Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Standardiseret model af ventrikulær fibrillering og avanceret hjerteliv støtte i svin

doi: 10.3791/60707 Published: January 30, 2020

Summary

Kardiopulmonal genoplivning og defibrillering er de eneste effektive terapeutiske muligheder under hjertestop forårsaget af ventrikelflimmer. Denne model præsenterer en standardiseret regime til at fremkalde, vurdere og behandle denne fysiologiske tilstand i en svinemodel, hvilket giver en klinisk tilgang med forskellige muligheder for dataindsamling og analyse.

Abstract

Kardiopulmonal genoplivning efter hjertestop, uafhængigt af dens oprindelse, er en regelmæssigt stødt på medicinsk nødsituation på hospitaler samt prækliniske indstillinger. Prospektive randomiserede forsøg med mennesker er vanskelige at designe og etisk tvetydige, hvilket resulterer i en mangel på evidensbaserede behandlinger. Den model, der præsenteres i denne betænkning, er en af de mest almindelige årsager til hjertestop, ventrikelflimmer, i en standardiseret indstilling i en stor dyremodel. Dette giver mulighed for reproducerbare observationer og forskellige terapeutiske indgreb under klinisk nøjagtige forhold, hvilket letter genereringen af bedre dokumentation og i sidste ende potentialet for forbedret medicinsk behandling.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hjertestop og kardiopulmonal genoplivning (CPR) er regelmæssigt stødt på medicinske nødsituationer på hospitalsafdelinger samt prækliniske akutudbyder scenarier1,2. Selv om der har været en omfattende indsats for at karakterisere den optimale behandling af denne situation3,4,5,6, internationale retningslinjer og ekspertanbefalinger (f.eks. erC og ILCOR) normalt afhængige af lav kvalitet beviser på grund af manglen på potentielle randomiserede forsøg3,4,5,7,8,9. Dette skyldes til dels åbenlyse etiske forbehold med hensyn til randomiserede genoplivningsprotokoller i humane forsøg10. Dette kan dog også pege på en mangel på streng protokoloverholdelse, når de konfronteres med en livstruende og stressende situation11,12. Protokollen præsenteres i denne rapport har til formål at give en standardiseret genoplivning model i en realistisk klinisk indstilling, som genererer værdifulde, potentielle data og samtidig være så gyldig og præcis som muligt uden behov for forsøgspersoner. Det overholder fælles genoplivning retningslinjer, kan nemt anvendes, og gør det muligt for forsker at undersøge og karakterisere forskellige aspekter og interventioner i en kritisk, men kontrolleret indstilling. Dette vil føre til 1) en bedre forståelse af de patologiske mekanismer, der ligger til grund for hjertestop og ventrikelflimmer og 2) højere kvalitet beviser for at optimere behandlingsmuligheder og øge overlevelsesraten.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Forsøgene i denne protokol blev godkendt af statens og Det Institutionelle Dyreplejeudvalg (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Tyskland; Formand: Dr. Silvia Eisch-Wolf; godkendelse nr. G16-1-042). Forsøgene blev udført i overensstemmelse med ARRIVE's retningslinjer. Syv bestøvede hansvin (sus scrofa domestica) med en gennemsnitsvægt på 30 ± 2 kg og 12-16 uger i alderen blev medtaget i protokollen.

