Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Стандартизированная модель фибрилляции желудочков и расширенной сердечной жизнеобеспечения у свиней

doi: 10.3791/60707 Published: January 30, 2020

Summary

Сердечно-легочная реанимация и дефибрилляция являются единственными эффективными терапевтическими вариантами при остановке сердца, вызванной фибрилляцией желудочков. Эта модель представляет собой стандартизированный режим для индуцирования, оценки и лечения этого физиологического состояния в свиной модели, обеспечивая тем самым клинический подход с различными возможностями для сбора и анализа данных.

Abstract

Сердечно-легочная реанимация после остановки сердца, независимо от ее происхождения, является регулярно встречающихся неотложной медицинской помощи в больницах, а также доклинических условиях. Перспективные рандомизированные исследования в области человеческого имутявляются трудно разработать и этически неоднозначным, что приводит к отсутствию основанных на фактических данных методов лечения. Модель, представленная в настоящем докладе, представляет собой одну из наиболее распространенных причин остановки сердца, фибрилляции желудочков, в стандартизированной обстановке в большой модели животных. Это позволяет проводить воспроизводимые наблюдения и различные терапевтические вмешательства в клинически точных условиях, что способствует созданию более качественных доказательств и, в конечном итоге, возможности для улучшения медицинского лечения.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Остановка сердца и сердечно-легочная реанимация (КЛР) регулярно сталкиваются с неотложной медицинской помощью в больничных палатах, а также доклинических сценариев неотложной помощи1,2. Хотя были предприняты значительные усилия, чтобы охарактеризовать оптимальное лечение для этой ситуации3,4,5,6,международные руководящие принципы и рекомендации экспертов (например, ERC и ILCOR), как правило, полагаются на низкосортные доказательства из-за отсутствия перспективных рандомизированных испытаний3,4,5,7,8,9. Отчасти это связано с очевидными этическими оговорками в отношении протоколов рандомизированной реанимации в человеческих испытаниях10. Тем не менее, это может также указывать на отсутствие строгого соблюдения протокола, когда сталкивается с опасной для жизни и стрессовой ситуации11,12. Протокол, представленный в настоящем докладе, направлен на создание стандартизированной модели реанимации в реалистичной клинической обстановке, которая генерирует ценные, перспективные данные, будучи максимально действительными и точными без необходимости в людях. Он придерживается общих руководящих принципов реанимации, может быть легко применен, и позволяет исследованиям изучить и охарактеризовать различные аспекты и вмешательства в критических, но контролируемых условиях. Это приведет к 1) лучшее понимание патологических механизмов, лежащих в основе остановки сердца и фибрилляции желудочков и 2) более высокое качество доказательств в целях оптимизации вариантов лечения и повышения выживаемости.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Эксперименты в этом протоколе были одобрены Государственным и Институциональным комитетом по уходу за животными (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Кобленц, Германия; Председатель: д-р Сильвия Эйш-Вольф; утверждение нет. G16-1-042). Эксперименты проводились в соответствии с руководящими принципами ARRIVE. В протокол были включены семь обезболистых самцов свиней(sus scrofa domestica)со средним весом 30 и 2 кг и возрастом 12-16 недель.

