Summary
Le but du protocole est de fournir une méthode pour produire des lésions neuronales non invasives dans le cerveau. La méthode utilise l’échographie focalisée guidée par résonance magnétique (MRgFUS) pour ouvrir la barrière hémato-encéphalique d’une manière transitoire et focale, afin de fournir une neurotoxine circulante au parenchyme cérébral.
Abstract
L’intervention chirurgicale peut être très efficace pour traiter certains types de maladies neurologiques médicalement insolubles. Cette approche est particulièrement utile pour les troubles dans lesquels les circuits neuronaux identifiables jouent un rôle clé, tels que l’épilepsie et les troubles du mouvement. Les modalités chirurgicales actuellement disponibles, bien qu’efficaces, impliquent généralement une intervention chirurgicale invasive, qui peut entraîner des blessures chirurgicales aux tissus non ciblés. Par conséquent, il serait utile d’élargir la gamme des approches chirurgicales pour inclure une technique à la fois non invasive et neurotoxique.
Ici, une méthode est présentée pour produire des lésions neuronales focales dans le cerveau d’une manière non invasive. Cette approche utilise des ultrasons focalisés de faible intensité ainsi que des microbulles intraveineuses pour ouvrir de façon transitoire et focale la barrière hémato-encéphalique (BBB). La période d’ouverture transitoire de BBB est alors exploitée pour fournir focalement une neurotoxine systémiquement administrée à une zone ciblée de cerveau. L’acide quinolinique neurotoxine (QA) est normalement imperméable à la BBB, et est bien toléré lorsqu’il est administré intrapéritoneally ou par voie intraveineuse. Cependant, lorsque l’aq gagne un accès direct aux tissus cérébraux, il est toxique pour les neurones. Cette méthode a été utilisée chez les rats et les souris pour cibler des régions spécifiques du cerveau. Immédiatement après MRgFUS, l’ouverture réussie du BBB est confirmée à l’aide d’une imagerie t1 améliorée par contraste. Après la procédure, l’imagerie T2 montre des blessures limitées à la zone ciblée du cerveau et la perte de neurones dans la zone ciblée peut être confirmée post-mortem en utilisant des techniques histologiques. Notamment, les animaux injectés avec la solution saline plutôt que l’aq démontrent l’ouverture de la BBB, mais point ne présentent pas de blessure ou de perte neuronale. Cette méthode, appelée chirurgie guidée non invasive intracérébrale précise (PING) pourrait fournir une approche non invasive pour traiter les troubles neurologiques associés aux perturbations dans les circuits neuronaux.
Introduction
Le but de cette méthode est de fournir un moyen de produire des lésions neuronales non invasives dans une région ciblée du cerveau. La raison d’être du développement d’une telle approche est de déconnecter les circuits neuronaux contribuant aux troubles neurologiques. Par exemple, la chirurgie peut être très efficace dans le traitement de certains troubles neurologiques médicalement insolubles, tels que l’épilepsie pharmacorésistante (DRE)1. Cependant, chacune des modalités chirurgicales disponibles possèdent des limitations en termes de production de dommages collatéraux indésirables au cerveau. La chirurgie résécrétive traditionnelle peut être très invasive avec le risque de saignement, d’infection, de caillots sanguins, d’accident vasculaire cérébral, de convulsions, d’enflure du cerveau et de lésions nerveuses2. Les alternatives à la chirurgie résécrétive qui sont mini-invasives ou non-invasives incluent la thérapie thermique interstitielle au laser et la radiochirurgie, qui se sont également avérées efficaces dans la suppression des saisies dans DRE. Plus récemment, les lésions thermiques produites par l’ultrason focalisé de haute intensité (HIFU) se sont montrées prometteuses en réduisant des saisies. HIFU est non invasif; cependant, sa fenêtre de traitement est actuellement limitée à des zones plus centrales du cerveau en raison du risque de lésion thermique aux tissus non ciblés situés à proximité du crâne. Malgré ces limitations, les avantages de la chirurgie l’emportent souvent sur les risques potentiels. Par exemple, bien que la chirurgie pour DRE peut produire des dommages collatéraux de cerveau, ses effets salutaires dans la suppression des saisies et l’amélioration de la qualité de vie l’emportent généralement sur les risques chirurgicaux.
