Präklinische Kardiale Elektrophysiologie Bewertung durch Dual Voltage und Calcium Optical Mapping of Human Organotypic Cardiac Slices
Summary
Dieses Protokoll beschreibt das Verfahren zum Schneiden und Kultivieren menschlicher Herzscheiben für präklinische Arzneimitteltests und beschreibt die Verwendung von optischen Kartierungen zur gleichzeitigen Aufzeichnung von Transmembranspannung und intrazellulären Calciumsignalen aus diesen Scheiben.
Abstract
Humane Herzscheibenpräparate wurden vor kurzem als Plattform für Studien zur menschlichen Physiologie und Therapietests entwickelt, um die Lücke zwischen tier- und klinischen Studien zu überbrücken. Zahlreiche Tier- und Zellmodelle wurden verwendet, um die Wirkung von Medikamenten zu untersuchen, aber diese Reaktionen unterscheiden sich oft beim Menschen. Menschliche Herzscheiben bieten einen Vorteil für Arzneimitteltests, da sie direkt von lebensfähigen menschlichen Herzen abgeleitet sind. Neben der Erhaltung multizellulärer Strukturen, Zell-Zell-Kopplung und extrazellulärer Matrixumgebungen können menschliche Herzgewebescheiben verwendet werden, um die Wirkung unzähliger Medikamente auf die menschliche Herzphysiologie bei Erwachsenen direkt zu testen. Was dieses Modell von anderen Herzpräparaten wie ganzen Herzen oder Keilen unterscheidet, ist, dass Scheiben längerfristig kulturgemäß kultiviert werden können. Als solche, Herzscheiben ermöglichen die Untersuchung der akuten sowie chronischen Auswirkungen von Medikamenten. Darüber hinaus macht die Fähigkeit, mehrere hundert bis tausend Scheiben von einem einzigen Herzen zu sammeln, dies zu einem Hochdurchsatzmodell, um mehrere Medikamente in unterschiedlichen Konzentrationen und Kombinationen mit anderen Medikamenten gleichzeitig zu testen. Scheiben können aus jeder Region des Herzens zubereitet werden. In diesem Protokoll beschreiben wir die Herstellung von linksventrikulären Scheiben, indem wir Gewebewürfel von der linksventrikulären freien Wand isolieren und sie mit einem hochpräzisen vibrierenden Mikrotom in Scheiben schneiden. Diese Scheiben können dann entweder akuten Experimenten unterzogen werden, um die elektrische Ausgangsfunktion zu messen, oder für chronische Arzneimittelstudien kultiviert werden. Dieses Protokoll beschreibt auch die doppelte optische Kartierung von Herzscheiben für gleichzeitige Aufnahmen von Transmembranpotentialen und intrazellulärer Kalziumdynamik, um die Auswirkungen der untersuchten Medikamente zu bestimmen.
Introduction
Tiermodelle sind ein wertvolles Werkzeug zum Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen der menschlichen Physiologie und Pathophysiologie, sowie eine Plattform für Vortests von Therapien zur Behandlung verschiedener Krankheiten1. Auf der Grundlage dieser Tierstudien wurden große Fortschritte auf dem Gebiet der biomedizinischen Forschung erzielt2. Es bestehen jedoch erhebliche Unterschiede zwischen menschlichen und tierischen Physiologien, einschließlich Mäusen, Ratten, Meerschweinchen, Kaninchen, Schafen, Schweinen und Hunden3,4. Infolgedessen gab es zahlreiche Arzneimittel-, Gen- und Zelltherapien, die während der Tierversuche vielversprechend waren, aber den Ergebnissen in klinischen Studien nicht gerecht wurden5. Um diese Lücke zu überbrücken, wurden isolierte Herzmyozyten und vom Menschen induzierte pluripotente Stammzellen (iPSCs) als Modelle entwickelt, um die Reaktion der menschlichen Physiologie auf verschiedene Medikamente und Krankheiten zu testen6. Stammzell-abgeleitete Kardiomyozyten sind weit verbreitet in Organ-on-a-Chip-Systemen als Ersatz des Herzens6,7,8verwendet worden. Die Nützlichkeit von iPSC-abgeleiteten Kardiomyozyten (iPSC-CMs) wird jedoch durch ihren relativ unreifen Phänotyp und die mangelnde Repräsentation der Kardiomyozyten-Subpopulation behindert; Das reife Myokard ist eine komplexe Struktur, die aus mehreren koexistierenden