1. Anæstesi, intubation, og mekanisk ventilation13,14

  1. Vedligehold dyr i deres normale miljø så længe som muligt for at minimere stress. Hold mad 6 timer før det planlagte eksperiment for at reducere risikoen for aspiration, men ikke nægte adgang til vand.
  2. Adstadige svin med en kombineret injektion af ketamin (4 mg/kg) og azaperon (8 mg/kg) i nakke- eller glutealmusklen med en nål (20 G) til intramuskulær injektion. Lad dyrene være uforstyrret i staldene, indtil sedationen er sat i (15-20 min).
    FORSIGTIG: Handsker er absolut nødvendige ved håndtering af dyr.
  3. Transport de bedøvede dyr til laboratoriet. Transporttiden bør ikke overstige den effektive sedation-tid (her, 30-60 min).
  4. Overvåg den perifere iltmætning (SpO2)med en sensor klippet til halen eller øret.
  5. Desinficere huden med et alkoholisk desinfektionsmiddel, før der indsættes et perifert venekateter (20 G) i en ørevene. Spray området, tør 1x, spray igen, og lad desinfektionsmidlet tørre.
  6. Administrere analgesi via intravenøs injektion af fentanyl (4 μg/kg). Fremkalde anæstesi med intravenøs injektion af propofol (3 mg/kg)
  7. Placer grisen i supine position på en båre med en vakuummadras og fastgør det med bandager. Påfør muskelafslappende ved intravenøs injektion af atracurium (0,5 mg/kg)
  8. Start direkte noninvasive ventilation med en hund ventilation maske (størrelse 2). Ventilationsparametre er som følger: FiO2 (inspiratory oxygen fraktion) = 100%, respirationsfrekvens = 18-20 vejrtrækninger / min, peak inspiratory tryk = <20 cmH20, PEEP (positiv ende-expiratoriske tryk) = 5 cmH20.
  9. Hold anæstesi ved kontinuerlig infusion af fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1)og propofol (8-12 mg kg-1 h-1). Start en kontinuerlig infusion af afbalanceret elektrolytopløsning (5 ml kg-1 h-1).
  10. Fastgør luftvejene via intubation med et almindeligt endotrakealrør (ID 6-7) og en introducer. Brug et almindeligt laryngoscope med en Macintosh-klinge (størrelse 4). To personer er nødvendige for dette skridt.
    1. Sørg for, at en person løser tungen udenfor med et stykke væv og åbner snuden med den anden hånd.
      1. Sørg for, at den anden person udfører en laryngoskopi af svin strubehovedet. Når epiglottis kommer til syne, skal du flytte laryngoscope ventrally. Epiglottis bør løftes op og stemmebåndene vil være synlige.
        BEMÆRK: Hvis epiglottis ikke bevæger sig ventrally, vil det holde sig til den bløde palatine og kan mobiliseres ved spidsen af røret.
  11. Flyt røret forsigtigt gennem stemmebåndene.
    BEMÆRK: Luftrørets smalleste punkt er ikke på stemmebåndenes niveau, men subglottisk. Hvis det ikke er muligt at indsætte rør, skal du prøve at rotere røret med uret eller bruge et mindre rør.
  12. Træk indføringen ud af røret. Brug en 10 ml sprøjte til at blokere manchet med 10 ml luft. Styr manchettrykket med en manchetfører (30 cmH2O).
  13. Start mekanisk ventilation efter rørtilslutning med en ventilator (PEEP = 5 cmH2O, tidevandsvolumen = 8 ml/kg, FiO2 = 0,4, I:E [inspiration til udløbsforhold] = 1:2, respiratorisk hastighed = variabel for at opnå en end-tidal CO2 af <6 kPa, normalt 20-30/min). Sørg for, at rørpositionen er korrekt ved regelmæssig og periodisk udånding af kuldioxid via capnografi.
  14. Kontroller dobbeltsidet ventilation via auscultation.
    BEMÆRK: I tilfælde af forkert placering af røret danner en luftfyldt mave hurtigt en klart synlig bule gennem bugvæggen. I dette tilfælde er øjeblikkelig udskiftning af røret og indsættelse af et gastrisk rør nødvendig. Hvis intubation ikke lykkes, skifte tilbage til maskering ventilation og prøv et mindre rør eller bedre placering af snuden.
  15. Placer gastrisk rør i maven for at undgå refluks og opkastning med to personer.
    1. Fastgør tungen udenfor med et stykke væv og åbne snude med den anden hånd.
      1. Sørg for, at en anden person udfører en laryngoskopi af svin strubehovedet derefter visualiserer spiserøret. Skub gastrisk røret inde i spiserøret med en Magill's pincet, indtil gastrisk væske er drænet.
        BEMÆRK: Visualisering kan være vanskelig. I dette tilfælde løfterøret med laryngoscope ventrally at åbne spiserøret.