La méthode décrite ici, Precise Intracerebral Non-invasive Guided surgery (PING), a été développée dans le but de déconnecter les circuits neuronaux, tout en limitant les dommages collatéraux du cerveau. La méthode utilise une échographie focalisée de faible intensité combinée à l’injection intraveineuse de microbulles pour ouvrir le BBB, afin de délivrer une neurotoxine. Cette approche ne produit pas de lésions thermiques au cerveau3,,4,,5,6,7, et la période d’ouverture BBB peut être exploitée pour fournir des composés imperméables BBB au parenchyme cérébral. L’ouverture du BBB est transitoire et peut être produite de manière ciblée à l’aide de conseils d’imagerie par résonance magnétique. Dans nos études, la période d’ouverture BBB a été utilisé pour fournir une neurotoxine circulante à une zone ciblée du parenchyme cérébral chez les rats et les souris8,9. L’acide quinolinique est une neurotoxine qui est bien tolérée lorsqu’elle est administrée par voie intraveineuse10, intraartérialement10, ou intrapéritoneally8,9,11. L’absence de toxicité de l’AQ est due à sa faible perméabilité BBB, qui a été signalé à être négligeable10. En revanche, l’injection directe de QA dans le parenchyme cérébral produit des lésions neuronales qui épargnent les axones voisins12,13. Ainsi, lorsque l’AQ circulant gagne l’accès au parenchyme cérébral dans la zone ciblée de l’ouverture BBB, la mort neuronale est produite8,9. La méthode actuelle produit ainsi une perte neuronale focale d’une manière précisément ciblée et non invasive.
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Protocol
Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le Comité des soins et de l’utilisation des animaux de l’Université de Virginie.
1. Préparation des réactifs
- Le jour de la chirurgie, préparer 6,0 mL d’acide quinolinique injectable (QA). Dissoudre 450 mg d’AQ dans 4,0 mL de 1,0 N NaOH. Ajouter 0,6 mL de 10x PBS, pH à 7,4, et porter à un volume final de 6,0 mL avec dH2O. Filtrer à travers 0,22 μm filtre à seringues. La solution est stable pendant 2 semaines à 4 °C.
- Préparer une dispersion aqueuse de microbulles dans la solution saline normale par sonication de sonde à partir de gaz décafluorobutane et stabiliser avec la coquille monocouche de stéarate DSPC/PEG12.
- Taille microbulles par flottaison à la gravité normale. Déterminer la concentration et la taille des microbulles par électrozone à l’aide du compteur Multisizer III. La concentration et la distribution de la taille des microbulles doivent être respectivement de 6 x10 8/mL et d’environ 2 μm (diamètre moyen des particules). Les plus grandes bulles sont enlevées par exclusion/séparation de flottaison.
- Sinon, achetez des microbulles disponibles dans le commerce.
2. Préparation des animaux
- Acclimater l’animal (rat ou souris) pendant 3 jours après l’accouchement. Les expériences décrites ici ont utilisé des rats Sprague-Dawley (5–6 semaines) ou des rats stérotopia structuraux internes télencéphaliques (colonie locale).
- Loger les animaux sous une lumière de 12 heures : cycle sombre de 12 heures.
- Enregistrez le poids des animaux. Cette information est importante tout au long de la procédure.
- Obtenez des images MR pondérées en T2 la veille de la procédure FUS afin d’établir des images de base préopératoires. Utilisez les paramètres suivants pour l’imagerie T2 : temps de répétition/temps d’écho [TR/TE] =3 000/138 millisecondes, 3 moyennes, champ de vision=29 x 45 mm2, taille de la matrice = 125 x 192, épaisseur des tranches = 0,23 mm.
- Anesthésier l’animal avec de l’isoflurane (induction de 4%, 2% d’entretien). Confirmer une profondeur adéquate de l’anesthésie à l’aide d’une pincée d’orteil. Appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux.