1. Анестезия, интубация и механическая вентиляция13,14

  1. Поддержание животных в их нормальной среде как можно дольше, чтобы свести к минимуму стресс. Удерживайте пищу 6 ч до запланированного эксперимента, чтобы уменьшить риск аспирации, но не отказывайте от доступа к воде.
  2. Седативные свиньи с комбинированной инъекцией кетамина (4 мг/кг) и азаперона (8 мг/кг) в шею или ягодичную мышцу с помощью иглы (20 Г) для внутримышечной инъекции. Оставьте животных нетронутыми в их конюшнях до тех пор, пока седация не займется (15-20 мин).
    ВНИМАНИЕ: Перчатки абсолютно необходимы при обращении с животными.
  3. Транспорт животных седативных животных в лабораторию. Время транспортировки не должно превышать эффективного времени седации (здесь, 30-60 мин).
  4. Мониторинг насыщения периферического кислорода (SpO2) с датчиком, обрезанным к хвосту или уху.
  5. Дезинфицировать кожу с алкогольным дезинфицирующим средством перед вставкой катетера периферической вены (20 G) в уховую вену. Спрей области, протрите 1x, спрей снова, и дайте дезинфицирующее средство сухой.
  6. Администрирование анальгезии с помощью внутривенной инъекции фентанила (4 мкг/кг). Индуцировать анестезию с внутривенной инъекцией пропофола (3 мг/кг)
  7. Поместите свинью в положение на спине на носилках с вакуумным матрасом и зафиксировать его с повязками. Нанесите мышечный релаксант через внутривенную инъекцию атракурия (0,5 мг/кг)
  8. Непосредственно начните неинвазивную вентиляцию с собачьей вентиляционной маски (размер 2). Параметры вентиляции следующие: FiO2 (нерационательная кислородная фракция) - 100%, частота дыхания - 18-20 вдохов/мин, пиковое давление на пути - 2 0,0, ПИПЕ (положительное давление конца срока действия) - 5 см/мин20.
  9. Поддержание анестезии с помощью непрерывного настоя фентанила (0,1-0,2 мг кг-1 ч-1)и пропофола (8-12 мг кг-1 ч-1). Начать непрерывный настой сбалансированного электролитного раствора (5 мл кг-1 ч-1).
  10. Защищайте дыхательные пути с помощью интубации с помощью общей эндотрахеялкой трубки (ID 6-7) и ввестиком. Используйте общий ларингоскоп с лезвием Macintosh (размер 4). Для этого шага нужны два человека.
    1. Убедитесь, что один человек фиксирует язык снаружи с куском ткани и открывает мранжду с другой стороны.
      1. Убедитесь, что второй человек выполняет ларингоскопию гортани. Когда epiglottis приходит в поле зрения, двигаться ларингоскоп вентилируемых. Эпиглоттис должен быть поднят и голосовые связки будут видны.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Если epiglottis не двигает ventrally, то оно вставляет к мягкому небюну и может быть мобилизовано кончиком пробки.
  11. Перемещение трубки тщательно через голосовые связки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Самая узкая точка трахеи не на уровне голосовых связок, но является субглоттической. Если вставка трубки невозможна, попробуйте повернуть трубку по часовой стрелке или использовать меньшую трубку.
  12. Вытяните ввести из трубки. Используйте 10 мл шприца, чтобы блокировать манжету с 10 мл воздуха. Контролируйте давление манжеты с помощью манжеты менеджера (30 см2O).
  13. Начало механической вентиляции после подключения трубки с вентилятором (PEEP 5см/ 2О, приливный объем 8 мл/кг, FiO2 й 0,4, I:E "вдохновение к соотношению истечения" - 1:2, частота дыхания - переменная для достижения конечноприливного CO2 из йт/6 кПа, обычно 20-30/мин). Убедитесь, что положение трубки является правильным путем регулярного и периодического выдоха углекислого газа через капнографию.
  14. Проверьте двусторонню вентиляцию через аускультацию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В случае неправильного размещения трубки, заполненный воздухом желудок быстро образует четко видимый выпуклость через брюшную стенку. В этом случае необходима немедленная замена трубки и вставка желудочной трубки. Если интубация не удается, переключиться обратно, чтобы замаскировать вентиляцию и попробовать меньше трубки или лучшее позиционирование морды.
  15. Поместите желудочную трубку в желудок, чтобы избежать рефлюкса и рвоты с двумя людьми.
    1. Закрепите язык снаружи куском ткани и откройте мранжу с другой стороны.
      1. Убедитесь, что второй человек выполняет ларингоскопии гортани свиней затем визуализирует пищевода. Нажмите желудочной трубки внутри пищевода с щипцы Magill, пока желудочная жидкость сливается.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Визуализация может быть трудной. В этом случае поднимите трубку с ларингоскопом вентилируемым образом, чтобы открыть пищевод.