Zelltypen wie Fibroblasten, Neuronen, Makrophagen und Endothelzellen besteht. Auf der anderen Seite sind isolierte menschliche Kardiomyozyten elektrisch ausgereift, und verschiedene Kardiomyozytensubpopulationen können durch Änderung der Kultivierungsparameter erhalten werden9. Dennoch weisen diese Myozyten in der Regel veränderte Wirkungspotentialmorphologien auf, da es an Zell-Zell-Kopplung, schneller Entdifferenzierung und dem Auftreten proarrhythmischen Verhaltens in vitro10,11fehlt. Einige der Einschränkungen wurden durch 3D-Zellkulturmodelle von iPSC-CMs und Herzmyozyten behoben. Diese Modelle, zu denen Sphäroide, Hydrogelgerüste, gekapselte 3D-Kulturen, technische Herzgewebe (EHTs) und Herz-auf-ein-Chip-Systeme gehören, verwenden mehrere Herzzellpopulationen wie Kardiomyozyten, Fibroblasten und Endothelzellen. Sie bauen sich entweder selbst zusammen oder montieren sich entlang eines Gerüstes zu 3D-Strukturen, und einige reproduzieren sogar die komplexe anisotrope Natur des Myokards. Diese Modelle haben Berichten zufolge Zellen von reifen Phänotypen, kontraktilen Eigenschaften und molekularen Profilen ähnlich wie Herzgewebe. Das Heart-on-a-Chip-System ermöglicht auch die Untersuchung systemischer Wirkungen in Medikamententests und Krankheitsmodellen. In vitro zellbasierten Modellen fehlt jedoch die native extrazelluläre Matrix und kann daher die Elektrophysiologie auf Organebene nicht genau imitieren. Menschliche Herzscheiben hingegen haben eine intakte extrazelluläre Matrix und native Zell-zu-Zell-Kontakte, was sie für eine genauere Untersuchung arrhythmogener Eigenschaften des menschlichen Myokards nützlich macht.
Forscher haben menschliche kardiale organotypische Scheiben als physiologische präklinische Plattform für akute und chronische Arzneimitteltests entwickelt und zur Untersuchung der Herzelektrophysiologie und der Herzkrankheitsprogression12,13,14,15,16,17,18,19. Im Vergleich zu iPSC-abgeleiteten Kardiomyozyten replizieren menschliche Herzscheiben die erwachsene menschliche Herzelektrophysiologie mit einem reifen Kardiomyozyten-Phänotyp getreuer. Im Vergleich zu isolierten menschlichen Kardiomyozyten weisen Herzscheiben aufgrund der gut erhaltenen Zell-Zell-Kopplung und der intrinsischen Existenz ihrer nativen intra- und extrazellulären Umgebungen physiologische Wirkungspotenziale auf.
Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Erzeugung menschlicher Herzscheiben aus ganzen Spenderherzen, die Durchführung akuter (d. h. stundenlanger) und chronischer (d. h. tagelanger) Studien zur Erprobung der Kardialelektrophysiologie-Parameter mittels optischer Kartierung. Während dieses Protokoll nur die Verwendung des linksventrikulären Gewebes (LV) beschreibt, wurde es erfolgreich auf andere Regionen des Herzens sowie andere Arten wie Mäuse, Ratten, Meerschweinchen und Schweine14,20,21,22angewendet. Unser Labor verwendet ganze menschliche Spenderherzen, die in den letzten 5 Jahren für eine Transplantation abgelehnt wurden, aber es ist möglich, dass dieselben Verfahren an allen Spenderherzprobengeweben durchgeführt werden, die auf alternative Weise gewonnen werden (z. B. linksventrikuläre Hilfsmittel [LVAD]-Implantationen, Biopsien, Myektomien), solange das Gewebe in Würfel geschnitten werden kann. Optisches Mapping wird in dieser Studie aufgrund seiner Fähigkeit verwendet, optische Aktionspotentiale und Kalziumtransienten mit hoher räumlicher (100 x 100 Pixel) und zeitlicher Auflösung (>1.000 Frames/s) gleichzeitig abzubilden. Alternative Methoden können auch verwendet werden, wie Multielektroden-Arrays (MEAs) oder Mikroelektroden, aber diese Techniken sind durch ihre relativ geringen räumlichen Auflösungen begrenzt. Darüber hinaus wurden MEAs für die Verwendung mit Zellkulturen entwickelt, und scharfe Mikroelektroden sind einfacher für die Verwendung mit ganzen Herzen oder großen Gewebekeilen zu verwalten.