- Raser le cuir chevelu de l’animal et enlever les cheveux restants avec de la crème dépilatoire.
- Utilisez un cathéter de veine de queue pour l’infusion de microbulles, d’agent de contraste et d’aq. Les cathéters se composent d’une longueur de tube PE10 équipé d’une aiguille de 30 G x 1/2 pouce. Laissez une seringue de 1 mL avec la solution saline héparinisée en ligne, à enlever et à réattacher lorsque la ligne est utilisée pour les perfusions.
3. Procédures d’IRM et de PING
- Effectuer l’IRM sur une unité MR de 7 T avec une résistance au gradient de 600 mT/m/ms (figure 1 et figure 2). Effectuer des acquisitions d’IRM à l’aide d’une bobine de surface incorporée dans le système FUS.
REMARQUE : Le système FUS utilisé pour les expériences comprend trois parties : (i) le système de sonication est un réseau annulaire pré-focalisé compatible avec le MR, transducteur de 1,5 MHz (rayon sphérique = 20 mm ± 2 mm, diamètre actif = 25 mm (f-nombre = 0,8), avec une efficacité électrique-acoustique de 80 %, qui est relié à un générateur de réseau et à un système d’alimentation électrique; ii) une étape de positionnement motorisé compatible MR pour déplacer le transducteur dans la direction antérieure-postérieure et la direction médio-latérale; iii) un poste de travail Thermoguide pour contrôler la livraison de la sonication, y compris la mise au point électronique par la modulation de phase pour ajuster la profondeur focale (figure 2). - Placez l’animal anesthésié sur l’ensemble de traîneau à bobines (figure 1) du système FUS compatible MR en position couchée. Immobiliser l’animal à l’aide de la barre d’incisive et des barres d’oreille incorporées dans le berceau du traîneau.
- Appliquer du gel acoustique sur le cuir chevelu mouillé à l’eau; s’assurer qu’il n’y a pas de bulles, placer la barrière membranaire de la partie circulatoire de l’eau de l’assemblage du transducteur au-dessus du crâne de l’animal, et abaisser l’assemblage du transducteur autant que possible dans une orientation planaire parallèle par rapport à la plaque du crâne. Placez fermement le diaphragme du transducteur contre le cuir chevelu rasé de l’animal directement sur la plaque du crâne.
- Attachez un capteur pneumatique au corps avec du ruban adhésif chirurgical, pour surveiller la respiration. Placez le capteur pneumatique sur la cage thoracique inférieure gauche.
- Déplacer l’ensemble du bras FUS avec la bobine, le traîneau et l’animal dans l’unité d’IRM 7T (figure 1).
- Exécuter une séquence t2-scout pour déterminer la position physique générale de l’assemblage du transducteur par rapport à la tête de l’animal, et faire des ajustements mécaniques si nécessaire (Figure 2). Les paramètres de l’imagerie T2 sont : temps de répétition/temps d’écho [TR/TE] = 3 000/138 millisecondes, 3 moyennes, champ de vision = 29 x 45 mm2, taille de la matrice = 125 x 192, épaisseur des tranches = 0,23 mm. La thermométrie n’est généralement pas utilisée dans ce protocole.
- Obtenez des images T2 pour affiner le positionnement du transducteur. Précisément, définissez l’emplacement du transducteur et spécifiez le point focal(s) de sonication à l’aide de la fonction de ciblage du logiciel. Les paramètres de l’imagerie T2 sont : temps de répétition/temps d’écho [TR/TE] = 3 000/138 millisecondes, 3 moyennes, champ de vision = 29 x 45 mm2, taille de la matrice = 125 x 192, épaisseur des tranches = 0,23 mm.
- Juste avant la sonication, injectez 300 μL/kg de microbulles14 via la veine de la queue.
- Utilisez un transducteur de 1,5 MHz pour produire des sonications (paquet d’ondes de 30 ms, cycle de service de 3 %, fréquence de répétition de 1 Hz, durée/sonication de 240 s.