2. Инструментирование

  1. Используйте бинты, чтобы отодвинуть задние лапы, чтобы сгладить складки в бедренной местности для катеризации судна.
  2. Подготовьте следующие материалы: шприцы (5 мл, 10 мл и 50 мл), игла Селдинджера, ввизатные оболочки (6 fr, 8 Fr, 8 Fr), направляющие для оболочки, центральный венозный катетер с тремя портами (7 fr, 30 см) с направляющим проводом, кардио- монитор(таблица материалов)и катетер (5 fr, 20 см).
  3. Дезинфекция области подогнания (см. шаг 1.6). Повторите этот процесс 2x.
  4. Заполните все катетеры сольным раствором. Нанесите ультразвуковой гель на ультразвуковой зонд. Обложка области пышной с стерильной fenestrated драпировки.
  5. Сканирование право бедренных сосудов с ультразвуком и использовать метод доплера для выявления артерии ивены 15. Визуализируйте правую бедренную артерию аксиально. Переключитесь на продольное представление артерии, вращая зонд на 90 градусов.
  6. Проколите правую бедренную артерию под ультразвуковой визуализацией с помощью иглы Селдингера под постоянным аспирицией со шприцем 5 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На наш взгляд, ультразвук, направленный на технику Селдинджера, связан со значительно меньшей кровопотерей и травмой тканей, чем другие методы сосудистого доступа.
  7. Подтвердите желаемое положение иглы, наблюдая ярко-красный пульсирующей крови. Отключите шприц и быстро вставьте направляющий провод в правую бедренную артерию.
  8. Визуализируйте продольную ось правой бедренной вены. Вставьте иглу Селдингера под постоянное стремление шприцем 5 мл. Аспирируйте любую темно-красную непульсирующую венозную кровь.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если правильное положение иглы в различных сосудах не может быть визуально подтверждено, возьмите образцы крови и проанализируйте содержание газа в крови. Высокий уровень кислорода является хорошим признаком для артериальной крови, в то время как низкая насыщенность кислородом указывает на внутривенное положение.
  9. Вставьте направляющий провод для центрального венозного катетера в правую бедренную вену после отключения шприца. Уречись от иглы Селдинджера.
  10. Визуализируйте оба правых сосуда с помощью ультразвука для контроля правильного положения провода. Нажмите артериальной оболочки ввода (6 Fr) над направляющей проволокой в правой артерии и обеспечить положение с аспирации крови.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размещение оболочки через кожу может быть трудно. Это может быть полезно для выполнения небольшой разрез вдоль провода, чтобы облегчить лучшее размещение.
  11. Используйте технику Селдинджера, чтобы позиционировать центральную венозную линию в правую бедренную вену. Аспирируй все порты и промойте их сольным раствором.
  12. Выполните ту же процедуру на левой стороне ч. а. для вставки других вениров в технике Селдинджера в левую бедренную артерию (8 о) и бедренную вену (8 о).
  13. Соедините правильную артериальную оболочку и центральный венозный катетер с двумя преобразователями систем для измерения инвазивной гемодинамики. Позиция обоих преобразователей на уровне сердца.
  14. Переключите стоп-ходы обоих преобразователей, открытых для калибровки системы до нуля.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимо избегать любых пузырьков воздуха и пятна крови в системе для создания правдоподобных значений.
  15. Переключите все настои для поддержания анестезии от периферической вены к центральной венозной линии. Возьмите базовые значения (гемодинамика, спирометрия и другие выходы из кардиомонитора; см. раздел 3) после 15 мин восстановления.
  16. Инициировать фибрилляцию желудочков (см. раздел 4).