2. Instrumentering

  1. Brug bandager til at trække bagbenene tilbage for at udjævne folderne i lårbensområdet til karkatisering.
  2. Der fremstilles følgende materialer: sprøjter (5 ml, 10 ml og 50 ml), Seldinger-nål, introducerhylstre (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), guidetråde til kapperne, det centrale venekateter med tre porte (7 Fr, 30 cm) med guidewire,hjerteudgangsmonitor (Materialetabel)og et kateter (5 Fr, 20 cm).
  3. Desinficere inguinalområdet (se trin 1.6). Gentag denne proces 2x.
  4. Fyld alle katetre med saltvandsopløsning. Påfør ultralydsgel på ultralydssonden. Dæk inguinal området med en steril fenestrated drapere.
  5. Scan de rigtige femorale kar med ultralyd og bruge doppler teknik til at identificere arterien og vene15. Visualiser den rigtige lårpulsåre aksialt. Skift til en langsgående visning af arterien ved at dreje sonden 90°.
  6. Punkter den højre lårpulsåre under ultralydsvisualisering med Seldinger nålen under permanent aspiration med 5 ml sprøjte.
    BEMÆRK: Efter vores mening er ultralydguidede Seldingers teknik forbundet med betydeligt mindre blodtab og vævstraumer end andre metoder til vaskulær adgang.
  7. Bekræft den ønskede nål position ved at observere lyse rødt pulserende blod. Afbryd sprøjten, og sæt hurtigt guidewiren ind i højre lårpulsåre.
  8. Visualiser længdeaksen i højre lårbensåre. Sæt Seldinger nålen under permanent aspiration med 5 ml sprøjte. Aspirere enhver mørk rød ikke-pulserende venøs blod.
    BEMÆRK: Hvis nålens korrekte placering i de forskellige beholdere ikke kan bekræftes visuelt, skal du tage blodprøver og analysere indholdet af blodgas. Et højt iltniveau er et godt tegn for arterielt blod, mens lav iltmætning indikerer intravenøs position.
  9. Sæt styrewiren til det centrale venekateter ind i højre lårbensvene efter at have frakoblet sprøjten. Træk seldingernålen tilbage.
  10. Visualiser begge højre fartøjer ved hjælp af ultralyd for at styre den korrekte trådposition. Skub arteriel indføringskappe (6 Fr) over guidewiren ind i højre arterie, og fastgør positionen med blodaspiration.
    BEMÆRK: Det kan være svært at placere hylsteret gennem huden. Det kan være nyttigt at udføre et lille snit langs ledningen for at lette bedre placering.
  11. Brug Seldingers teknik til at placere den centrale venøse linje i højre lårbensvene. Aspirere alle porte og skyl dem med saltvandsopløsning.
  12. Udfør den samme procedure på venstre inguinal side for at indsætte de andre introducer kapper i Seldinger teknik i venstre lårpulsåre (8 Fr) og femoral vene (8 Fr).
  13. Tilslut den højre arteriel introducerkappe og det centrale venekateter med to transducersystemer til måling af invasiv hæmodynamik. Placer begge transducers på hjerteniveau.
  14. Skift træ-vejs stophaner af begge transducers åbne for atmosfæren for at kalibrere systemet til nul.
    BEMÆRK: Det er nødvendigt at undgå luftbobler og blodpletter i systemet for at generere plausible værdier.
  15. Skift alle infusioner for at opretholde anæstesi fra den perifere vene til en central venøs linje. Tag baseline værdier (hæmodynamik, spirometriske, og andre output fra hjertemonitoren; se afsnit 3) efter en 15 min opsving.
  16. Initier ventrikelfibrillering (se afsnit 4).