- Immédiatement après la sonication, injectez l’agent de contraste de gadodiamide par l’intermédiaire de la veine de queue, puis effectuez des balayages de contraste t1-weighted pour confirmer l’ouverture du BBB et la précision du ciblage. Les paramètres de l’imagerie pondérée en T1 : TR/TE = 900/12 millisecondes, 2 moyennes, champ de vision = 24 x 30 mm2, taille de la matrice = 208 x 256, épaisseur des tranches = 0,7 mm. En règle générale, une seule analyse T1 est effectuée.
- Retirez le bras FUS et le traîneau de l’IRM, et placez l’animal sur un coussin chauffant réglé à 40 °C, tout en maintenant 2% d’anesthésie isoflurane.
- À partir de 30 min après la sonication, utilisez une pompe à seringues pour infuser l’aq (solution de stock de 75 mg/mL) via la veine de la queue pendant 1 h à un taux de 16,8 μL/min pour obtenir une dose finale de 225 mg/kg (q.s. à 1,0 mL saline).
- Lorsque l’infusion est terminée, interrompre l’anesthésie, en gardant l’animal sur un coussin chauffant jusqu’à l’alerte. Placez l’animal dans une cage et effectuez des contrôles de routine pour son activité toutes les 15 minutes, pendant plusieurs heures après la procédure.
- Renvoyez l’animal au vivarium et vérifiez tous les 6 h pour le premier jour pour la détresse ou l’activité irrégulière.
- Un jour après la sonication, effectuez l’imagerie MR pondérée T2 pour évaluer les dommages dans le domaine de la sonication. Les paramètres de l’imagerie T2 : temps de répétition/temps d’écho [TR/TE] = 3 000/138 millisecondes, 3 moyennes, champ de vision = 29 x 45 mm2, taille de la matrice = 125 x 192, épaisseur des tranches = 0,23 mm. Les images sont évaluées pour les zones d’hyperintensité afin d’identifier les lésions tissulaires possibles/œdème.
4. Analyse post-mortem de la perte neuronale
- Prévoyez une période de survie post-sonication de 4 à 5 jours pour évaluer la perte neuronale avec l’histocherie fluoro-jade.
- Anesthésiez profondément l’animal avec de l’isoflurane et euthanasiez par perfusion intracardique avec un tampon de phosphate de 0,1 M (pH 7,4), suivi de 4 % de paraformaldéhyde dans le tampon de phosphate.
- Retirez le cerveau du crâne et post-fixez pendant 2 jours dans 4% de paraformaldéhyde.
- Plongez le cerveau dans 30% de saccharose pour la cryoprotection, et coupez des sections à une épaisseur de 20 à 30 μm avec un cryostat.
- Monter les sections cryostat sur des toboggans gélatineux et sécher à l’air pendant la nuit.
- Réhydrater les lames dans l’eau distillée, puis se déshydrater dans des éthanols classés ascendants. Après déshydratation, réhydrater les lames dans les éthanols classés descendants.
- Transférer les lames vers une solution de permanganate de potassium à 0,06 % pendant 15 min sur un shaker orbital.
- Rincer les lames pendant 1 min dans de l’eau distillée et transférer vers une solution de 0,001% de fluoro-jade B dans 0,1% d’acide acétique. Incuber sous une douce agitation pendant 30 min à température ambiante. Rincer les lames trois fois pendant 1 min dans de l’eau distillée.
- Sécher les diapositives sur un chauffe-diapositives, équilibrer en xylènes pendant 3 min, et couvre-le à l’aide de supports de montage DPX.
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Representative Results
Cette section décrit l’effet de PING sur les neurones situés dans une dysplasie néocorticale. Les dysplasies tissulaires sont une caractéristique commune dans le cerveau des patients atteints d’épilepsie pharmacorésistante, et l’ablation chirurgicale des dysplasies convulsive-géniques peut fournir un excellent contrôle des crises15. Définir l’effet de PING sur le tissu cérébral dysplasique est donc une priorité importante. Un modèle de rat de la dysplasie corticale génétique, le rat tish, a été choisi pour étudier cette question parce que le cerveau tish présente des tissus dysplasiques (hétérotopie bande subcorticale) situé en dessous d’un néocortex normalement positionné (Figure 3)16. La dysplasie et le néocortex qui en assuage contiennent des neurones fonctionnels et présentent une connectivité néocorticale caractéristique17,18.