Ziel des Artikels ist es, mehr Forschern die Verwendung menschlicher Herzgewebe für die Kardialelektrophysiologie zu ermöglichen. Es sollte beachtet werden, dass die in diesem Artikel beschriebene Technologie relativ einfach und vorteilhaft für Kurzzeitstudien ist (in der Größenordnung von mehreren Stunden bis Tagen). Mehr physiologische biomimetische Kultur für längerfristige Studien (in der Größenordnung von Wochen) wurde diskutiert und beschrieben durch eine Reihe von anderen Studien12,18,23. Elektrische Stimulation, mechanische Belastung und Gewebedehnung sind vorteilhafte Konditionierungsmechanismen, die helfen können, den Beginn der In-vitro-Gewebe-Remodellierung12,18,23zu begrenzen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Hier stellen wir Schritt-für-Schritt-Methoden vor, um lebensfähige Herzscheiben aus kardioplegisch verhafteten menschlichen Herzen zu erhalten und die Scheiben funktionell mit Hilfe der doppelten optischen Kartierung von Transmembranpotenzial und intrazellulärem Kalzium zu charakterisieren. Mit einer erhaltenen extrazellulären Umgebung und nativer Zell-Zell-Kopplung können menschliche Herzscheiben als genaues Modell des menschlichen Herzens für grundlegende wissenschaftliche Entdeckungen und für Wirksamkeits- und …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Finanzierung durch die NIH (Grants R21 EB023106, R44 HL139248 und R01 HL126802), durch die Leducq Foundation (Projekt RHYTHM) und ein American Heart Association Postdoctoral Fellowship (19POST34370122) werden dankbar gewürdigt.
Materials
| 1mL BD Syringe | Thomas Scientific | 309597 | |
| 2,3-butanedione monoxime | Sigma-Aldrich | B0753 | |
| 6 well culture plates | Corning | 3516 | |
| Biosafety cabinet | ThermoFisher Scientific | 1377 | |
| Blebbistatin | Cayman | 13186 | |
| Bubble Trap | Radnoti | 130149 | |
| Calcium chloride | Sigma-Aldrich | C1016 | |
| Corning Cell Strainers | Fisher Scientific | 07-201-432 | |
| Di-4-ANEPPS | Biotium | stock solution at 1.25 mg/mL in DMSO | |
| DMSO | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| Dumont #3c Forceps | Fine Science Tools | 11231-20 | |
| Emission dichroic mirror | Chroma | T630LPXR-UF1 | |
| Emission filter (RH237) | Chroma | ET690/50m | |
| Emission Filter (Rhod2AM) | Chroma | ET590/33m | |
| Excitation dichroic mirror | Chroma | T550LPXR-UF1 | |
| Excitation Filter | Chroma | ET500/40x | |
| Falcon 50mL Conical Centrifuge Tubes | Fisher Scientific | 14-959-49A | |
| Glucose | Sigma-Aldrich | G8270 | |
| Heat exchanger | Radnoti | 158821 | |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375 | |
| Incubator | ThermoFisher Scientific | 50145502 | |
| Insulin Transferrin Selenium (ITS) | Sigma-Aldrich | I3146 | |
| LED excitation light source | Prizmatix | UHP-Mic-LED-520 | |
| Magnessium chloride hexahydrate | Sigma-Aldrich | M9272 | |
| Medium 199 | ThermoFisher Scientific | 11150059 | |
| Micam Ultima L type CMOS camera | Scimedia | N/A | |
| Minutien Pins | Fine Science Tools | 26002-10 | |
| Pennicillin-Streptomycin | Sigma-Aldrich | P4333 | |
| Peristaltic Pump | Cole Parmer | EW-07522-20 | |
| Platinum pacing wire | Alfa Aesar | 43275 | |
| Pluronic F127 | ThermoFisher Scientific | P6867 | nonionic, surfactant polyol |
| Potassium chloride | Sigma-Aldrich | P3911 | |
| Powerlab data acquisition and stimulator | AD Instruments | Powerlab 4/26 | |
| RH237 | Biotium | 61018 | |
| Rhod2AM | ThermoFisher Scientific | R1245MP | |
| Rhod-2AM | Invitrogen, Carlsbad, CA | ||
| Sodium bicarbonate | Sigma-Aldrich | S6014 | |
| Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S9625 | |
| Sterilizer, dry bead | Sigma-Aldrich | Z378550 | |
| Stone Oxygen Diffuser | Waterwood | B00O0NUVM0 | |
| TissueSeal – Histoacryl Topical Skin Adhesive | gobiomed | AESCULAP | |
| UltraPure Low Melting Point Agarose | Thermo Fisher Scientific | 16520100 | |
| Ultrasound sonicator | Branson 1800 | ||
| Vibratome | Campden Instruments | 7000 smz |
References
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