3. Импульсный контур сердечного выброса

  1. Вставьте транспульсонный терморазбавления катетер в правой артериальной оболочки ввода.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В клинической медицине, терморазбавления катетеры непосредственно размещены техники Селдинджера. Тем не менее, размещение через введать оболочки также возможно. В предлагаемом протоколе оболочки помещаются в качестве стандартизированного сосудистого доступа для максимальной гибкости приборов в ходе различных экспериментов.
  2. Соедините катетер с артериальной проволокой системы кардиомонитора. Переключите артериальный преобразователь непосредственно в порт кардиомонитора и перекалибруйте, как описано в шаге 2.14. Соедините венозный измерительный блок системы кардиомонитора с левой венозной оболочкой ввектора.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходимо соединить венозные и артериальные зонды как можно дальше друг от друга; в противном случае, измерение будет нарушено, потому что применение холодной воды в венозной системе повлияет на артериальные измерения. Более подробная информация о PiCCO2 были предоставлены ранее16.
  3. Включите систему кардиомонитора. Подтвердите, что новый пациент измеряется. Введите размер и вес.
  4. Переключите категорию на взрослых. Введите имя протокола и идентификатор. Нажмите на выход.
  5. Установите объем впрыска до 10 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Объем выбранного решения для инъекций может быть изменен в программном обеспечении. Более высокий объем делает измеренные значения более допустимыми. Небольшой объем был выбран для этого эксперимента, чтобы избежать каких-либо эффектов геморазбаления.
  6. Введите центральное венозное давление.
  7. Откройте трехсторонний стоп-код к атмосфере.
  8. Нажмите на нулевой для калибровки системы. Нажмите на выход.
  9. Калибровать непрерывное измерение сердечного выброса.
    1. Нажмите на TD (терморазбавление). Приготовьте физиологический соленом раствор с температурой 4 градусов по Цельсию в шприцу 10 мл. Нажмите на кнопку "Начало".
    2. Впрысните 10 мл холодного соблюра быстро и неуклонно в венозный измерительный блок. Подождите, пока измерение будет завершено, и система запросит повторение.
    3. Повторяйте предыдущий шаг до завершения трех измерений. Система вычислит среднее количество всех параметров. Нажмите на выход.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Измерения начнутся сразу после завершения калибровки. Хотя измерения сердечного выхода во время КПП не выполняются регулярно, правдоподобные результаты были в состоянии быть подтверждены после адекватной калибровки17,18.

4. Фибрилляция желудочков и механическая реанимация

  1. Место дефибриллятора патч электродов в передне-задней позиции на туловище. Задний электрод должен располагаться на центральном левом гемитораксе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте бритву для удаления лишних волос и грязи для облегчения оптимальной проводимости.
  2. Подключите электроды к дефибриллятору и установите ЭКГ.
  3. Обездвижить свинью внутри вакуумного матраса. Deflate матрас для предотвращения нежелательных движений во время КПП. Контрольная фиксация конечностей.
  4. Поместите устройство сжатия грудной клетки (здесь, LUCAS-2) вокруг груди и под вакуумный матрас в соответствии с рекомендациями производителя. Отрегулируйте накладку давления до нижней трети грудины в медианном положении.
  5. Включите устройство сжатия грудной клетки ("кнопка питания") и опустите наноматые площадки до уровня кожи. Установите частоту сжатия до 100/мин, если не определено в протоколе. Нажмите кнопку Пауза, чтобы подготовить устройство сжатия для сжатия грудной клетки.
  6. Вставьте фибрилляцию/ темпкатетер в левую бедренную вену через оболочку i.v.
  7. Надуть манжету катетера 1-2 мл воздуха. Медленно нажимайте на надутую манжету дальше, пока она не будет помещена рядом с правым предсердием (обычно около 50 см расстояния).
  8. Соедините катетерные электроды к адекватному генератору осциллоскопа/функции. Отрегулируйте параметры фибрилляции до желаемых значений (здесь ток 13,8 В с частотами от 50-200 Гц).
  9. Включите генератор и следите за изменениями ЭКГ. Медленно перемещайте катетер вперед до тех пор, пока в ЭКГ не будут обнаружены аритмии.
    ВНИМАНИЕ: Предотвратить отдельные электроды в конце катетера от прикосновения к коже человека или друг друга, чтобы предотвратить короткое замыкание и, возможно, опасные для жизни ситуации.
  10. Тщательно меняйте положение катетера до тех пор, пока не будет обнаружена фибрилляция желудочков.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это может быть трудно вызвать фибрилляцию сразу. Если позиция достигается, при котором эффекты ЭКГ можно увидеть, изменение частоты или неоднократное включение и выключение генератора иногда может быть полезным.
  11. Как только фибрилляция желудочков подтверждается, выключите генератор, сдуваем шарик и удалите фибрилляционный катетер. Поддерживайте фибрилляцию с вентиляцией или без нее до тех пор, пока это требуется.
  12. Начните механические компрессии грудной клетки, нажав кнопку Воспроизведения на компрессионном устройстве. Чтобы прервать сжатие грудной клетки, нажмите кнопку паузы на компрессионном устройстве.
  13. Анализ моделей ЭКГ. Если фибрилляция желудочков сохраняется, приготовьте дефибрилляцию.
    1. Введите ручной режим в меню дефибриллятора. Отрегулируйте энергию до 200 J двухфаза.
    2. Нажмите кнопку Нагрузки. Подождите, пока акустический сигнал не включается, чтобы указать подготовленное ударное значение. Инициировать электрическим током.
      ВНИМАНИЕ: Только опытные пользователи должны обрабатывать дефибрилляторы и катетеры фибрилляции. Нет потрясений должны быть начаты, если есть какие-либо указания на неисправные или изношенные материалы. Начало поражения электрическим током всегда должно быть объявлено четко слышно каждому человеку в комнате, и человек, запускающий дефибрилляцию, несет ответственность за то, чтобы никто не прикасался к животному или носилки до освобождения шока.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь использовался протокол реанимации на основе руководящих принципов (т.е. 2 мин компрессии грудной клетки, ЭКГ-оценка, шок, 2 мин сжатия грудной клетки, введение адреналина и т.д.). Для получения дополнительной информации проконсультируйтесь с руководящими принципами4.
  14. В случае возврата спонтанной циркуляции (ROSC), остановить компрессии грудной клетки, продолжить вентиляцию, и применять мониторинг так широко и до тех пор, как это необходимо.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анестетический препарат администрации может или не может быть прерван во время КПП, в зависимости от протокола. Если седация прекращена, вливание должно быть возобновлено после подтвержденного ROSC.
  15. Для предотвращения ухудшения состояния кардиореспираторных заболеваний на этапе ROSC, приводящих к экспериментальному отказу, рекомендуется целеусковый подход к руководству по управлению жидкостью и катехоламином, а также стандартизированные настройки дыхания и вентиляции.