PING ciblant l’hétérotopia du cerveau de rat tish était efficace dans la production de perte neuronale focale des neurones dysplasiques (Figure 3). Les images pondérées en T2 prises un jour après le PING présentent des zones d’hyperintensité, compatibles avec les lésions tissulaires dans les zones ciblées de sonication. La coloration post-mortem utilisant Fluoro-Jade après une période de survie post-PING de 5 jours a démontré des neurones dégénérants dans les secteurs de l’hyperintensité de T2, corroborant la capacité de PING pour produire la perte neuronale dans le tissu néocortical dysplastique ciblé.
Figure 1 : Traîneau compatible avec résonance magnétique (MR) et aimant MR 7T. Les principales caractéristiques du traîneau utilisé pour positionner l’animal dans l’aimant MR et pour fournir la sonication sont représentées (A). L’assemblage de traîneau est inséré dans l’aimant MR 7T (B). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Salle de contrôle pour l’imagerie par résonance magnétique (MR) et l’échographie ciblée guidée par la MR (FUS). La salle de contrôle comprend deux stations principales. La station où l’enquêteur est assis est la zone de planification pour cibler FUS (A). La deuxième station est la zone de contrôle du système d’IRM (B). La fenêtre renforcée par le cuivre derrière la station d’IRM regarde dans la pièce abritant l’aimant 7T. Le moniteur de la station FUS affiche le logiciel contrôlant les guidages et les paramètres de sonication (C). Cet exemple montre une sonication ciblant le striatum superposé sur une image MR pondérée T2 (D). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : PING produit la perte neuronale dans le néocortex dysplasique du cerveau de rat de tish. Les images mr pondérées en T2 (A,B) ont été obtenues un jour après PING. Le néocortex [N], l’hétérotopie [H], et les ventricules latéraux [LV] sont étiquetés aux fins d’orientation (A). Des zones d’hyperintensité [flèches blanches et jaunes], indicatives de lésions tissulaires, peuvent être observées dans les zones ciblées de l’hétérotopie des deux côtés du cerveau (B). Coloration post-mortem avec Fluoro-Jade(C–F). Des cellules vertes brillantes représentant des neurones dégénérants sont observées dans les régions correspondant aux zones d’hyperintensité sur les côtés gauche(C,E; flèches blanches) et à droite(D,F; flèches jaunes) du cerveau. Barres d’échelle : C,D = 1 mm; E,F = 0,5 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
La méthode PING est conçue pour produire des lésions neuronales non invasives et ciblées. La méthode dérive d’une base forte et croissante de la recherche dans le domaine de l’échographie ciblée3,4,5,6,7. La capacité de fournir un accès focal à des zones spécifiques du parenchyme cérébral par l’ouverture transitoire de la BBB a créé une avenue pour fournir une grande variété d’agents qui normalement n’auraient pas accès au cerveau. Cette opportunité est largement avancée pour la livraison centrale d’agents thérapeutiques qui possèdent une mauvaise perméabilité BBB. La méthode PING tire parti de la même opportunité d’une manière différente en livrant une neurotoxine, dans le but ultime de détruire les circuits qui contribuent au dysfonctionnement neurologique. Circuits neuronaux aberrants représente une cible efficace pour l’intervention chirurgicale pour atténuer l’impact de certains troubles neurologiques2,15. L’objectif à long terme de la méthode PING est d’augmenter les approches actuellement disponibles pour déconnecter les circuits contribuant au dysfonctionnement neuronal.
La conception d’une étude approfondie utilisant la méthode PING intégrerait plusieurs groupes témoins. Ces groupes comprendraient : a) un groupe non traité [Pas de FUS/No QA]; b) un groupe contrôlant les effets directs du FUS [FUS/No QA]; c) un groupe évaluant les effets directs de la neurotoxine systémique en l’absence de FUS [No FUS/QA]. Les résultats de ces groupes seraient comparés au groupe ping primaire [FUS/QA].
La méthode PING nécessite des compétences de base pour la manipulation des petits animaux. Ceux-ci incluent l’induction et l’entretien de l’anesthésie, le placement d’une ligne veineuse de queue, l’administration intraveineuse de plusieurs agents dans le cadre d’une unité d’IRM, la perfusion intraveineuse d’un médicament, et les soins aux animaux pendant les périodes opératoires et postopératoires. Il exige également la capacité d’effectuer la perfusion intracardique, la section de tissu, la coloration histochimique, et les analyses microscopiques. La formation et l’approbation institutionnelles d’un comité de soins et d’utilisation des animaux, ou organisme équivalent, sont nécessaires pour plusieurs des étapes du protocole.
Le protocole initial pour la procédure PING utilisé l’injection intrapéritonéale répétitive de QA sur plusieurs jours8,9. Cette approche est toujours viable et efficace. Toutefois, le protocole actuel a modifié l’itinéraire et le taux d’administration de l’aq. En particulier, qa a été administré par voie intraveineuse pendant une période de post-sonication de 1 h de perfusion. Encore une fois, l’un ou l’autre protocole d’administration est efficace. La période de survie de 4 à 5 jours utilisée dans le protocole actuel a été adoptée pour optimiser l’utilisation de la méthode Fluoro-Jade pour détecter les neurones dégénérateurs. Si des périodes de survie plus longues sont nécessaires, d’autres méthodes de coloration des tissus seraient indiquées. L’une de ces approches consisterait à utiliser un anticorps spécifique aux neurones (p. ex., anti-NeuN), pour démontrer immunohistoriquement où les neurones survivants sont restés après une période de survie post-sonication plus longue. Une variété de résultats, en plus des analyses structurelles actuelles, serait également utile. Par exemple, les évaluations post-PING des résultats électrophysiologiques et comportementaux feraient progresser de façon significative la caractérisation de l’impact de la méthode PING.
Une complication potentielle des procédures fus est que les températures pourraient être élevées dans le voisinage du crâne, en particulier en ciblant les zones corticales situées près du crâne. Cette complication limite actuellement la gamme de sites (enveloppe de traitement) susceptible de lésion thermique utilisant fus de haute intensité (HIFU). Dans le contexte de PING, les augmentations thermiques près du crâne peuvent également représenter une limitation de la technique. Cependant, la faible intensité de sonication utilisée avec PING réduit le risque de lésion thermique, et devrait élargir l’enveloppe de traitement par rapport à HIFU.
La méthode PING possède plusieurs fonctionnalités qui sont à la fois à forte intensité d’infrastructure et de formation intensive. L’équipement FUS compatible avec l’IRM et une installation d’IRM équipée pour la recherche sur les animaux sont nécessaires. Il s’agit d’un investissement de premier plan considérable, afin de fournir l’infrastructure de recherche nécessaire. Cependant, il est encourageant de noter que le nombre de sites équipés de la technologie FUS augmente rapidement pour la recherche et les efforts cliniques. Ainsi, à mesure que le nombre de sites disponibles pour effectuer de tels travaux augmentera, les possibilités d’enquête sur place et/ou en collaboration augmenteront. En termes de formation, tout chercheur cherchant à entreprendre des études fus bénéficierait d’une formation d’un groupe de recherche expérimenté dans l’expérimentation fus. Par exemple, le logiciel de ciblage MRgFUS, bien que relativement simple, est plus facile à acquérir lorsqu’il est conseillé par un enquêteur expérimenté.
Des modalités chirurgicales multiples et alternatives existent pour l’enlèvement des circuits neuronaux perturbés. Il s’agit notamment de la chirurgie réséctive, l’ablation au laser stéréotaxique, la radiochirurgie, l’échographie focalisée de haute intensité, et le traitement par radiofréquence. Chacune de ces approches est efficace et peut avoir une valeur thérapeutique considérable pour certains troubles médicalement insolubles. Toutefois, ces modalités chirurgicales ont une ou plusieurs limites spécifiques : a) la procédure invasive, b) l’impact pannecrotique sur les tissus cibles, c) les dommages aux tissus adjacents non ciblés (p. ex., les axones de passage) et d) le retard dans l’obtention de résultats efficaces. Les avantages significatifs de la méthode PING sont qu’elle : a) est non invasive, b) n’est pas pannecrotique, c) limite les effets sur les tissus adjacents non ciblés et d) devrait fournir des résultats rapides.