3. Pulskontur hjerteudgang

  1. Indsæt transpulmonal thermodilutionkateter i højre arteriel introducer kappe.
    BEMÆRK: I klinisk medicin placeres katetre direkte ved Seldingers teknik. Det er dog også muligt at placere via en indføringskappe. I den foreslåede protokol placeres kapper som en standardiseret vaskulær adgang for maksimal fleksibilitet i instrumentering gennem forskellige eksperimenter.
  2. Tilslut kateteret med hjertemonitorsystemets arteriel tråd. Skift arteriel transducer direkte med hjertemonitorporten, og rekalibrere som beskrevet i trin 2.14. Tilslut hjertemonitorsystemets venøse måleenhed med den venstre venøse introducerkappe.
    BEMÆRK: Det er nødvendigt at forbinde venøse og arterielle sonder så langt fra hinanden som muligt; Ellers vil målingen blive forstyrret, fordi anvendelsen af koldt vand i venøssystemet vil påvirke arteriemålingen. Flere oplysninger om PiCCO2 er tidligere blevet givet16.
  3. Tænd for hjertemonitorsystemet. Bekræft, at en ny patient bliver målt. Angiv størrelse og vægt.
  4. Skift kategorien til voksne. Angiv protokolnavnet og -id'et. Klik på Afslut.
  5. Indstil injektionsvolumen til 10 ml.
    BEMÆRK: Mængden af valgt injektionsløsning kan ændres i softwaren. En højere diskenhed gør de målte værdier mere gyldige. En lille volumen blev valgt til dette eksperiment for at undgå hemodilution effekter.
  6. Indtast det centrale venøse tryk.
  7. Åbn den trevejs stopcock til atmosfæren.
  8. Klik på Nul for systemkalibrering. Klik på Afslut.
  9. Kalibrer den kontinuerlige hjerteoutputmåling.
    1. Klik på TD (thermodilution). Der fremstilles en fysiologisk saltvandsopløsning med en temperatur på 4 °C i en 10 ml sprøjte. Klik på Start.
    2. Injicer hurtigt og støt 10 ml kold saltvandsopløsning i den venøse måleenhed. Vent, indtil målingen er fuldført, og systemet anmoder om en gentagelse.
    3. Gentag det forrige trin, indtil tre målinger er fuldført. Systemet beregner gennemsnitsværdien af alle parametre. Klik på Afslut.
      BEMÆRK: Målingerne begynder umiddelbart efter, at kalibreringen er afsluttet. Selv om hjerteoutputmålinger under HlR ikke udføres regelmæssigt, har plausible resultater kunnet bekræftes efter tilstrækkelig kalibrering17,18.

4. Ventrikelflimmer og mekanisk genoplivning

  1. Placer defibrillator patch elektroder i anterior-posterior position på torso. Den bageste elektrode skal placeres på den centrale venstre hemithorax.
    BEMÆRK: Brug en barbermaskine til at fjerne overskydende hår og snavs for at lette optimal ledning.
  2. Tilslut elektroderne til en defibrillator og etablere en EKG.
  3. Immobilisere grisen inde i vakuummadrassen. Deflater madrassen for at forhindre uønsket bevægelse under CPR. Kontrol fiksering af lemmerne.
  4. Placer bryst kompression enhed (her, LUCAS-2) omkring brystet og under vakuummadras i henhold til producentens anbefalinger. Juster trykpuden til den nederste tredjedel af brystbenet i midterposition.
  5. Tænd brystkompressionsenheden ("tænd/sluk"-knappen) og sænk trykpuden til hudniveau. Indstil komprimeringsfrekvensen til 100/min, hvis den ikke er defineret i protokollen. Tryk på knappen Pause for at forberede komprimeringsenheden til komprimeringer.
  6. Indsæt et fibrillation/pacing kateter i venstre lårbensvene gennem i.v. hylstret.
  7. Pust katetermanchetten op med 1-2 ml luft. Skub langsomt den oppustede manchet yderligere, indtil den er placeret ved siden af højre atrium (normalt ca. 50 cm afstand).
  8. Tilslut kateterelektroder til en passende oscilloskop/funktionsgenerator. Juster fibrilleringsparametretil de ønskede værdier (her en 13,8 V strøm med frekvenser mellem 50-200 Hz).
  9. Tænd generator og overvåge EKG ændringer. Flyt kateteret langsomt fremad, indtil arytmier kan detekteres i EKG.
    FORSIGTIG: Undgå, at de separate elektroder for enden af kateteret rører ved menneskers hud eller hinanden for at forhindre kortslutninger og muligvis livstruende situationer.
  10. Kateterets stilling varierer forsigtigt, indtil ventrikelflimmerkan detekteres.
    BEMÆRK: Det kan være svært at fremkalde fibrillering med det samme. Hvis en position er nået, hvor EKG effekter kan ses, ændre frekvensen eller gentagne gange tænde og slukke for generatoren kan undertiden være nyttigt.
  11. Når ventrikelflimmer er bekræftet, slukke generatoren, deflatere ballonen, og fjerne fibrillation kateteret. Opretholde fibrillering med eller uden ventilation, så længe det er nødvendigt.
  12. Start mekaniske brystkompressioner ved at trykke på play-knappen på kompressionsenheden. Hvis du vil afbryde komprimeringer af brystet, skal du trykke på knappen Pause på komprimeringsenheden.
  13. Analyser EKG mønstre. Hvis ventrikelflimmer fortsætter, forberede defibrillering.
    1. Angiv Manuel tilstand i menuen defibrillator. Juster energien til 200 J bipasiske.
    2. Tryk på knappen Indlæs. Vent, indtil akustisk signal tændes for at angive en forberedt stødværdi. Start elektrisk stød.
      FORSIGTIG: Kun erfarne brugere bør håndtere defibrillatorer og fibrillation katetre. Der må ikke påbegyndes stød, hvis der er tegn på defekte eller slidte materialer. Indledningen af et elektrisk stød skal altid være annonceret klart hørbar for hver person i rummet, og den person, der lancerer defibrillationen er ansvarlig for at sikre, at ingen rører dyret eller båren før slippe stød.
      BEMÆRK: Her blev der anvendt vejledende resuscitationsprotokol (dvs. 2 min brystkompressioner, EKG-vurdering, chok, 2 min brystkompressioner, adrenalinadministration osv.). Yderligere oplysninger finder du i retningslinjerne4.
  14. I tilfælde af tilbagevenden af spontan cirkulation (ROSC), stop bryst kompressioner, fortsætte ventilation, og anvende overvågning så omfattende og så længe det er nødvendigt.
    BEMÆRK: Anæstesi lægemiddeladministration kan eller ikke kan afbrydes under CPR, afhængigt af protokollen. Hvis sedation afbrydes, skal infusionen genstartes efter bekræftet ROSC.
  15. En målrettet tilgang til vejledning af væske- og katekolaminadministration samt standardiserede luftvejs- og ventilationsindstillinger anbefales for at forhindre kardiorespiratorisk forringelse i ROSC-fasen, hvilket fører til eksperimentel fejl.