5. Окончание эксперимента и эвтаназия (в случае ROSC)

  1. Введите 0,5 мг фентанила в центральную венозную линию. Подождите 5 мин. Введите 200 мг пропофола в центральную венозную линию.
  2. Эвтанизировать животное с 40 ммоль хлористого калия инъекции.
  3. Выполняйте удаление/фиксацию органов или анализы по мере необходимости.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Остановка сердца была вызвана у семи свиней. Возвращение спонтанного кровообращения после КПП было достигнуто в четырех свиней (57%) со средним значением 3 и 1 бифазасические дефибрилляции. Здоровые и адекватно обезопадинированные свиньи должны оставаться в положении на спине, не дрожа и признаков возбуждения на протяжении всего эксперимента. Среднее артериальное давление не должно опускаться ниже 50 мм рт. ст. до начала фибрилляции18. Для достижения оптимальных результатов можно провести анализ ыкрови и нормализовать все значения, включая температуру.

Если поставить в нужное положение, темп катетер должен начать влиять на сердечный ритм. Это может привести к экстрасистолии, тахикардии и всех форм желудочковой и надвентрикулярной аритмии. Остановка сердца может быть предположить, если 1) ЭКГ чтения показывает фибрилляции желудочков и 2) нет сердечного выхода или изменения давления измеряются артериальной линии (Рисунок 1). Если это состояние сохраняется с генератором выключен, фибрилляция, скорее всего, не спонтанно утихнет больше17.

Как только сжатия грудной клетки начинаются, достаточное генерирующее сердце указывается средним артериальным давлением 30-50 мм рт. ст. (Рисунок 1) При придерживании рекомендаций по реанимации введение адреналина (1 мг) должно привести к существенному повышению артериального давления в течение 1 мин.

ROSC подтверждается резким увеличением показателей выгодности углекислого газа (обычно увеличивающихся с 10-20 мм рт. ст. при задержании до 45 мм рт. ст. и выше), организованным сердечным ритмом в ЭКГ и соответствующим ими, как показано в артериальных измерениях. Гиперкапния и снижение индекса Горовица (PaO2/FiO2) обычно наблюдаются после ROSC. Восстановление контролируемой механической вентиляции легких приводит к рекомпенсации и стабильным респираторным заболеваниям(рисунок 2). Скорость ROSC 50%-70% можно ожидать в зависимости от времени между остановкой сердца и началом сжатия грудной клетки.