Il existe plusieurs orientations futures possibles pour la méthode PING, y compris les applications précliniques et cliniques. En ce qui concerne l’expérimentation animale, la méthode fournit un moyen de produire des lésions neuronales focales dans les modèles précliniques de la maladie neurologique. Par exemple, nous avons récemment utilisé cette approche pour tester l’effet de PING dans un modèle de rongeur de l’épilepsie limbique19. Le traitement avec PING a réduit la fréquence des saisies chroniques et spontanées dans un modèle de pilocarpine de l’épilepsie limbique. Cette étude a fourni la première preuve préclinique de concept pour l’utilité de PING dans le traitement d’un trouble neurologique.
L’acide quinolinique a été choisi pour la procédure PING pour deux raisons principales. Tout d’abord, la littérature existante11 indique que les lésions du corps des cellules neuronales peuvent être produites tout en épargnant d’autres tissus non ciblés, tels que les axones de passage. Deuxièmement, bien que l’aq soit un neurotoxique lorsqu’il est livré directement au cerveau, il est bien toléré lorsqu’il est administré systématiquement en raison de sa perméabilité limitée par le BBB. Les autres toxines qui sont bien tolérées périphériquement, comme le glutamate monosodique (MSG), pourraient être considérées comme des alternatives pour l’AQ. Un avantage clé de MSG serait qu’il existe une littérature substantielle concernant l’utilisation de ce composé par les humains. Un objectif important pour la recherche future sera de définir la spécificité des blessures produites par qa ou d’autres neurotoxines administrées systémiquement en termes de spécificité potentielle de type cellulaire. Une autre application préclinique potentielle pour cette approche générale serait d’administrer un composé toléré périphériquement qui est toxique pour d’autres types de cellules dans le parenchyme cérébral, tels que les cellules gliales. Par exemple, l’injection périphérique d’une toxine qui affecte les oligodendroglia pourrait permettre la démyélinisation focale dans une zone de matière blanche. Cela permettrait une démyélinisation ciblée d’une partie d’une voie ciblée. De plus, l’approche pourrait permettre d’être évaluée à la démyélinisation en série d’un même site, qui est une caractéristique de la sclérose en plaques récurrente- rémission.
En ce qui concerne les applications futures possibles de PING chez l’homme, les désordres neurologiques dans lesquels les circuits neuronaux perturbés sont une cible pourraient être susceptibles de traitement avec PING. Basé sur nos résultats précliniques initiaux19, l’épilepsie pharmacorésistante (DRE) est un exemple prometteur d’un désordre qui pourrait bénéficier de PING. Le traitement chirurgical de l’ERD peut être très bénéfique, mais reste l’un des traitements les plus sous-utilisés qui est réellement efficace pour un trouble neurologique majeur. Un avantage de PING dans ce paramètre est que le volume de la zone cible peut être conforme et agrandi en utilisant des sonications en série à plusieurs sites. Cela permettrait un ciblage plus précis des cibles de forme irrégulière et de taille irrégulière dans le parenchyme cérébral. Le processus translationnel de PING impliquerait nécessairement des tests pour la sécurité de l’administration systémique de l’AQ chez les primates non humains, et finalement chez l’homme. Les métabolites de kynurenine sont généralement effacés du sang par les reins et éliminés par miction20,21; toutefois, le sort de l’aq injecté n’a pas été évalué dans ce modèle. Néanmoins, il est important de noter dans ce contexte que des niveaux élevés d’AQ administrés de façon systémique sont bien tolérés chez les rongeurs. Fait important, l’utilisation de PING n’exclurait pas le traitement de la norme de soins. Si les traitements simples ou multiples de PING s’avéraient inefficaces dans un patient donné, alors d’autres procédures, telles que la chirurgie résécrétive ou ablative, resteraient des options viables. Il est également important de reconnaître que l’environnement clinique dans lequel ping émergerait est idéalement prêt pour la traduction et la mise en œuvre22,23,24,25,26. Les modalités d’imagerie structurelle et fonctionnelle sont rapidement de plus en plus affinées, ce qui permettra de mieux identifier les cibles appropriées pour des interventions précises. En outre, il n’est pas nécessaire de concevoir, de construire ou d’approuver un nouveau dispositif médical pour PING. Le FUS guidé par MR et à haute intensité est déjà une modalité établie et approuvée pour de multiples indications, y compris les applications neurologiques. Et, comme mentionné précédemment, ces dernières années ont été témoins d’une prolifération de sites où fus est déjà en usage clinique. Ensemble, ces avantages suggèrent un cours prometteur de développement pour PING pour de multiples applications.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à révéler.
Acknowledgments
Les auteurs reconnaissent René Jack Roy pour son excellent soutien technique dans le domaine de l’IRM. Ces travaux ont été soutenus par les National Institutes of Health (R01 NS102194 à KSL et R01 CA217953-01 à MW), le Chester Fund (KSL), et la Focused Ultrasound Foundation (KSL et JW).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 7T-ClinScan MRI System | Bruker Biospin, Ettinglen, Germany | MR Image Acquisition | |
| Acoustic Gel | Litho CLEAR | 11-601 | High Viscosity Accoustic Transmission Gel |
| DPX Mounting Medium | Electron Microscopy Sciences | 13512 | Resin Based Cover Glass Mountant |
| Fluoro-Jade B | EDM Millipore | AG310 | High Affinity Stain For Degenerating Neurons |
| Fluovac anesthetic adsorber | Harvard Apparatus | 34-0388 | Organic Anaesthesia Scavenger |
| FUS System | Image Guided Therapy, Pessac, France | LabFUS | MR Compatible Small Animal Focused Ultrasound System |
| Gadodiamide | GE Healthcare AS, Oslo, Norway | Omniscan | MR Contrast Agent |
| Heparin | SAGENT | NDC2502140010 | Anti-Coagulant |
| Hypodermic needle 30G x 1/2 | Becton-Dickinson | 26027 | Tail Vein Catheterization |
| Insulin syringe 28G1/2 (1ml) | EXEL | 26027 | Administration of Injectables to Tail Vein Catheter |
| Isofluorane atomizer | SurgiVet | VCT302 | Anaesthesia Administration |
| Isoflurane | Henry Schein | NDC1169567762 | Anaesthesia |
| KMnO4 | Sigma | 223468 | Reagent Used in Fluoro-Jade B Staining |
| Microbubbles | Produced internally: A. Klibanov | 305106 | Blood Brain Barrier Disrupting Agent |
| Microbubbles (commercial source) | Lantheus Medical Imaging, North Billerica, MA | Definity microbubbles | Blood Brain Barrier Disrupting Agent |
| Monitoring & Gating System | Small Animal Instruments | Model 1030 | Respiration Monitoring |
| Multisizer 3 Coulter counter | Beckman-Coulter, Hialeah, FL | Multisizer 3 | Used to Determine Average Size of Microbubbles |
| Optixcare EYE LUBE | CLC MEDICA, Ontario, Canada | 11611 | Corneal Protectant-Eye Lube |
| PE10 tubing | Becton-Dickinson | 427401 | Tail Vein Catheter Component |
| Quinolinic Acid | Santa Cruz Biotechnology, Dallas, TX | CAS 89-00-9 | Neurotoxin |
| Sprague-Dawley Rats | Taconic Biosciences | SD-M | Rat Model |
| Syringe Pump | Carnegie Medicin | CMA 100 | Controlled Delivery of Quinolinic Acid |
| Thermoguide Software | Image Guided Therapy, Pessac, France | Thermoguide | Drives Lab FUS System |
| Tish Rats | In-house colony | Rat Model | |
| Veet depilatory cream | Reckitt Benckiser | Removal of Scalp Hair |
References
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