5. Afslutningen af eksperimentet og dødshjælp (for ROSC's vedkommende)

  1. Tilsprøjt 0,5 mg fentanyl i den centrale venøse linje. Vent 5 min. Injicer 200 mg propofol i den centrale venøse linje.
  2. Afliv er dyret aflivet med en injektion med 40 mmolkaliumchlorid.
  3. Udfør organfjernelse/fiksering eller analyser efter behov.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Hjertestop blev induceret hos syv svin. Tilbagevenden af spontan cirkulation efter HLR blev opnået hos fire svin (57 %) med et gennemsnit på 3 ± 1 bipaiske defibrilleringer. Sunde og tilstrækkeligt besmittede svin bør forblive i supine position uden kulderystelser og tegn på agitation i hele forsøget. Gennemsnitligarteriel blodtryk bør ikke falde til under 50 mmHg før påbegyndelse af fibrillering18. For at opnå optimale resultater kan der udføres analyser af blodgas, og alle værdier, herunder temperatur, skal normaliseres.

Hvis det placeres i den rigtige position, skal pacing kateteret begynde at påvirke hjerterytmen. Dette kan resultere i ekstrasystoles, tachykardi og alle former for ventrikulær og supraventricular arytmier. Hjertestop kan antages, hvis 1) EKG-aflæsningen viser ventrikelflimi og 2) ingen hjerteeffekt eller trykvariationer måles ved arteriel linje (figur 1). Hvis denne tilstand fortsætter med generatoren slukket, fibrillation er sandsynligt ikke spontant stilne af mere17.

Når brystkompressioner er startet, er tilstrækkelig hjerteoutputgeneration angivet med et gennemsnitligt arterietryk på 30-50 mmHg. (Figur 1) Hvis overholdelse af genoplivning retningslinjer, administration af adrenalin (1 mg) bør resultere i en betydelig stigning i blodtrykket inden for 1 min.

ROSC bekræftes af en dramatisk stigning i expiratoriske kuldioxidmålinger (normalt stigende fra 10-20 mmHg under anholdelse til 45 mmHg og derover), organiseret hjerterytme i EKG og respektive hjerteoutput som vist ved arteriemåling. Hypercapnia og et nedsat Horovitz-indeks (PaO2/FiO2) observeres normalt efter ROSC. Genetablering af kontrolleret mekanisk ventilation fører til rekompensation og stabile luftvejsforhold (figur 2). En ROSC sats på 50% -70% kan forventes afhængigt af tiden mellem hjertestop og starten af bryst kompressioner.

Figure 1
Figur 1: Typiske hæmodynamiske værdier. (A) Pulsovervågning under forsøg (afbildet som middelværdier med standardafvigelse [SD] fejllinjer). Pulsen falder til nul ved hjertestop (CA) og er standardiseret under CPR i henhold til specifikationerne for brystet kompression enhed (her, 100 bpm). Tachycardia ses regelmæssigt efter at have opnået ROSC, i første omgang som følge af adrenalin administration og metabolisk acidose kompensation. Værdier normalt normalisereover en periode på 1-2 h. (B) Gennemsnitlig intra-arteriel blodtryk værdier. Ved hjertestop (CA) falder trykket ikke til under 10-20 mmHg, men mister alle tegn på effektiv udgang. Under CPR, især før vasopressor effekter er registreret, passende bryst kompressioner er angivet ved trykværdier mellem 30-50 mmHg. Post-ROSC, noradrenalin kan være nødvendigt at dække lavt blodtryk intervaller under metabolisk recompensation. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Parametre for iltning og decarboxylation under og efter genoplivning. (A) Arteriel delvis trykværdier af kuldioxid (PaCO2)under og efter CPR (afbildet som middelværdier med standardafvigelsefejlstænger). Under retningslinjebaseret ventilation bør der ikke påvises væsentlige forskelle. En stigning i CO2-niveauerne umiddelbart efter ROSC kan forventes, men bør normaliseres inden for 1 time. (B) Typiske værdier horovitz-indekset (arterielt delvis ilttryk [PaO2]/inspiratory oxygenfraktion [FiO2]; afbildet som middelværdier med SD-fejlstænger). Under CPR, iltning er ofte meget svækket, men normalt fuldt ud genopretter post-ROSC i løbet af de første 2 timer. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Nogle vigtige tekniske spørgsmål vedrørende anæstesi i en svinemodel er tidligere blevet beskrevet af vores gruppe13,14. Disse omfatter streng undgåelse af stress og unødvendigsmerte for dyrene, mulige anatomiske problemer under luftvejsstyring og specifikke personalekrav19.

Derudover blev fordelene ved ultralydstyret kateterisering fremhævet tidligere og er fortsat den foretrukne tilgang til at forhindre vaskulære skader under instrumentering. Men kun professionelt uddannede brugere bør arbejde med denne teknik til at give sine fordele20. For denne forsøgsmodel skal det understreges, at håndtering af elektriske frekvensgeneratorer samt defibrillatorer kun bør håndteres af specialuddannet personale eller under deres direkte tilsyn. Hvis der ikke stilles tilstrækkelig ekspertise til rådighed under sådanne forsøg, kan det medføre alvorlig personskade og være livstruende.

Korrekt placering af pacing kateteret og indledning af ventrikulær fibrillering kan vise sig vanskeligt og kan kræve genindsættelse af kateteret eller frekvensvariation. Ved repositionering eller fjernelse af kateteret skal ballonen tømmes først for at forhindre indre skader samt beskadigelse af selve kateteret. Hvis der anvendes frekvensvariationer, skal kateteret placeres i nærheden af myokardiet for at opdage EKG-ændringer, hvorefter hyppigheden langsomt bør ændres i overensstemmelse med producentens anvisninger. Det er vigtigt, at brystkompressionsanordningen skal placeres korrekt, og grisen skal være korrekt immobiliseret (som vist i videoen). Repositionering under CPR kan være nødvendig, men fører ofte til utilstrækkelig genoplivning. Selvom thoraxanatomi og knoglestruktur varierer i forhold til mennesker, viste vores undersøgelser tilstrækkelig perfusionsgenerering og ROSC-hastigheder med en kompressionsanordning placeret på den nederste tredjedel af brystbenet i medianposition.