Figure 1
Рисунок 1: Типичные гемодинамические значения. (A) Мониторинг частоты сердечных приступов во время испытания (изображенкакие как средние значения со стандартными отклонениями »SD» баров ошибок). Частота сердечных приступов падает до нуля при остановке сердца (CA) и стандартизируется во время КПП в соответствии со спецификациями устройства сжатия грудной клетки (здесь, 100 bpm). Тахикардия регулярно наблюдается после достижения ROSC, первоначально в результате введения адреналина и метаболического ацидоза компенсации. Значения обычно нормализуют в течение 1-2 ч. (B)Средние внутриартериальные значения артериального давления. При остановке сердца (ЦА) давление не опускается ниже 10-20 мм рт. ст., но теряет все признаки эффективного выхода. Во время КПП, особенно до регистрации вазопрессорных эффектов, адекватные компрессии грудной клетки указываются значениями давления между 30-50 мм рт. с. Пост-ROSC, норадреналин может быть необходимо для покрытия низких интервалов кровяного давления во время метаболической рекомпенсации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Figure 2
Рисунок 2: Параметры оксигенации и декарбоксиляции во время и после реанимации. (A) Артериальные значения частичного давления двуокиси углерода (PaCO2)во время и после КПП (изображенные как средние значения со стандартными барами ошибок отклонения). В соответствии с системой вентиляции на основе руководящих принципов не следует выявлять никаких существенных различий. Увеличение уровней CO2 непосредственно после ROSC следует ожидать, но должно нормализовать в пределах 1 ч. (B) Типичные значения индекса Горовица (артериальное частичное давление кислорода No PaO 2/inspiratory кислородная фракция (FiO2)изображены как средние значения с барами ошибки SD). Во время КПП, оксигенация часто сильно нарушается, но обычно полностью восстанавливается после ROSC в течение первых 2 ч. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Некоторые основные технические проблемы, касающиеся анестезии в свиной модели ранее были описаны нашей группой13,14. К ним относятся строгое избегание стресса и ненужной боли для животных, возможные анатомические проблемы во время управления дыхательных путей, а также конкретные требования персонала19.

Кроме того, преимущества ультразвуковой катетеризации были подчеркнуты ранее и остается предпочтительным подходом к предотвращению сосудистых повреждений во время приборов. Тем не менее, только профессионально обученные пользователи должны работать с этой техникой, чтобы дать свои преимущества20. В этой экспериментальной модели следует подчеркнуть, что обработка электрочастотных генераторов, а также дефибрилляторов должна осуществляться только специально подготовленным персоналом или под их непосредственным контролем. Непредоставление надлежащей экспертизы при проведении таких судебных процессов может привести к серьезным травмам и может быть опасным для жизни.

Правильное позиционирование темпа катетера и начало фибрилляции желудочков может оказаться трудным и может потребовать повторного введения катетера или частоты изменения. При репозиционировании или удалении катетера воздушный шар должен быть сначала спущен, чтобы предотвратить внутренние повреждения, а также повреждение самого катетера. Если используются частотные изменения, катетер должен быть помещен рядом с миокардом для того, чтобы обнаружить изменения ЭКГ, то частота должна медленно меняться в соответствии с инструкциями производителя. Важно отметить, что устройство сжатия грудной клетки должно быть расположено правильно, и свинья должна быть должным образом обездвижена (как показано на видео). Репозиционирование во время КПП может быть необходимым, но часто приводит к недостаточной реанимации. Несмотря на то, что торакальная анатомия и структура костей отличаются по сравнению с людьми, наши исследования показали, достаточное поколение перфузии и РОСК с компрессионным устройством, размещенным на нижней трети грудины в медианном положении.

Свиные модели успешно используются в исследованиях в области критической помощи в течениедесятилетий 17,21,22,23. Подобные анатомические и физиологические свойства, сравнимые с человеческими, позволяют достаточно точно отчисления в отношении реакции пациента на определенные раздражители или клинические ситуации. Представленная модель реанимации была использована и изменена в различных испытаниях18,24,25,26. Он обеспечивает экспериментальную настройку, которая позволяет оценить эффективность руководящих принципов, так как (в отличие от моделей реанимации у грызунов) равные интервалы сжатия грудной клетки, пороги артериального давления, значения газа в крови и энергии дефибрилляции могут быть использованы для сравнения человека, как это рекомендовано ILCOR и ERC, соответственно. Это облегчает сопоставимые на международном уровне и понятные проекты исследований, создавая тем самым более высокое качество фактических данных в целом. Кроме того, модель позволяет адекватно оценивать действие препарата не только качественно, но и в зависимости от дозы.

Предполагая, на основе руководящих реанимации с интервалами 2 мин между дефибрилляциями, свиньи обычно достигают ROSC в течение первых четырех ударов или в течение 8-10 мин27. Скорость ROSC 50%-70% можно ожидать в зависимости от времени между остановкой сердца и началом сжатия грудной клетки. Если приемлемые ставки ROSC или адекватные значения артериального давления не могут быть достигнуты, можно добавить вазопрессин (0,5 МЕ/кгВВ) в режим терапии во время КПП. Во время и сразу после КПП, легочной газ обмена сильно нарушена. Это в значительной степени зависит от режима вентиляции, используемого во время сжатия грудной клетки и может иметь долгосрочные последствия для повреждения конечных органов и воспаления18,25,28. Кроме того, метаболический ацидоз и ошеломленный миокард может привести к постоянной гипотонии, особенно в первые 1 ч после ROSC. Это можно лечить путем введения жидкости (20-30 мл/кгВТ) и непрерывного инфузии норадреналина. Чрезмерный ацидоз также можно лечить с 8,4% натрия бикарбонат раствор с максимумом 4 мл/кгBW.

Этот экспериментальный протокол обеспечивает стандартизированную среду для исследования реанимации, в котором аспекты гемодинамического воздействия конкретных лекарственных препаратов, влияние режимов вентиляции на скорость ROSC, повреждение конечных органов и постреанимационные реакции могут быть проанализированы и оценены при различных обстоятельствах. Это поможет дальнейшее научное понимание патофизиологических механизмов, лежащих в основе фибрилляции желудочков и может привести к более эффективным вариантам лечения.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Устройство LUCAS-2 было безоговорочно предоставлено Stryker/Physio-Control, Редмонд, Вашингтон, США для экспериментальных исследовательских целей. Ни один автор не сообщает о каких-либо конфликтах интересов.

Acknowledgments

Авторы хотят поблагодарить Дагмара Дирвонскиса за отличную техническую поддержку.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml Fresenius, Kabi Deutschland GmbH potassium chloride
Arterenol 1mg/ml 25 ml Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH norepinephrine
Atracurium Hikma 50mg/5ml Hikma Pharma GmbH, Martinsried atracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain syringe
BD Luer Connecta Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden 3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain canula
CorPatch Easy Electrodes CorPuls, Kaufering, Germany defibrillator electrodes
Corpuls 3 Corpuls, Kaufering, Germany defibrillator
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland hemodynamic monitor
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA ventilator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml Janssen-Cilag GmbH, Neuss fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3 Rüsch endotracheal tube introducer
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Deutschland GmbH perfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/ml Hameln Pharmaceuticals GmbH ketamine
laryngoscope Rüsch laryngoscope
logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang Smith- Medical Deutschland GmbH central venous catheter
LUCAS-2 Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA chest compression device
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA periphereal oxygen saturation
Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber Ocean optics Largo, FL USA ultrafast pO2-measurements
Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9 Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland oleic acid
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany perfusorsyringe
Osypka pace, 110 cm Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany Pacing/fibrillation catheter
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA PAC
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA introducer sheath
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany syringe pump
Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks) Fresenius, Kabi Deutschland GmbH propofol
Radifocus Introducer II, 5-8 Fr Terumo Corporation Tokio, Japan introducer sheath
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia endotracheal tube
Seldinger Nadel mit Fixierflügel Smith- Medical Deutschland GmbH seldinger canula
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA ultrasound
Stainless Macintosh Größe 4 Welsch Allyn69604 blade for laryngoscope
Stresnil 40mg/ml Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health azaperone
Vasofix Safety 22G-16G B.Braun Melsungen AG, Germany venous catheter
Voltcraft Model 8202 Voltcraft, Hirschau, Germany oscilloscope/function generator

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Grasner, J. T., et al. EuReCa ONE-27 Nations, ONE Europe, ONE Registry: A prospective one month analysis of out-of-hospital cardiac arrest outcomes in 27 countries in Europe. Resuscitation. 105, 188-195 (2016).
  2. Raffee, L. A., et al. Incidence, Characteristics, and Survival Trend of Cardiopulmonary Resuscitation Following In-hospital Compared to Out-of-hospital Cardiac Arrest in Northern Jordan. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21, (7), 436-441 (2017).
  3. Brooks, S. C., et al. Part 6: Alternative Techniques and Ancillary Devices for Cardiopulmonary Resuscitation: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S436-S443 (2015).
  4. Callaway, C. W., et al. Part 4: Advanced Life Support: 2015 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations. Circulation. 132, (16 Suppl 1), S84-S145 (2015).
  5. Sandroni, C., Nolan, J. ERC 2010 guidelines for adult and pediatric resuscitation: summary of major changes. Minerva Anestesiology. 77, (2), 220-226 (2011).
  6. Tanaka, H., et al. Modifiable Factors Associated With Survival After Out-of-Hospital Cardiac Arrest in the Pan-Asian Resuscitation Outcomes Study. Annals of Emergency Medicine. (2017).
  7. Kleinman, M. E., et al. Part 5: Adult Basic Life Support and Cardiopulmonary Resuscitation Quality: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S414-S435 (2015).
  8. Link, M. S., et al. Part 7: Adult Advanced Cardiovascular Life Support: 2015 American Heart Association Guidelines Update for Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care. Circulation. 132, (18 Suppl 2), S444-S464 (2015).
  9. Olasveengen, T. M., et al. 2017 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations Summary. Circulation. 136, (23), e424-e440 (2017).
  10. Rubulotta, F., Rubulotta, G. Cardiopulmonary resuscitation and ethics. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 25, (4), 265-269 (2013).
  11. McInnes, A. D., et al. The first quantitative report of ventilation rate during in-hospital resuscitation of older children and adolescents. Resuscitation. 82, (8), 1025-1029 (2011).
  12. Maertens, V. L., et al. Patients with cardiac arrest are ventilated two times faster than guidelines recommend: an observational prehospital study using tracheal pressure measurement. Resuscitation. 84, (7), 921-926 (2013).
  13. Ziebart, A., et al. Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
  14. Kamuf, J., et al. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. Journal of Visualized Experiments. (140), (2018).
  15. Weiner, M. M., Geldard, P., Mittnacht, A. J. Ultrasound-guided vascular access: a comprehensive review. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesiology. 27, (2), 345-360 (2013).
  16. Mayer, J., Suttner, S. Cardiac output derived from arterial pressure waveform. Current Opinions in Anaesthesiology. 22, (6), 804-808 (2009).
  17. Hartmann, E. K., et al. Ventilation/perfusion ratios measured by multiple inert gas elimination during experimental cardiopulmonary resuscitation. Acta Anaesthesiologica Scandanivica. 58, (8), 1032-1039 (2014).
  18. Ruemmler, R., et al. Ultra-low tidal volume ventilation-A novel and effective ventilation strategy during experimental cardiopulmonary resuscitation. Resuscitation. 132, 56-62 (2018).
  19. Wani, T. M., et al. Upper airway in infants-a computed tomography-based analysis. Paediatric Anaesthesia. 27, (5), 501-505 (2017).
  20. Tuna Katircibasi, M., et al. Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients. Acta Cardiol Sin. 34, (5), 394-398 (2018).
  21. Hartmann, E. K., et al. Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model. Intensive Care Medicine. 39, (7), 1313-1317 (2013).
  22. Hartmann, E. K., et al. An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury. Acta Anaesthesiol Scand. 57, (3), 334-341 (2013).
  23. Ziebart, A., et al. Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs. Respiratory Research. 15, 101 (2014).
  24. Tan, D., et al. Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model. Journal of Clinical Monitoring and Computing. (2019).
  25. Kill, C., et al. Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model. Critical Care Medicine. 42, (2), e89-e95 (2014).
  26. Speer, T., et al. Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function. Advances in Therapy. 34, (10), 2333-2344 (2017).
  27. Kill, C., et al. Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model. PLoS ONE. 10, (5), e0127759 (2015).
  28. Newell, C., Grier, S., Soar, J. Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation. Critical Care. 22, (1), 190 (2018).
Стандартизированная модель фибрилляции желудочков и расширенной сердечной жизнеобеспечения у свиней
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).More

Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J. Vis. Exp. (155), e60707, doi:10.3791/60707 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter