettore ottico. Immagini di screenshot rappresentative che mostrano i quattro piani di una sfera e la marcatura delle fibre intersecanti. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Risultati rappresentativi. (A) mostra un CE inaccettabile e (B) mostra una CE accettabile per la stima della lunghezza. L'ASF, SSF e TSF per ogni caso è anche presentato nei risultati. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Dati e analisi dei rappresentanti. Rappresentazione grafica del volume (A), lunghezza (B) e densità di lunghezza (C) nel NBM di due gruppi. I dati sono stati analizzati all'interno di due gruppi diversi utilizzando il test t Student. p < 0,05. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| Gruppo | Caso # | Volume (n. 3) | Lunghezza (m) | Lv (M/M) |
| B | 1 | 926885302 | 16446282 | 0.018 |
| B | 2 | 856582400 | 19254528 | 0.022 |
| B | 3 | 1150520830 | 15980131 | 0.014 |
| C | 1 | 981056585 | 12108328 | 0.012 |
| C | 2 | 894169486 | 6905567 | 0.008 |
| C | 3 | 998618871 | 10359766 | 0.010 |
| Statistiche | ||||
| Gruppo medio B | 977996177.3 | 17226980.33 | 0.018 | |
| Gruppo SD B | 153490036.6 | 1771309.218 | 0.004 | |
| Gruppo medio C | 957948314 | 9791220.333 | 0.010 | |
| Gruppo SD C | 55927744.89 | 2647567.494 | 0.002 | |
| Test. | 0.84 | 0.02 | 0.049 | |
Tabella 1: Dati e analisi dei rappresentanti. I valori di volume e lunghezza sono stati copiati direttamente dai risultati forniti dal software di stereologia. La densità di lunghezza (Lv) è stata calcolata dividendo i valori di lunghezza per i valori di volume di ciascun caso. i valori p sono stati calcolati utilizzando il test t di Student.
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Discussion
Qui dimostriamo un metodo per stimare la densità delle fibre colinergiche nel NBM utilizzando una sonda palla spaziale (sfera). Questa sonda stima la lunghezza totale della fibra nella regione di interesse. La lunghezza totale può essere divisa per il volume della regione per ottenere la densità della fibra. Per stimare il volume della regione, è stato utilizzato il metodo di conteggio punti Cavalieri. Il metodo di conteggio punti Cavalieri è uno stimatore imparziale ed efficiente di un volume di riferimento 3D per qualsiasi regione. Il metodo calcola una stima dell'area su una superficie di taglio di una sezione contando i punti (che rappresentano le frazioni di area) e quindi moltiplicandosi per la distanza tra due sezioni analizzate11. Il metodo non richiede manodopera, traccia accurata del perimetro della regione di interesse. Viene utilizzato in combinazione con frazionatori ottici per stimare la densità di cellule e fibre.
L'analisi stereologica richiede un metodo di campionamento preciso. La regione di interesse del cervello deve essere correttamente definita con colorazione. Il NBM si trova tra l'Atlante del topo AP bregma -0,0 mm a -1,6 mm per l'atlante del topo Franklin e Paxinos. Per l'immunohistochimica, le sezioni dovrebbero essere scelte sistematicamente, scelte in modo casuale, il che significa che la prima sezione deve essere selezionata in modo casuale e quindi altre sezioni dovrebbero essere scelte sistematicamente. Per un cervello adulto di topo, l'NBM è costituito da circa 1.600 m (anteriore-posteriore), che significa circa 53 sezioni coronali di 30 m di spessore. Quindi, se viene selezionata ogni sezione8th, ci saranno 6-7 sezioni necessarie per macchiare per l'analisi stereologica. Nella nostra solita procedura, 6-7 sezioni sono sufficienti per stimare il numero totale di fibre colinergiche nella NBM. L'analisi della CE è suggerita per la verifica all'inizio dell'ottimizzazione metodologica12.
Una metodologia di colorazione adeguata è il requisito di base per uno studio. La colorazione ChAT per le fibre colinergiche può essere difficile, e molti anticorpi macchiano alcune delle parti cellulari, ma non i processi assiadendrici lontani. Si prega di fare riferimento al nostro protocollo descritto in precedenza per i dettagli pertinenti per quanto riguarda la colorazione ChAT8.
Il metodo richiede essenzialmente sezioni spesse perché la lavorazione istologica provoca restringimento nel tessuto. Idealmente, per le sonde a sfera spaziale sono necessarie sezioni di oltre 20 m di post-elaborazione, spesso più sottile dello spessore iniziale della sezione del tessuto. Pertanto, si consiglia uno spessore di sezione di 50 m. Il restringimento è generalmente irregolare e può influenzare le distorsioni volumetriche all'interno del tessuto e quindi cambiare il valore Lv. Ad esempio, una differenza multifold è stata osservata nella densità di lunghezza capillare quando è stata analizzata in vivo utilizzando l'imaging multifotone14,15. Considerando questo problema, è più efficace riportare la lunghezza per regione anziché la lunghezza per volume.
Anche se i valori forniti nel protocollo hanno funzionato perfettamente, è sempre consigliato uno studio pilota per uno studio individuale. Dopo aver completato un singolo caso di campione di tessuto, il software fornisce un valore CE per il progetto di campionamento scelto. Il valore CE viene utilizzato per stimare la precisione della stima e può essere calcolato da diverse formule. Il software qui utilizzato utilizza la formula di Gunderson del 1999 per analizzare la CE e lo considera accettabile se i valori sono inferiori a 0,11,16. Lo schema di progettazione del campionamento deve essere regolato fino a quando il valore CE non diventa accettabile prima che il protocollo venga adattato per altri campioni. In generale, un numero maggiore di campionamenti (riducendo l'intervallo di fotogrammi) riduce il valore CE. Praticamente nessuna struttura nel sistema biologico è un profilo di linea ideale, ma nastri o cilindri. Pertanto, decidere l'esatta caratteristica di intersecante in un punto di messa a fuoco varia da persona a persona. Pertanto, la stereologia di tutti i campioni di un particolare studio deve essere eseguita dalla stessa persona. Per evitare possibili distorsioni, l'operatore di stereologia deve essere cieco all'identificatore del campione.
La riproducibilità è una delle principali preoccupazioni di questo metodo. Un fattore è il restringimento e le deformità dei tessuti durante la lavorazione del campione che possono essere superati in una certa misura utilizzando la microscopia confocale in vivo13,14,15. La sfera spaziale richiede una colorazione ad alto contrasto e una buona risoluzione dell'imaging per visualizzare le strutture. Poiché le fibre non sono di solito in forma lineare, la determinazione delle intercettazioni rimane per lo più la decisione dell'operatore. È stata proposta una segmentazione automatizzata delle caratteristiche istologiche per superare questo problema. Tuttavia, questo non è ancora disponibile13.
Il vantaggio dell'utilizzo della stereologia è che fornisce uno schema imparziale per analizzare le strutture in un tessuto 3D. La sonda a sfera spaziale fornisce frazioni isotropiche all'interno di campioni di tessuto e quindi offre un approccio imparziale per quantificare la lunghezza della fibra. Un metodo alternativo per analizzare la densità delle fibre è misurare la densità ottica di una colorazione istochimica. I metodi basati sull'intensità delle macchie forniscono una stima semiquantitativa della densità di colorazione e possono o non possono essere sufficientemente sensibili da differenziare i cambiamenti dei neuroni e delle fibre colinergici nell'NBM. I metodi stereologici che utilizzano la sonda space ball (sfera) utilizzano la determinazione delle fibre in base alle loro caratteristiche visive e forniscono la stima della lunghezza reale delle fibre. Il protocollo può essere utilizzato anche per analizzare altri profili lineari nel cervello, come fibre ciolecologie (utilizzando la colina acetile allentare l'istochimica), fibre dopaminergiche o catecholaminergiche (immunossiosa di idrossilasi tirosina), fibre sierotonergiche (immunostainizzazione della serotonina), strutture vascolari (CD31 immunostaining), o processi astrociti (proteina acidica fibrillare gliali, GFAP, immunostaining)17,18,19,20,21 .
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni a W.E.S. dal Servizio di Ricerca e Sviluppo Medica, dal Dipartimento degli Affari Veterani (Recensione del Merito 1I01 BX001067-01A2), dall'Alzheimer (NPSPAD-11-202149) e dalle risorse del Midwest Biomedical Fondazione di Ricerca.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ABC kit | Vector Laboratories | PK6100 | |
| Anti-ChAT Antibody | Millipore, MA, USA | AB144P | |
| Bovine anti-goat IgG-B | Santacruz Biotechnology | SC-2347 | |
| Bovine Serum, Adult | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | B9433 | |
| Cryostat | Lieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USA | ||
| Dulbecco's Phosphate Buffered Saline | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | D5652 | |
| Ethylene Glycol | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | 324558 | |
| Glycerol | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | G2025 | |
| Hydrogen Peroxide | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | H1009 | |
| Immpact-DAB kit | Vector Laboratories | SK4105 | Enhanced DAB peroxidase substrate solution |
| Ketamine | Westward Pharmaceuticals, NJ, USA | 0143-9509-01 | |
| Microscope | Lieca Microsystems, Buffalo Grove, IL, USA | AF6000 | Equipped with motorized stage and IMI-tech color digital camera |
| Optimum cutting temperature (O.C.T.) embedding medium | Electron Microscopy Sciences, PA, USA | 62550-12 | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | P6148 | |
| Permount mounting medium | Electron Microscopy Sciences, PA, USA | 17986-01 | |
| Stereologer Software | Stereology Resource Center, Inc. St. Petersburg, FL, USA | Stereologer2000 | Installed on a Dell Desktop computer. |
| Triton X-100 | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | T8787 | |
| Trizma Base | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | T1503 | Tris base |
| Trizma hydrochloride | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | T5941 | Tris hydrochloride |
| Xylazine | Bayer, Leverkusen, Germany | Rompun | |
| Xylenes, Histological grade | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO | 534056 |
References
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