Porcine modeller har med succes været anvendt i kritisk pleje undersøgelser i årtier17,21,22,23. Lignende anatomiske og fysiologiske egenskaber, der kan sammenlignes med mennesker giver mulighed for rimeligt præcise fradrag vedrørende patientens reaktioner på visse stimuli eller kliniske situationer. Den præsenterede genoplivningsmodel er blevet anvendt og ændret i forskellige forsøg18,24,25,26. Det giver en eksperimentel indstilling, der gør det muligt at evaluere retningslinje effektivitet, da (i modsætning til genoplivning modeller i gnavere) lige bryst kompression intervaller, blodtryk tærskler, blodgas værdier, og defibrillering energier kan bruges til menneskelige sammenligninger som anbefalet af ILCOR og ERC, henholdsvis. Dette letter internationalt sammenlignelige og forståelige studiedesign og skaber dermed en højere kvalitet af dokumentation generelt. Modellen giver desuden mulighed for en passende vurdering af lægemiddeleffekter ikke kun kvalitativt, men også på en dosisafhængig måde.

Under forudsætning af retningslinje-baseret genoplivning med intervaller på 2 min mellem defibrillationer, svin normalt opnå ROSC inden for de første fire chok eller inden for 8-10 min27. En ROSC sats på 50% -70% kan forventes afhængigt af tiden mellem hjertestop og starten af bryst kompressioner. Hvis der ikke kan opnås acceptable ROSC-rater eller tilstrækkelige blodtryksværdier, er det muligt at tilføje vasopressin (0,5 IU/kgBW) til behandlingsregimet under CPR. Under og direkte efter CPR er lungegasudveksling stærkt forringet. Dette afhænger i høj grad af den ventilationstilstand , der anvendes under brystkompressioner, og kan have langsigtede virkninger på endeorganskader og betændelse18,25,28. Derudover kan metabolisk acidose og bedøvet myokardiet føre til vedvarende hypotension, især i de første 1 time efter ROSC. Dette kan behandles ved væskeadministration (20-30 ml/kgBW) og kontinuerlig noradrenalininfusion. Overdreven acidose kan også behandles med 8,4% natriumbikarbonat opløsning med højst 4 ml/kgBW.

Denne eksperimentelle protokol giver en standardiseret indstilling for genoplivning forskning, hvor aspekter af hæmodynamiske virkninger af specifikke lægemiddelbehandlinger, indflydelse af ventilation spåner på ROSC satser, end-organ skader, og post-genoplivning reaktioner kan analyseres og evalueres under forskellige omstændigheder. Dette vil bidrage til yderligere videnskabelig indsigt i de patofysiologiske mekanismer, der ligger til grund for ventrikulær fibrillering, og kan føre til mere effektive behandlingsmuligheder.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

LUCAS-2 enheden blev leveret betingelsesløst af Stryker /Physio-Control, Redmond, WA, USA til eksperimentelle forskningsformål. Ingen forfattere rapporterer interessekonflikter.

Acknowledgments

Forfatterne vil gerne takke Dagmar Dirvonskis for fremragende teknisk support.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml Fresenius, Kabi Deutschland GmbH potassium chloride
Arterenol 1mg/ml 25 ml Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH norepinephrine
Atracurium Hikma 50mg/5ml Hikma Pharma GmbH, Martinsried atracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain syringe
BD Luer Connecta Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden 3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain canula
CorPatch Easy Electrodes CorPuls, Kaufering, Germany defibrillator electrodes
Corpuls 3 Corpuls, Kaufering, Germany defibrillator
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland hemodynamic monitor
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA ventilator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml Janssen-Cilag GmbH, Neuss fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3 Rüsch endotracheal tube introducer
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Deutschland GmbH perfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/ml Hameln Pharmaceuticals GmbH ketamine
laryngoscope Rüsch laryngoscope
logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang Smith- Medical Deutschland GmbH central venous catheter
LUCAS-2 Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA chest compression device
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA periphereal oxygen saturation
Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber Ocean optics Largo, FL USA ultrafast pO2-measurements
Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland oleic acid
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany perfusorsyringe
Osypka pace, 110 cm Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany Pacing/fibrillation catheter
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA PAC
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA introducer sheath
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany syringe pump
Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) Fresenius, Kabi Deutschland GmbH propofol
Radifocus Introducer II, 5-8 Fr Terumo Corporation Tokio, Japan introducer sheath
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia endotracheal tube
Seldinger Nadel mit Fixierflügel Smith- Medical Deutschland GmbH seldinger canula
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA ultrasound
Stainless Macintosh Größe 4 Welsch Allyn69604 blade for laryngoscope
Stresnil 40mg/ml Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health azaperone
Vasofix Safety 22G-16G B.Braun Melsungen AG, Germany venous catheter
Voltcraft Model 8202 Voltcraft, Hirschau, Germany oscilloscope/function generator

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Grasner, J. T., et al. EuReCa ONE-27 Nations, ONE Europe, ONE Registry: A prospective one month analysis of out-of-hospital cardiac arrest outcomes in 27 countries in Europe. Resuscitation. 105, 188-195 (2016).
  2. Raffee, L. A., et al. Incidence, Characteristics, and Survival Trend of Cardiopulmonary Resuscitation Following In-hospital Compared to Out-of-hospital Cardiac Arrest in Northern Jordan. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21, (7), 436-441 (2017).
  3. Brooks, S. C., et al. Part 6: Alternative Techniques and Ancillary Devices for Cardiopulmonary Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S436-S443 (2015).
  4. Callaway, C. W., et al. Part 4: Advanced Life Support: 2015 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations. Circulation. 132, (16 Suppl 1), S84-S145 (2015).
  5. Sandroni, C., Nolan, J. ERC 2010 guidelines for adult and pediatric resuscitation: summary of major changes. Minerva Anestesiology. 77, (2), 220-226 (2011).
  6. Tanaka, H., et al. Modifiable Factors Associated With Survival After Out-of-Hospital Cardiac Arrest in the Pan-Asian Resuscitation Outcomes Study. Annals of Emergency Medicine. (2017).
  7. Kleinman, M. E., et al. Part 5: Adult Basic Life Support and Cardiopulmonary Resuscitation Quality: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S414-S435 (2015).
  8. Link, M. S., et al. Part 7: Adult Advanced Cardiovascular Life Support: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S444-S464 (2015).
  9. Olasveengen, T. M., et al. 2017 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations Summary. Circulation. 136, (23), e424-e440 (2017).
  10. Rubulotta, F., Rubulotta, G. Cardiopulmonary resuscitation and ethics. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 25, (4), 265-269 (2013).
  11. McInnes, A. D., et al. The first quantitative report of ventilation rate during in-hospital resuscitation of older children and adolescents. Resuscitation. 82, (8), 1025-1029 (2011).
  12. Maertens, V. L., et al. Patients with cardiac arrest are ventilated two times faster than guidelines recommend: an observational prehospital study using tracheal pressure measurement. Resuscitation. 84, (7), 921-926 (2013).
  13. Ziebart, A., et al. Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  14. Kamuf, J., et al. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. Journal of Visualized Experiments. (140), (2018).
  15. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesiology. 27, (2), 345-360 (2013).
  16. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinions in Anaesthesiology. 22, (6), 804-808 (2009).
  17. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandanivica. 58, (8), 1032-1039 (2014).
  18. Ruemmler, R., et al. Ultra-low tidal volume ventilation-A novel and effective ventilation strategy during experimental cardiopulmonary resuscitation. Resuscitation. 132, 56-62 (2018).
  19. Wani, T. M., et al. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27, (5), 501-505 (2017).
  20. Tuna Katircibasi, M., et al. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiol Sin. 34, (5), 394-398 (2018).
  21. Hartmann, E. K., et al. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39, (7), 1313-1317 (2013).
  22. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiol Scand. 57, (3), 334-341 (2013).
  23. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
  24. Tan, D., et al. Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model. Journal of Clinical Monitoring and Computing. (2019).
  25. Kill, C., et al. Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model. Critical Care Medicine. 42, (2), e89-e95 (2014).
  26. Speer, T., et al. Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function. Advances in Therapy. 34, (10), 2333-2344 (2017).
  27. Kill, C., et al. Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model. PLoS ONE. 10, (5), e0127759 (2015).
  28. Newell, C., Grier, S., Soar, J. Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation. Critical Care. 22, (1), 190 (2018).
Standardiseret model af ventrikulær fibrillering og avanceret hjerteliv støtte i svin
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).More

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter