Summary
Grote diermodellen spelen een essentiële rol in het preklinisch transplantatieonderzoek. Vanwege de gelijkenis met de klinische setup, het varkensmodel van orthotopische nier auto-transplantatie beschreven in dit artikel biedt een uitstekende in vivo setting voor het testen van orgaan behoud technieken en therapeutische interventies.
Abstract
In het huidige tijdperk van orgaantransplantatie met een kritiek orgaantekort worden verschillende strategieën gebruikt om de pool van beschikbare allografts voor niertransplantatie (KT) uit te breiden. Hoewel het gebruik van allografts van donoren met uitgebreide criteria (ECD) het tekort aan orgaandonoren gedeeltelijk zou kunnen verlichten, dragen ECD-organen een potentieel hoger risico op inferieure resultaten en postoperatieve complicaties. Dynamische technieken voor orgaanbehoud, modulatie van ischemie-reperfusie en conserveringsletsel, en allograft therapieën staan in de schijnwerpers van wetenschappelijk belang in een poging om het gebruik van allograft en de resultaten van de patiënt in KT te verbeteren.
Preklinische dierproeven spelen een essentiële rol in translationeel onderzoek, met name in de ontwikkeling van medische hulpmiddelen en geneesmiddelen. Het grote voordeel van het orthotopische autotransplantatiemodel van de varkenscine ten opzichte van ex vivo of kleine dierstudies ligt in de chirurgisch-anatomische en fysiologische gelijkenissen met de klinische instelling. Dit maakt het onderzoek van nieuwe therapeutische methoden en technieken mogelijk en zorgt voor een gefaciliteerde klinische vertaling van de bevindingen. Dit protocol biedt een uitgebreide en probleemgerichte beschrijving van het orthotopische niertransplantatiemodel van de varkensnier, met een bewaartijd van 24 uur en telemetriemonitoring. De combinatie van geavanceerde chirurgische technieken met sterk gestandaardiseerde en state-of-the-art methoden van anesthesie, dierenverblijven, perioperatieve follow-up, en monitoring zorgen voor de reproduceerbaarheid en het succes van dit model.
Introduction
Sinds de eerste succesvolle menselijke niertransplantatie tussen eeneiige tweelingen in 1954, uitgevoerd door de baanbrekende groep van de Nobelprijswinnaar chirurg Joseph Murray1, niertransplantatie (KT) is geëvolueerd als de steunpilaar van de behandeling voor patiënten met een eindstadium nierziekte (ESRD)2. KT toont superieure klinische resultaten op lange termijn en kwaliteit van leven in vergelijking met dialyse2. Korte en lange termijn overlevingskansen na KT voortdurend verbeterd, als gevolg van de vooruitgang in chirurgische technieken, orgaanbehoud, immunosuppressieve therapie, en kritische zorg, vandaar KT werd op grote schaal beschikbaar op een wereldwijde schaal2,3,4.
Door het nijpende orgaantekort is er een voortdurend toenemende kloof tussen vraag en aanbod van allograft3,5,6. In 2018 wachtten ongeveer 12.031 patiënten op KT in Duitsland, maar slechts minder dan 20% (2.291 patiënten) kon een donornier krijgen vanwege het extreme tekort aan organen voortransplantatie 7. Helaas is niet alleen het absolute aantal orgaandonoren, maar ook de algemene kwaliteit van de voor transplantatie aangeboden allografts in de afgelopen decennia gedaald op8,9. Een toenemende tendens werd waargenomen in het aantal voorbeschadigde of "marginale" nieraltografts die moesten worden aanvaard voor transplantatie10. Het gebruik van ECD-allografts kan de wachttijd en de morbiditeit en mortaliteit van de wachtlijst verminderen, het wordt echter geassocieerd met een verhoogde incidentie van entgerelateerde complicaties zoals primaire graft non-function (PNF) en/of vertraagde graftfunctie (DGF)8,9,10. Verder onderzoek is essentieel om het gebruik van allograft te optimaliseren, de donorpool uit te breiden en marginale allografts te beschermen en te reconditioneren, wat uiteindelijk de patiëntresultaten3,6kan verbeteren .
Vanwege het hulpbronnenintensieve en complexe karakter van grote diertransplantatiemodellen wordt een groot aantal studies uitgevoerd met kleine dieren of in ex vivo-instellingen11,12,13,14,15. Hoewel deze modellen belangrijke wetenschappelijke gegevens kunnen opleveren, is de vertaling van deze bevindingen naar de klinische setting vaak beperkt. Het varkensmodel van orthotopische nierautotransplantatie is een goed ingeburgerd en reproduceerbaar model dat het mogelijk maakt om nieuwe innovatieve behandelingsbenaderingen te testen in een klinisch relevante in vivo-omgeving, met mogelijk langere follow-upperioden en overvloedige mogelijkheden voor repetitieve monsterverzameling16,17. Afgezien van het voordeel van de vergelijkbare grootte, die het mogelijk maakt relatief directe vertaling in de klinische omgeving (met name voor de ontwikkeling van medische hulpmiddelen en dosering van geneesmiddelen), de chirurgisch-anatomische en fysiologische gelijkenissen in termen van ischemie-reperfusie letsel (IRI) respons en nierschade, ondersteunen het gebruik van dit model in translationeel onderzoek17,18,19. Dit model biedt ook een uitstekende opleidingsmogelijkheid om jonge transplantatiechirurgen voor te bereiden op de technische uitdagingen van klinische orgaantransplantatie20.
Er zijn ook meerdere verschillen ten opzichte van de menselijke instelling en verschillende technische wijzigingen van het model zijn te vinden in de literatuur16,17,19,20,21. Dit artikel beschrijft uitgebreid technische details, valkuilen, en aanbevelingen die kunnen helpen om het model van varkens orthotopische nier auto-transplantatie vast te stellen. De beschreven telemetrie- en videobewakingsmethode en onze speciaal ontworpen huisvestingsfaciliteit maken een close-up ernstbeoordeling en klinische observatie van de dieren mogelijk. Het gebruik van een percutane urinekatheter en aangewezen varkensjassen bieden de mogelijkheid van een gedetailleerde beoordeling van de nierfunctie zonder het gebruik van metabole kooien. Deze technische aanpassingen worden omschreven als mogelijke oplossingen om te voldoen aan de moderne uitdagingen van het 3R-principe (vervanging, reductie en verfijning) en het verbeteren van dierproeven met behulp van grote diermodellen22.
Protocol
De huidige studie is ontworpen volgens de principes van de ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments) richtlijnen23. De experimenten werden uitgevoerd overeenkomstig de institutionele richtlijnen en de Duitse federale wet betreffende de bescherming van dieren. Het volledige ethische voorstel werd goedgekeurd door de verantwoordelijke autoriteiten (Government Animal Care and Use Committee, LANUV NRW - "Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen", Recklinghausen, Duitsland, Protocol ID: 81-02.04.2018.A051). Alle dieren in deze studie kregen humane zorg volgens de beginselen van de "Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren" (8e editie, NIH-publicatie, 2011, VS) en de Richtlijn 2010/63/EU betreffende de bescherming van dieren die voor wetenschappelijke doeleinden worden gebruikt (Publicatieblad van de Europese Unie, 2010). Vrouwelijke Duitse landvarkens werden verkregen uit een hygiënisch geoptimaliseerde barrièrefokinstallatie (Heinrichs GbR, Heinsberg, Nordrhein-Westfalen). Figuur 1 toont de samenvatting van het beschreven experimentele protocol.
1. Dieren en huisvesting
- Gebruik vrouwelijke Duitse landvarkens (of vergelijkbaar) voor dit protocol. Lever de dieren 14 dagen voor de eerste operatie (telemetrieimplantatie) naar de onderzoeksfaciliteit voor acclimatisatie en huisvest ze in een temperatuur- en vochtigheidsgestuurde barrièreomgeving met een licht- en donkere cyclus van 12 uur (figuur 2).
- Monteer twee telemetrieontvangers op het plafond van de ruimte, zodat de geregistreerde gegevens rechtstreeks kunnen worden overgebracht naar een pc in de observatieruimte. Zorg ervoor dat de dieren visueel worden waargenomen tijdens de regelmatige bezoeken van de dierenartsen en door de verantwoordelijke dierenverzorger (elke 8 uur en on-demand).
OPMERKING: Bovendien werd in dit experiment gebruik gemaakt van een real-time camerabeeld met geïntegreerde warmtebeeldvorming die is aangesloten op het lokale netwerk. Details van de huisvestingsfaciliteit die in deze studie wordt gebruikt, zijn afgebeeld in figuur 2.
2. Basistechnieken en gemeenschappelijke procedures
- Snel de dieren 's nachts voor de operatie.
- Voorbedachte prik door een eerste intramusculaire injectie van azaperon (4 mg/kg) en atropine (0,1 mg/kg), gevolgd door een injectie van ketamine (15 mg/kg) 10 min later.
- Na premedicatie weegt u het dier en brengt u het rechtstreeks van de woonvoorziening naar de centrale OR-faciliteit voor anesthesie.
- Cannulate een van de grote ooraders met behulp van een 18 G perifere veneuze katheter. Controleer het dier door middel van een standaard ECG en pulsoxymetrie.
- Start de anesthesie met propofol (3 mg/kg).
- Leg de stemband bloot met een laryngoscoop en steek een 7,5 mm endotracheale buis in. De manchet is geblokkeerd met lucht volgens de aanbevelingen van de fabrikant.
- Plaats een oro-maagafvoerbuis om vocht en lucht uit de maag te verwijderen.
- Steek een urinekatheter in via de plasbuis.
- Vervolgens trim de huid in het gebied van de chirurgische incisie.
- Breng oogzalf aan om het drogen van het hoornvlies tijdens de operatie te voorkomen.
- Na orotrachealintubatie moet anesthesie met isoflurane (eindafloop 1.45-2.0 Vol.%) en fentanyl (3 -7,5 μg/kg/h) behouden.
- Zorg voor een actieve intraoperatieve temperatuurregeling van het dier door middel van een verwarmingskussen en het gebruik van opgewarmde lucht. Plaats een rectale sonde om de lichaamstemperatuur te controleren (doeltemperatuur 36,5 ° C - 37,5 °C).
- Toedienen van antibiotica profylaxe met cefuroxime (35 mg/kg i.v.). Infuus Ringer oplossing bij 4 mL/kg/h en verhogen tot 8 mL/kg/h na huidincisie. Toleer een profylactische dosis pantoprazol (40 mg i.v.) over de toegang tot de oorader.
- Voer alle chirurgische ingrepen uit onder steriele omstandigheden volgens de algemene principes van chirurgische asepsis en antisepsis. Desinfecteer het chirurgische veld met povidone-jodiumoplossing en bedek met chirurgische gordijnen.
3. Telemetrieimplantatie
- Bereid het dier voor op een operatie volgens de stappen beschreven in punt 2 van het protocol en bevestig de juiste anesthesie door een afnemende hartslag en een gebrek aan bewuste beweging van het dier.
- Verzamel bloed- en urinemonsters om de individuele basiswaarden van het basislab te bepalen.
- Markeer de incisiesites met een permanente markering.
- Om de arteriële sensor van de telemetrietransponder te implanteren, voert u een incisie van 3-4 cm in de lies uit. Bloot en ontleden de slagader in een 360 ° mode.
- Met behulp van een Overholt klem trek door twee-vat lussen onder de slagader en zet ze met muggenklemmen.
- Na het maken van een arteriotomie met behulp van #11 blad scalpel, steek de arteriële sensor. Sluit de arteriotomie met behulp van 5-0 polypropyleen hechting met enkele knoop hechtingen en zet de arteriële sensor met behulp van een van deze hechtingen.
- Maak een 3-4 cm grote incisie op de linkerflank van het dier en maak een onderhuids zakje voor de transponder door stompe dissectie.
- Tunnel de telemetrie transponder naar de flank en bevestig het aan de spier fascia (3-0 polypropyleen, enkele knoop). Tunnel de rode en witte ECG-elektroden naar de rechter- en linkerkant van de thorax. Maak twee insnijdingen van 1 cm en bevestig de elektroden in het spierweefsel om een goed ECG-signaal te garanderen met enkele knoophechtingen (3-0 polyglactine).
- Begin met de registratie van telemetriegegevens en controleer de verschillende signalen (bijvoorbeeld lichaamstemperatuur geregistreerd door het transponderlichaam zelf, arteriële bloeddruk en ECG-signalen).
- Sluit de incisies in de lies, op de linkerflank en de twee kleine thoracal incisies met behulp van spier- en onderhuidse hechtingen (3-0 polyglactine) en sluit de huid met behulp van een niet-absorberende monofilamenthectuur (bijvoorbeeld 2-0 Prolene).
- Gebruik een spuitfolie dressing om de incisie sites te verzegelen.
- Op dit moment bereidt het dier voor op het dragen van een aangewezen varkensjas die het dier draagt voor de rest van de studieperiode. Vervang jassen door een schone jas na elke chirurgische ingreep.
OPMERKING: Om stabiele basislijngegevens vast te leggen, worden telemetrietransponders 14 dagen voor de indexoperatie geïmplanteerd (linker nefrectomie, zie ook Discussie).
4. Nephrectomie en niertransplantatie ophalen
- Bereid het dier voor op een graftrewinningsoperatie volgens de in punt 2 beschreven procedures.
- Na de inductie van anesthesie kanniculeert u de externe halsader. Na de steriele desinfectie van het chirurgische veld wordt aan de rechterkant een incisie van 4 cm gemaakt in de halsslagader.
- Ontleed onderhuids weefsel en spieren om de externe halsader bloot te stellen.
- Bloot en ontleden de ader in een 360 ° mode.
- Met behulp van een Overholt klem trek door twee-vat lussen onder de ader en zet ze met muggenklemmen.
- Tunnel de halskatheter naar de achterkant van het dier. Positioneer hiervoor het varken aan de linkerkant. Gebruik de Seldinger-methode om de halskatheter in te brengen.
- Sluit de opening op de ader en bevestig de katheter met behulp van 5-0 polypropyleen hechting.
- Sluit de incisie in twee lagen (bijvoorbeeld 3-0 polyglactine voor de spier en onderhuids en 2-0 polypropyleen voor de huid).
- Zet de katheter op de huid met meerdere hechtingen (2-0 polypropyleen).
- Test de halsaderkatheter op vrije aspiratie en injectie. Schakel vervolgens de intraveneuze lijn van de oorader canule naar de centrale veneuze lijn.
- Na chirurgische desinfectie en draperen voert u een mediane laparotomie uit om de buik te openen (25-30 cm). Gebruik een standaard buikrolorator om het chirurgische veld bloot te leggen.
- Gebruik natte en warme buikhanddoeken om de dikke darm en de dunne darm te bedekken. Vraag de tweede assistent om de darm te houden aan de richting van de rechter hemi-buik bloot de nier en de vasculaire structuren.
- Open de peritoneale laag en ontleed de linkernier en de ureter van elk aanhangend weefsel met behulp van de monopolaire cautery, bipolaire tangen en fijne schaar.
- Ligate en verdeel de linker ureter (3-0 polyglactine) waardoor een ten minste 10 tot 12 cm lang segment.
- Voltooi de dissectie van de linker nierader(en) en slagader aan hun oorsprong van inferieure vena cava en aorta, respectievelijk.
OPMERKING: Vermijd letsel en opening van de grote lymfevaten in dit anatomische gebied. Wees je ook bewust van een mogelijke verwonding aan de azygo-lumbale ader die zich aansluit bij de nierader in de buurt van de oorsprong van de vena cava. - Ontleden en ligate de azygo-lumbale ader tussen twee ligaturen (3-0 polyglactine).
- Bereid je voor op de back-table dissectie met behulp van een kom ijs en een steriele dekking.
- Om de graftnier op te halen, klemt u de nierslagader en de nierader dicht bij de aorta en de vena cava met vasculaire klemmen. Verwijder de niertransplantatie door het snijden van de vaten met een schaar dicht bij de klemmen dan overhandigt de nier aan de back-table team.
- Sluit de stomp van de nierslagader met behulp van een 5-0 polypropyleen hechting. Sluit de nierader met behulp van een tweelaagse continue hechting met 5-0 polypropyleen. Verwijder de vasculaire klemmen.
- Na het controleren van het gebied voor bloeden of lymfelekkage, sluit de buik in 4 lagen.
OPMERKING: Peritoneum: 3-0 polyglactine lopende hechting; fascia: 0 polyglactine lopende hechting; onderhuidse laag: 3-0 polyglactine lopende hechting; huid: huidnieters na nierherwinning chirurgie, om het heropenen van de buik de volgende dag en 2-0 polypropyleen enkele knoop hechtingen na de transplantatie procedure voor definitieve sluiting te vergemakkelijken. - Na het aanbrengen van steriele wondverband brengt u het dier terug naar de stal en laat u herstellen na endotracheale extubatie. Voor postoperatieve analgesie, gebruik buprenorfine (0,05 - 0,1 mg/kg) intramusculair om de 8 uur tot auto-transplantatie.
5. Achtertafel- en orgelbehoud
- Na het ophalen van de graft, onmiddellijk cannulate de nierslagader met behulp van een standaard 14 G (oranje) perifere katheter en bevestig het met behulp van een tourniquet bereid van 3-0 polyglactine.
- Spoel de nier af met een oplossing voor het bewaren van koude organen.
- Na het spoelen met 500 mL orgaanbehoudoplossing, verwijder de arteriële canule, wikkel de niertransplantatie in steriele orgaanzakken en bewaar in orgaanconserveringsoplossing met een doelverkoudheidstijd (CIT) van 24 uur bij 4 °C met behulp van een computergestuurd koelcircuit.
LET OP: Een korte spoeling na het behoud wordt aanbevolen met behulp van 500 mL van 4 °C normale zoutoplossing.
6. Contralaterale nefrectomie en orthotopische niertransplantatie
- Pas tijdens de werking van de ontvanger premedicatie en initiële anesthesie aan het beperkte niermetabolisme aan en vermijd het gebruik van ketamine. Inductie wordt uitgevoerd met propofol (3-5 mg/kg i.v.), midazolam (0,25 mg/kg i.v.), en atropine (0,1 mg/kg i.m.). Daarna is het preoperatieve preparaat identiek aan de in punt 2 beschreven procedures.
- Houd anesthesie met isoflurane (eind expiratoans 1,45-2,0 Vol.%) en fentanyl (3 - 7,5 μg/kg/h) en propofol (2 - 4 mg/kg/h).
- Controleer en controleer continu ECG, pulsoximetrie, rectale temperatuur en de functie van de telemetrietransponder.
OPMERKING: Strikte anesthesie en bloeddrukcontrole is van cruciaal belang tijdens de implantatieprocedure. - In zeldzame gevallen waarin het arteriële bloeddruksignaal dat over de telemetrietransponder wordt geregistreerd, niet bevredigend is vanwege de supinepositie van het dier, plaatst u een verdere slagaderveekatheter in de rechter dijbeenslagader met behulp van percutane punctie en de Seldinger-techniek.
- Na steriele draperen, heropenen van de mediane laparotomie en bloot het chirurgische veld met behulp van de buikrolor. De dikke darm en dunne darm zijn geplaatst aan de linkerkant van de buik om de intacte rechter nier bloot te stellen.
- Net als bij de donorprocedure ontleden ze de contra-laterale nier en zijn bloedvaten uit het omliggende weefsel. Ontleden de juiste nierader en nierslagader in de richting van het niergevestum om voldoende vatlengte voor anastomose te garanderen.
- 5 min voor vasculaire klem, injecteer natrium-heparine intraveneus (100 I.U./ kg).
- Klem de juiste nierslagader en de juiste nierader met vasculaire klemmen. De rechternier wordt verwijderd. De vaten worden gecontroleerd op integriteit voordat u met de anastomoses begint.
- Plaats de bewaarde graftnier in de buik en start de veneuze en arteriële anastomoses.
- Vanaf dit punt houdt u de gemiddelde arteriële druk boven 80-90 mm Hg om een goede vroege perfusie van de niertransplantatie na reperfusie te garanderen. Bereik dit gedeeltelijk door adequaat volumebeheer en gedeeltelijk door toediening van noradrenaline (0,1 - 1,0 μg/kg/min als continue infusie met behulp van de gemiddelde arteriële bloeddruk en hartslag voor het monitoren van de efficiëntie).
- Uitvoeren van end-to-end anastomose van de nierader:
- Na het plaatsen van twee hoeksteken met behulp van 5-0 polypropyleen, hecht de achterwand op een continue manier.
- Bind de craniale hoeksteek en bind deze samen met de draad die voor de achterwand wordt gebruikt.
- Na het beëindigen van de achterwand, gebruik maken van de craniale hoek steek om de voorwand hechten in een cranio-caudal richting. Spoel de ader door met een gehepareerde zoutoplossing (100 I.U./mL). Bind de staarthoeksteek vast.
OPMERKING: In het geval van een groottemismatch tussen de donor en de ontvanger kanten, kan een kleine groeifactor worden gebruikt om een brede en voldoende anastomose te garanderen. Er zijn vele mogelijke variaties van de varkens nierader takken. In het geval van complexe veneuze anatomie is een gewijzigde anastomosebenadering noodzakelijk (zie figuur 3).
- Voer de end-to-end anastomose van de nierslagader uit:
- Gebruik een 6-0 polypropyleen craniale hoeksteek om de arteriële anastomose uit te voeren. Het plaatsen van een verdere caudal, ondersteunende hoeksteek die later wordt verwijderd, is optioneel.
- Hecht de achterwand op een continue manier met behulp van de parachute techniek. Na aankomst bij de caudal hoek verwijder de tweede hoek steek (indien van toepassing).
- Hecht de voorwand met de andere kant van de dubbelbewapende 6-0 polypropyleen hechting. Spoel de slagader door met een geheven zoutoplossing (100 I.U./mL). Bind de twee draden in de staarthoek.
- Record de tijd die nodig is voor het uitvoeren van zowel anastomoses met een doel warme ischemie tijd van <40 min.
- Reperfuse de nier door het openen van de veneuze vasculaire klem en vervolgens de arteriële klem. Controleer op significante bloedingen.
- Als er geen significante bloedingen uit de anastomoses wordt waargenomen, pakt u de niertransplantatie uit en giet het warme normale zoutoplossing in de buik die het opnieuw veroorzaakte transplantaat bedekt.
- Herpositioneren van de graft, indien nodig, om homogene reperfusie te garanderen en congestie te voorkomen.
- Toedien papaverine actueel naar de buitenkant van de nierslagader en de arteriële anastomose (5 mL onverdund).
- Na reperfusie, infuus 250 mL van 20% glucose oplossing om osmotische dieresis te induceren, gevolgd door de toediening van een enkele dosis van 80 mg furosemide.
OPMERKING: Hierna kan de initiële urineproductie in acht worden genomen. - Om urinedrainage te garanderen, passeert u een 12 Franse pediatrische urinekatheter door de buikwand van de rechterflank van het dier, retroperitoneally.
- Zet de katheter in de ureter vast met ligaturen (2-0 polyglactine) en blokkeer de katheter met 2 mL zout. Verdere hechtingen worden gebruikt om de ureter aan te passen en vast te zetten aan het buikvlies van de buikwand (2-0 polypropyleen). De katheter is ook bevestigd aan de huid met ten minste twee enkele knoop hechtingen (2-0 polypropyleen).
- Sluit de buikvlieslaag over de nier om dislocatie van de niertransplantatie en knikken van de vasculaire anastomoses (3-0 polyglactine) te voorkomen.
- Sluit de buik in een soortgelijke 4-laags mode zoals eerder beschreven voor de graft retrieval.
- Na buiksluiting, handhaven normothermie op de OK-tafel.
OPMERKING: Gemiddelde arteriële bloeddruk moet worden gehandhaafd meer dan 80 mm Hg totdat het dier wakker is en zich in een gevoelige positie bevindt. - Na buiksluiting, gebruik kleur Doppler echografie om voldoende arteriële en veneuze perfusie van de niertransplantatie(figuur 4)te garanderen. Houd het dier nauwlettend in de gaten totdat het volledig wakker is en spontaan kan lopen en drinken. De dieren krijgen 1 L ringeroplossing tijdens de herstelfase.
- Breng het dier vervolgens terug naar zijn doos in de woonvoorziening.
7. Follow-up, monster en gegevensverzameling
- Zorg voor de dieren water ad libitum zodra ze spontaan kunnen drinken. Zorg voor vast voedsel vanaf postoperatieve dag 1.
- Voor postoperatieve analgesie, dien buprenorfine (0,05 - 0,1 mg/kg) intramusculair elke 8 uur voor 72 uur, geef pantozol (40mg i.v.) eenmaal per dag voor 72 uur. Zorg voor een behandeling met antibiotica (cefuroxime 35 mg/kg i.v. 2x per dag) en tromboseprofylaxe (500 mg acetylsalicylzuur vanaf postoperatieve dag 1) gedurende de gehele observatieperiode tot het einde van het experiment.
OPMERKING: Als er bloedingscomplicaties optreden, wordt aspirine stopgezet. - Registreer continue telemetriegegevens gedurende de observatieperiode. Zorg ervoor dat de dieren ten minste om de 8 uur worden bezocht door de dierenarts en/of door een ervaren dierenarts en dat hun klinische toestand wordt geëvalueerd met behulp van een scoreblad dat wordt gebruikt als basis om het experiment voortijdig te beëindigen indien de klinische toestand van het dier vereist is.
OPMERKING: Deze zogenaamde humane eindpuntcriteria worden gedefinieerd zoals eerder beschreven24. - Voer de dagelijkse monsterverzameling uit met behulp van de centrale veneuze lijn en de percutane urinekatheter. Wissel urinezakken (2.000 mL) 2x per dag.
- Na monsterverzameling of toediening van vloeistoffen of drugs, blokkeer de centrale veneuze katheter met gehepariniseerde zoutoplossing (100 I.U./mL) tussen elk gebruik om occlusie te voorkomen en te bedekken met een nieuwe steriele dop.
- Na de overeenkomstige observatieperiode van 5 tot 7 dagen offert u de dieren in diepe anesthesie na relaparotomie, monsterverzameling en explantatie van het niertransplantaat. Sacrifice wordt uitgevoerd met behulp van een enkele injectie van pentobarbital (50 - 60 mg/kg i.v.).
OPMERKING: In overeenstemming met het 3R-principe mogen de resterende organen en weefsels van de geofferde dieren worden gebruikt voor verschillende ex vivo-onderzoeks- en onderwijsdoeleinden in interne instituten.
Representative Results
Onze groep heeft een aantal jaren ervaring met solide orgaantransplantatie modellen in kleine en grote dieren en gebruikt de varkens orthotopische nier auto-transplantatie model, het verkrijgen van reproduceerbare resultaten in verschillende experimentele instellingen16,25,26,27. Afhankelijk van de experimentele opstelling raden we aan om 3 tot 5 automatische transplantaties uit te voeren als voorlopige experimenten die zorgen voor een voldoende leercurve van het hele experimentele team. In de huidige setting waren 5 transplantaties nodig om een chirurg op te leiden, met 8 jaar eerdere experimentele- en 5 jaar klinische chirurgische ervaring op het gebied van transplantatiechirurgie, bij het uitvoeren van deze experimenten. Dit kan verschillen afhankelijk van de eerdere blootstelling van de chirurg aan deze technieken.
In het kader van dit protocol worden de resultaten van een reeks van 5 porcine orthotopische nierautotransplantatie-experimenten aangetoond. Transponderimplantatie was succesvol bij elk dier met voldoende telemetriesignalen gedurende de observatieperiode (behalve één dier met gedeeltelijke transponderdisfunctie). Het interval van mes op de huid voor de transponderimplantatie was 85 min ± 5 min (Tabel 1). Na het terughalen van graft herstelden alle dieren goed in de woonvoorziening. Mes-op-huid interval voor de retrieval chirurgie was 135 min ± 32 min (met inbegrip van ongeveer 30-45 min voor het inbrengen, tunneling en beveiliging van de halskatheter). De linkernier werd opgeslagen in een koud waterbad met een beoogde koude ischemietijd van 24 uur (24 uur ± 30 min). De volgende dag, na anesthesie inductie en relaparotomie, werd de contralaterale (rechts) nier verwijderd, gevolgd door de orthotopische autotransplantatie van de koud opgeslagen linker niertransplantatie zoals eerder beschreven. Mes-op-huid interval voor de auto-transplantatie chirurgie was 168 min ± 27 min (met inbegrip van de explantatie van de rechter nier). Warme ischemie tijd was 34 min ± 7 min. Elk geïmplanteerd niertransplantaat had een minimale maar directe urineproductie na reperfusie. Na buiksluiting vertoonde de echografie van kleur Doppler in alle gevallen bevredigende arteriële en veneuze perfusie van de nier(figuur 4). Alle dieren herstelden van de anesthesie en tijdens de observatieperiode werden geen significante complicaties waargenomen. Dagelijks werden bloed- en urinemonsters verzameld. Alle varkens waren in goede klinische conditie tijdens de follow-up en werden geofferd na 5 dagen. Serum creatinine en kalium waarden piekte op POD3-4. De pH van het bloed is binnen normale marges gebleven(figuur 5). Urine-output hersteld tot normale waarden over de eerste vier postoperatieve dagen. Het aantal witte bloedcellen werd aan het einde van de follow-upperiode licht verhoogd(figuur 5). Lichaamstemperatuur, gemeten door continue telemetrie monitoring, vertoonde lichte schommelingen over de postoperatieve periode.
Figuur 1: Studie stroomschema en protocol. Gebruikte afkortingen: POD-postoperatieve dag; ECG-elektrocardiografie. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: Dierenstallende faciliteit met real-time en continue telemetriebewaking van maximaal 6 dieren. (A) Schematische blauwdruk van onze faciliteit die geschikt is voor de huisvesting en telemetriebewaking van maximaal 6 dieren. De grootte van de afzonderlijke bedrijfsdozen is bepaald op basis van de richtlijnen van de EU-richtlijn 2010/63 en ETS 123-aanhangsel A. Panels A-E tonen representatieve beelden van de organisatie van onze faciliteit. (B) Dierenruimte voor de huisvesting van 6 dieren. c) Observatieruimte met een pc die wordt gebruikt voor de continue registratie van telemetriegegevens. (D) Real-time video en thermische beelden van de dieren. (E) Individueel bedrijf dat akoestisch en reukcontact van de dieren met hun metgezellen garandeert om sociaal isolement te voorkomen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: Orthotopische nierautotransplantatie en anatomische variaties en reconstructiemogelijkheden. (A,B) De stappen van het orthotopische nierautotransplantatiemodel in het geval van een "standaard" vasculaire anatomie. (C) Variatie 1: terwijl een grotere ader wordt geleverd met de donornier, zijn er twee aderen aan de kant van de ontvanger. Beheer: de kleinere ader wordt gesloten door een ligatuur en de anastomose wordt van eind tot eind tussen de nieraderen uitgevoerd. (D) Variatie 2: terwijl een grotere ader wordt geleverd met de donornier, is er geen geschikt ontvangend vaartuig aan de contralaterale kant (bijvoorbeeld, grootte mismatch). Management: end-to-side anastomose van de nierader aan de inferieure vena cava. (E) Variatie 3: twee aderen van vergelijkbare grootte aan beide zijden. Management: reconstructie door twee veneuze anastomoses. (F) Variatie 4: terwijl twee aderen van vergelijkbare grootte worden geleverd met de donornier, is er geen geschikt ontvangstvat aan de contralaterale kant. Management: end-to-side anastomose van de nierader aan de inferieure venijn cava in het geval van twee nieraderen. (G) Variatie 5: een donornier wordt geleverd met een ader met een vroege splitsing, terwijl er één grote ader aan de contralaterale kant is. Management: end-to-end anastomose van het korte gemeenschappelijke kanaal van de donor nierader met één grote ader aan de ontvangende kant. (H) Variatie 6: terwijl de donornier wordt geleverd met een enkele nierader met een vroege splitsing, is er geen geschikt ontvangstvat aan de contralaterale kant. Management: end-to-side anastomose van het korte gemeenschappelijke kanaal van de donornavela naar de inferieure vena cava. Dit cijfer toont een handvol van de frequentere variaties en is niet statistisch volledig in termen van alle variaties mogelijk in Duitse landvarkens. Gebruikte afkortingen: KG-niertransplantatie; RK-rechtse nier; IVC-inferieure vena cava; AO-aorta Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 4: Representatieve kleur Doppler echografie beelden, direct na orthotopische nier auto-transplantatie en buiksluiting. (A) Color Doppler echografie wordt direct uitgevoerd na de implantatie van de nier- en buiksluiting, om een goede arteriële en veneuze perfusie van de niertransplantatie te garanderen en om te screenen op mogelijke iatrogene vasculaire knikken. Echografie werd ook dagelijks en on-demand gebruikt, gebaseerd op de klinische prestaties van het dier om te screenen op verschillende problemen. (B-E) Representatieve echografiebeelden van een niertransplantaat na implantatie. Het beeld van de niertransplantatie met en zonder kleur Doppler (B,C) toont een uitstekende arteriële (D) en veneuze perfusie (E). Dit cijfer toont representatieve beelden van hetzelfde dier. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 5: Representatieve laboratoriumbevindingen en telemetriegegevens van het orthotopische nierautotransplantatiemodel met een koude ischemietijd van 24 uur. (A) Serum kaliumwaarden (B) Serum creatinine waarden(C) pH (D) Witte bloedcellen telling (WBC) (E) Urine output. (F)Gemiddelde lichaamstemperatuur die door telemetrische monitoring gedurende de gehele observatieperiode is geregistreerd bij vier opeenvolgende niertransplantatie (geen gegevens van het5e dier als gevolg van gedeeltelijke transponderdisfunctie). Gebruikte afkortingen: POD-postoperatieve dag. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 6: Voorbeelden van mogelijke peri-operatieve complicaties en valkuilen. (A-C) Postoperatieve congestie van de getransplanteerde niertransplantatie op POD3 na orthotopische kindey autotransplantatie. (D) De reden voor de congestie werd geïdentificeerd als katheter knikken als gevolg van een overvaste hechting op het niveau van de huid. Na het aanpassen van de hechting is de congestie bijna volledig opgelost in 24 uur (E) Hier wordt een andere niertransplantatie op POD2 getoond na orthotopische niertransplantatie. Asterix (*) toont een vloeistofverzameling rond de onderpool van de graft (bloederige verzameling versus lymfobetisch). Door onze techniek met sluiting van het buikvlies over de nier zijn deze collecties meestal zelfbeperkend vanwege de voordelige effecten van lokale compressie. Dieren moeten nauwlettend worden gevolgd in termen van de lokale bevinding, tekenen van bloeding of infectie. (F) Gekwalificeerde kleur Doppler echografie dagelijks uitgevoerd (en op aanvraag) in de huisvesting faciliteit heeft, naast het academische gebruik (bijvoorbeeld, documentatie, registratie van arteriële weerstand indexen), een cruciale diagnostische rol bij het herkennen van mogelijke complicaties in de vroege subklinische fase. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
| Experimentele taak/stap | Dagen | Tijd (min) | Chirurg | Dierenarts | Dierenarts technicus | De technicus van het laboratorium | Promovendus | Totale |
| Nr. | ||||||||
| Preopreative care | D-29 tot D-15 | N.a. | 1 | 1 | 1 | 3 | ||
| Telemetrie implantatie chirurgie | D-15 | 85±5 | 1 | 1 | 1 | 1 | 1 | 5 |
| Postoperatieve zorg na telemetrieimplantatie | D-15 naar D-1 | N.a. | 1 | 1 | 1 | 3 | ||
| Graft retrieval chirurgie | D-1 | 135±32 | 1 | 2 | 1 | 2 | 2 | 8 |
| Nier autotransplantatie chirurgie | D 0. | 168 ±27 | 1 | 2 | 1 | 2 | 2 | 8 |
| Postoperatieve zorg na nierautotransplantatie | D 0 tot D5 | N.a. | 2 | 1 | 2 | 5 | ||
| Offer | D 5. | N.a. | 2 | 1 | 1 | 4 |
Tabel 1. Beschrijving van de vereiste personele middelen en tijdschema's voor het uitvoeren van verschillende experimentele stappen van het autotransplantatiemodel van varkensnieren.
Discussion
Het varkensmodel van KT maakt het mogelijk om nieuwe therapeutische benaderingen en medische hulpmiddelen te onderzoeken in een klinisch relevante grote dierinstelling15,17,21. De anatomische, pathofysiologische en chirurgisch-technische overeenkomsten tussen de varkens- en menselijke omgeving kunnen de klinische interpretatie van gegevens en de snelle vertaling van de bevindingen en technieken in klinische tests15,16,17,18,19,21vergemakkelijken .
Het model van orthotopische nierautotransplantatie voldoet niet alleen aan het 3R-principe door het aantal vereiste dieren te verminderen in vergelijking met allotransplantatie, bijvoorbeeld geen afzonderlijk donordier is vereist, maar biedt ook een unieke kans om de effecten van IRI en conserveringsletsel te onderzoeken zonder de verstorende effecten van de immunologische respons en immunosuppressieve geneesmiddelen17,21.
Lichte wijzigingen van het protocol maken het mogelijk om een breed spectrum van klinische situaties te modelleren. Om KT na te bootsen met behulp van donatie na de bloedsomloop dood (DCD) nieren, vasculaire structuren worden geklemd voor 30 tot 60 min in situ voor nier ophalen, terwijl langdurige koude ischemie tijden (24 uur en langer) kan worden toegepast op model uitgebreide behoud letsel16,17,28,29.
Hoewel het KT-model van de varkens chirurgisch minder uitdagend is dan solide orgaantransplantatiemodellen bij kleine dieren (bijvoorbeeld ratten en muizen)26, zijn er meerdere technische aspecten en valkuilen die in gedachten moeten worden gehouden om de resultaten te verbeteren en specifieke complicaties te voorkomen17.
Het niet vermijden van de grote lymfevaten rond de inferieure vena cava en de aorta tijdens het terughalen of implanteren van graft als gevolg van technische fout of anatomische variaties, kan leiden tot een hoge output lymfefistel en postoperatieve buikvloeistofverzameling, infectie en mogelijk technische storing. Lymfevaten moeten volledig worden vermeden tijdens de operatie of worden gesloten met 5-0 of 6-0 polypropyleen hechtingen. Het is verstandig om ook het gebruik van bipolaire of andere stolling apparaat in het geval van lymfelekken te voorkomen. Het leidt meestal tot verslechtering van de situatie. In het geval van een lage output lymfeleksiten, ons team heeft een goede ervaring met de toepassing van fibrin-gebaseerde collageen patches (bijvoorbeeld Tachosil)30,echter, hun hoge kosten beperkt hun toepassing in deze instelling.
In het huidige protocol demonstreren we een transperitoneale aanpak voor nierreinwinning en autotransplantatie. Dit is een groot technisch verschil in vergelijking met de klinische situatie, waar niertransplantaties meestal worden geïmplanteerd in de iliacale fossa met behulp van een extraperitoneale benadering. Hoewel de meeste groepen een transperitoneale en orthotopische benadering in het varkensmodel gebruiken, is heterotopische transplantatie aan de iliacale fossa ook mogelijk bij varkens31. Echter, als gevolg van de relatief lage diameter van de externe iliacale slagader bij varkens van 30-40 kg en de neiging tot vasospasme maakt het soms moeilijk om de end-to-side anastomose van de nierslagader uit te voeren naar de externe iliacale slagader31. Met betrekking tot het feit dat we de linkernier terughalen via een transperitoneale benadering om een volgende autotransplantatie uit te voeren, is het haalbaarder om de implantatie uit te voeren door dezelfde incisie te heropenen en een straigtforward orthotopische benadering te gebruiken, met name dat per protocol is het ook nodig om de inheemse rechternier te verwijderen om ervoor te zorgen dat het dier zal herstellen met slechts één voorbewond kindey. De uitgebreide beschrijving van alle mogelijke technische variaties van het model valt buiten het toepassingsgebied van dit protocol en is door anderen samengevat in uitgebreide reviewartikelen31.
Dislocatie van de getransplanteerde niertransplantatie en de daaruit voortvloeiende knik van de vasculaire anastozeen is een belangrijke bron van falen in het varkens-KT-model, wat snel leidt tot vasculaire occlusie en volledig falen van het experiment, als gevolg van een chirurgische complicatie. Om dit te voorkomen, sluiten we na autotransplantatie de buikvlieslaag over de nier met een lopende hechting met behulp van 3-0 polyglactine. Bovendien wordt de echografie van kleur Doppler direct na de implantatie van de nier- en buiksluiting uitgevoerd, om een goede arteriële en veneuze perfusie van het niertransplantaat te garanderen. Echografie wordt ook dagelijks en on-demand gebruikt, op basis van de klinische prestaties van het dier, om te screenen op nierperfusie, post-nierproblemen (bijvoorbeeld obstructie of knikken van de urinekatheter) en vochtopvang als gevolg van lymfefistel, bloedingen of infectie(figuur 4 en figuur 6).
Aangezien 24 uur koude ischemie vaak leidt tot functionele stoornissen en vertraagde graftfunctie, kunnen de dieren on-demand medische therapie nodig hebben als dit door de dierenarts noodzakelijk wordt geacht. Dit kan infusietherapie omvatten met behulp van 5% glucose en/of Ringer-oplossing toegediend via de centrale veneuze lijn; furosemide bolus injecties (in het geval van oliguria/anurie afhankelijk van de klinische toestand en laboratoriumresultaten, 60-80 mg bolus injecties tot 200 mg/dag), en de orale toediening van natriumpoëerfosesulfonaat (Resonium A) in geval van ernstige hyperkalemia32. Om experimentele vooringenomenheid te voorkomen, moet de dierenarts die verantwoordelijk is voor de veterinaire zorg na de transplantatie van de dieren worden verblind voor de toegepaste behandeling en groepering.
Hoewel de anatomie van de nierslagader vrij eenvoudig is bij Duitse landvarkens met meestal één slagader om te reconstrueren, is er een breed spectrum van anatomische variaties van de nieradertakken die bepaalde chirurgische creativiteit vereisen tijdens de veneuze reconstructie. Vaak sluiten twee (of meer) nieradertakken zich op verschillende niveaus tussen het nier hilum en de inferieure vena cava aan. De meest waargenomen variaties en de mogelijke reconstructieopties17 zijn te zien in figuur 3.
Na de eerste chirurgische ingreep (dag -15, telemetrieimplantatie) krijgen alle dieren een varkensjas die ze gedurende de hele periode van de experimenten dragen. Dit biedt een uitstekende bescherming tegen accidentele verwondingen en dislocatie van de geïmplanteerde katheters en biedt ruimte voor de opslag van de urineopvangzakken. Het gebruik van deze jassen is ook een haalbare oplossing om de noodzaak van metabole kooien voor de beoordeling van creatinine klaring als een verfijning methode volgens de 3R Principe te elimineren.
Onze woonfaciliteit integreert het gebruik van telemetrie en videogebaseerde peri-operative monitoring. Hoewel deze methoden de regelmatige bezoeken van de dierenarts en technici niet kunnen vervangen, vergemakkelijken ze snelle interventies en verbeteren ze de ernstbeoordeling om onze experimentele instellingen voor de toekomst verder te verfijnen. Er is een breed spectrum van indicaties voor het gebruik van een implanteerbaar telemetrieapparaat in grote diermodellen33. Hoewel de nauwgezette controle van klinische paramters na grote operaties zoals ECG, bloeddruk, temperatuur wordt beschouwd als standaard in de menselijke klinische setting van een chirurgische intensieve- en tussenliggende zorgeenheid, wordt de monitoring van experimentele chirurgie meestal stopgezet wanneer het dier wakker wordt van anesthesie33,34,35. Telemetrie biedt daarom een haalbare manier voor de continue monitoring van deze dieren. Wij zijn van mening dat al deze gegevens bijdragen aan de vroegtijdige opsporing van mogelijke postoperatieve complicatie nauwkeurig en tijdig (bijvoorbeeld hemorragische shock, of sepsis gedetecteerd door toenemende temperatuur, hypotonie en tachycardie). Dit kan tijdige interventie vergemakkelijken (bijvoorbeeld de invoering van therapeutische antibioticatherapie, vochtsubstitutie, stopzetting van antistollingsmiddel of het opofferen van het dier om lijden te voorkomen). Naast dit "real-time" monitoring aspect richt onze groep zich momenteel op de ernstbeoordeling en verfijning van dierproeven36,37,38. Retrospectieve analyse van een grote hoeveelheid verzamelde telemetriegegevens in deze experimenten kan ons in staat stellen om de ernst van dit soort chirurgische ingrepen beter te stratificeren en de perioperatieve zorg (bijvoorbeeld analgesie) bij proefdieren te optimaliseren.
In termen van implanteerbare telemetrie wordt een periode van ten minste 12 dagen na de implantatie van het meetsysteem aanbevolen om stabiele en optimale meetgegevens te garanderen (op basis van persoonlijke communicatie). Na het bespreken van dit probleem met verschillende fabrikanten die telemetrie oplossingen voor grote dieren en met andere onderzoeksgroepen met behulp van deze systemen in verschillende experimentele instellingen, hebben we besloten om een periode van 14 dagen tussen telemetrie implantatie en niertransplantatie te integreren. Tijdens de vroegere dagen kunnen afwijkingen nog steeds optreden als gevolg van de beweging van het dier, omdat de littekens en genezingsprocessen nog steeds onvolledig zijn.
Ondanks de voordelen heeft het hierboven beschreven model bepaalde beperkingen. De complexiteit en de vereiste resources en infrastructuur zijn de belangrijkste beperkingen van het model. Het tijdrovende experimentele protocol, complexe technieken en intensieve peri-operatieve follow-up vereisen de beschikbaarheid van een aanzienlijke huisvesting en OF-capaciteit en vereisen de betrokkenheid van een groter team, met inbegrip van promovendi, chirurgen, dierenartsen en technici (tabel 1). Daarom, op basis van onze empirische waarnemingen, is het meestal onhaalbaar om meer dan twee procedures per dag uit te voeren. Een verder nadeel van het porcinemodel in vergelijking met kleine dierlijke modellen is de beperkte mogelijkheid van mechanistische en moleculair-biologische onderzoeken. In het huidige protocol werd slechts 5 dagen follow-up gemeld. Dit was geschikt om de belangrijkste experimentele kenmerken van het model aan te tonen, maar deze relatief korte follow-up kan niet voldoende zijn om bepaalde specifieke onderzoeksvraag te beantwoorden (bijvoorbeeld herstel op lange termijn van functie versus acute schade). Daarom kan een projectgerelateerde uitbreiding van de follow-up noodzakelijk zijn. Dit manuscript beschrijft onze huidige "best-practice" in de experimentele setting van varkens orthotopische nier autotransplantatie. Hoewel bepaalde stappen verplicht zijn om dit model met succes vast te stellen, zijn kleine aspecten (bijvoorbeeld het intraoperatieve gebruik van een blaaskatheter, de plaatsing van de slagader in de dijbeen vs. halsslagader) facultatief en kunnen naar eigen inzicht van de onderzoekers worden vermeden/gewijzigd. Beschrijving en rechtvaardiging van elk methodisch aspect zou buiten het toepassingsgebied van het onderhavige protocol vallen en elders besprokenworden 31. Ten slotte is het ook moeilijk om de exacte klinische situatie van ECD KT te repliceren in het varkensmodel waarbij oudere donoren, allografts met acuut nierletsel en donoren met meerdere morbiditeiten en chronische ziekten zoals hypertensie, diabetes mellitus of aderverkalking een groot deel van de marginale donorpool8,9vertegenwoordigen .
Ondanks de bovengenoemde beperkingen en technische en logistieke uitdagingen biedt dit gevestigde en reproduceerbare grote diermodel van KT een unieke kans om nieuwe therapieën en technieken te onderzoeken om orgaanconservering en klinische resultaten te verbeteren en vormt het een uitstekend platform voor jongere chirurgen om orgaantransplantatietechnieken in een groot diermodel te beheersen.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflict te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs willen pascal Paschenda, Mareike Schulz, Britta Bungardt, Anna Kümmecke bedanken voor hun bekwame technische bijstand.
De auteurs declareren de financiering mede uit het START-programma van de Faculteit Der Geneeskunde, RWTH Aachen University (#23/19 tot Z.C.), van de B.Braun Foundation, Melsungen, Duitsland (BBST-S-17-00240 tot Z.C.), de German Research Foundation (Deutsche Forschungsgemeinschaft - DFG; VOOR-2591, NAAR 542/5-1, TOT 542/6-1; 2016 naar R.T. en SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 tot P.B.) en het Duitse ministerie van Onderwijs en Onderzoek (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A tot P.B.), zonder de betrokkenheid van de financiers bij het ontwerp van studies, gegevensverzameling, gegevensanalyse, manuscriptvoorbereiding of beslissing om te publiceren.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia materials, drugs and medications | |||
| Aspirin 500mg i.v., powder for solution for injection | Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany | 4324188 | antiplatelet agents |
| Atropine sulfate solution for injection, 100mg | Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany | 1821288 | parasympatholytic agent, premedication |
| Bepanthen ointment for eyes and nose | Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany | 1578675 | eye ointment |
| BD Discardit II syringes, 2ml, 5ml, 10ml,20ml | Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany | 300928, 309050,309110, 300296 | syringes |
| BD Micolance 3 (20G yellow) Cannula | Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany | 305888 | venous catheter |
| BD Venflon Pro Safety (20G pink) | Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany | 4491101 | venous catheter |
| Buprenorphine (Buprenovet) | Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany | 794-996 | analgesia |
| Cefuroxime 750mg, powder for preparing injection solution | FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany | J01DC02 | antibiotics |
| Covidien Hi-Contour, Endotracheal Tube 7,5 with Cuffed Murphy Eye | Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany | COV-107-75E | endotracheal Tube |
| FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica solution for injection | Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany | 4993593 | opioide analgetic agent |
| Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml solution for injection | Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany | 1479542 | loop diuretics |
| Glucose 5% solution for infusion (500ml, 250ml) | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 3705273,03705422 | infusion fluid |
| Glucose 20% solution for infusion | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 4164483 | osmotic diuresis |
| Heparin-Sodium 5000 I.E./ml | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 15782698 | anticoagulant |
| Isoflurane-Piramal (Isoflurane) | Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany | 9714675 | volatile anaesthetic agent |
| Ketamine (Ketamine hydrochloride) 10% | Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany | 0004230 | general anaestetic agent |
| MIDAZOLAM 15mg/3ml | Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany | 828093 | hybnotica, sedative agent |
| NaCl 0,9% solution for infusion (500ml,1000ml) | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 864671.8779 | infusion fluid |
| Norepinephrine (Arterenol) | Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany | 16180 | increase in blood pressure |
| Organ preservation solution (e.g. HTK) | Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany | should be decided based on preference and experimental design | organ preservation |
| Pantoprazole 40mg/solution for injection | Laboratorios Normon,Madrid, Spain | 11068 | proton pump inhibitor |
| Paveron N 25mg/ml solution for injection (Papaverine Hydrochloride) | LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany | 2748990 | spasmolytic agent for vasodilatation |
| Pentobarbital (Narcoren) | Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany | 1,204,924,565 | used for euthanasia |
| Propofol 1% (10mg/ml) MCT Fresenius | FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany | 654210 | general anaesthetic agent |
| Ringer solution | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 1471411 | infusion fluid |
| Sterofundin ISO solution for infusion (1000ml) | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 1078961 | Infusion fluid |
| Stresnil (Azaperone) 40mg/ml | Elanco | 797-548 | sedative |
| Urine catheter ruffle 12CH | Wirutec Rüsch Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany |
RÜSCH-180605-12 | transurethral urinecatheter |
| Surgical materials | |||
| Appose ULC Skin Stapler | Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany | 8886803712 | skin stapler |
| Cavafix Certo 375 | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 4153758 | central venous catheter |
| EMKA Easytel +L-EPTA Transponder | emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France | L-EEEETA 100 | telemetry transponder |
| EMKA Reciever and Data Analyzer System | emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France | Reviever | telemetry receiver |
| Feather Disposable Scapel (11)(21) | Feather, Japan | 8902305.395 | scapel |
| Prolene 2-0, blue monofil VISI-BLACK, FS needle | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7038H | skin |
| Prolene 3-0,blue monofil,FS1 needle | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7694H | skin |
| Prolene 5-0 (simply angulated, C1 needle) blue monofil VISI-BLACK | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7227H | vascular |
| Prolene 5-0 (double armed, C1 needle) 60cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | KBB5661H | vascular |
| Prolene 6-0 (double armed, C1 needle) 60cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7228H | vascular |
| Sempermed derma PF Surgical Gloves Seril Gr. 7, 7.5, 8 | Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore | 4200782,4200871,4200894 | surgical gloves |
| Sentinex® PRO Surgical Gowns Spunlace XL 150cm | Lohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Germany | 19302 | surgical gown |
| Tachosil | Takeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, Germany | MAXI 9,5 x 4,8 cm | haemostasis |
| Telasorp Belly wipes (green 45x45cm) | PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany | 4542437 | abdominal towel |
| Pediatric urine catheter | Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, Germany | PZN 03280856 | used for the uretero-cutaneus stoma |
| VICRYL- 0 MH Plus | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | V324 | fascial closure |
| VICRYL - 3-0, SH1 Plus needle, 75cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | W9114 | subcutaneous suture, peritoneal suture, |
| VICRYL - 3-0, SH1 Plus needle, 4*45cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | V780 | subcutaneous suture, peritoneal suture, |
| VICRYL - ligatures Sutupak purple braided, 3-0 | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | V1215E | threats for ligature |
| 3M™ Standard Surgical Mask 1810F | 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany | 3M-ID 7000039767 | surgical mask |
| Surgical instruments | |||
| Anatomical forceps Standard | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | PZ0260 | anatomical forceps |
| Atraumatic tweezers steel, De Bakey Tip 1,5mm 8" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | GF0840 | anatmical atraumatic forceps |
| Bipolar forceps 16 cm straight, Branch 0,30 mm pointed, universal fit | Bühler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany | 08/0016-A | biopolar forceps |
| Bulldog clamp atraumatic,curved, De bakey 78 mm, 3" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | GF0900 | bulldog clamps |
| DE BAKEY-SATINSKY vascular clamp 215mm | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | GF1661 | vascular clamp |
| Dissecting scissors Mayo,250 mm, 10" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC2232 | Scissors for dissection |
| Dissecting scissors Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC2290 | Scissors for dissection |
| Draeger CATO Anesthetic machine with PM8050 Monitor | Dräger, Drägerwerk AG & Co. KGaA, Lübeck, Germany | 106782 | Ventilation System |
| Fine Tweezers, ADSON 180 mm | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | ADSONPZ0571 | fine forceps |
| Gosset abdomenal wall spreader | CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany | 09-621512 | abdominal retractor |
| HALSTEAD MOSQUITO,curved, surgical 125mm | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | KL2291 | mosquite clamps |
| HF surgical device ICC 300, Electrocautery | Erbe Elektromedizin Gmbh; Tübingen, Germany | 20132-043 | cautery, biopolar |
| MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, curved | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | KL2187 | mosquite clamps |
| Micro steel needle holder straight 0,5mm, with spring lock | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | MN1324D | microsurgical needle holder |
| Microsurgical/watermaker tweezers LINZ 150mm 6" Ergo round handle | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | MN0087 | fine microsurgical forceps |
| needle holder Mayo-hegar,190 mm, 71/2" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | NH1255 | needle holder |
| Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | KL4400 | overholds |
| Sterile Gauze 10X10 | Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany | 401725 | sterile gauze |
| Suction tip OP-Flex Handpiece Yankauer | Pfm Medical AG, Köln, Germany | 33032182 | suction |
| surgical forceps Standard 5 3/4" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | PZ1260 | surgical forceps |
| surgical scissors standard pointed-blunt (thread/cloth scissors)175 mm, 7" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC1522 | surgical Scissors |
| Titanit vascular scissors POTTS-SMITH,185 mm, 71/4"60° | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC8562 | Pott scissors |
| Tunneling instrument | Marina Medical Instruments Inc,Davies,US | MM-TUN06025 | subcutaneous tunneling |
| Vessel loops | Medline International Germany GmbH,Kleve, Germany | VLMINB | hold and adjust the vessel |
| Wound spreaders Weitlander, Stump,110 mm, 41/4" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | WH5210 | wound care |
| Further material | |||
| Heating pad | Eickemeyer - Medizintechnik für Tierärzte KG, Tuttlingen, Germany | 648050 MHP-E1220 |
maintain body temperature during surgery |
| Laryngoscope, customized | Wittex GmbH, Simbach, Germany | 333222230 | expose the vocal cord |
| Rectal temperature probe | Asmuth Medizintechnik, Minden, Germany | ASD-RA4 | measure body temperature |
| Spray wound film | Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany | 2830 | keep sterile condition |
| Sterile organ bag | Raguse Gesellschaft für medizinische Produkte, Ascheberg, Germany | 800059 | organ preservation |
| swine jacket small, adult Landrasse swine 30-50kg, customized for Emka Telemetry and urinary catheterization | Lomir Biomedical Inc., United Kingdom | SS J1LAPMP | swine jackets to pretect implanted catheters and store urine bag |
| Ultrasound device, Sonosite Edge-II | FUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, Germany | V21822 | ultrasound and color Doppler |
| Urine bag 2000ml Volume | ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany | 2062578 | disposable urine bag connected to the uretero-cutaneous fistula catheter |
References
- Watts, G. Joseph Murray: innovative surgeon and pioneer of transplantation. Lancet. 377 (9770), 987 (2011).
- Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. Journal of the American Medical Association. 294 (21), 2726-2733 (2005).
- Jochmans, I., O'Callaghan, J. M., Pirenne, J., Ploeg, R. J. Hypothermic machine perfusion of kidneys retrieved from standard and high-risk donors. Transplant International. 28 (6), 665-676 (2015).
- Czigany, Z., et al. Machine perfusion for liver transplantation in the era of marginal organs-New kids on the block. Liver International. 39 (2), 228-249 (2018).
- Fabrizii, V., et al. Patient and graft survival in older kidney transplant recipients: does age matter. Journal of the American Soceity of Nephrology. 15 (4), 1052-1060 (2004).
- Jochmans, I., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Kidney perfusion: some like it hot others prefer to keep it cool. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (3), 260-266 (2017).
- DSO. DSO Jahresbericht. , Available from: https://www.dso.de/SiteCollectionDocuments/DSO_Jahresbericht_2018.pdf (2018).
- Meister, F. A., et al. Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion of Extended Criteria Kidney Allografts from Brain Dead Donors: Protocol for a Prospective Pilot Study. JMIR Research Protocols. 8 (10), 14622 (2019).
- Meister, F. A., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion-Preliminary experience with end-ischemic reconditioning of marginal kidney allografts. Clinical Transplantation. 33 (10), 13673 (2019).
- Siedlecki, A., Irish, W., Brennan, D. C. Delayed graft function in the kidney transplant. American Journal of Transplantation. 11 (11), 2279-2296 (2011).
- Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H.
- Fabry, G., et al. Cold Preflush of Porcine Kidney Grafts Prior to Normothermic Machine Perfusion Aggravates Ischemia Reperfusion Injury. Scientific Reports. 9 (1), 13897 (2019).
- Kalenski, J., et al. Improved preservation of warm ischemia-damaged porcine kidneys after cold storage in Ecosol, a novel preservation solution. Annals of Transplantation. 20, 233-242 (2015).
- Kalenski, J., et al. Comparison of Aerobic Preservation by Venous Systemic Oxygen Persufflation or Oxygenated Machine Perfusion of Warm-Ischemia-Damaged Porcine Kidneys. European Surgical Research. 57 (1-2), 10-21 (2016).
- Kaths, J. M., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909 (2015).
- Schreinemachers, M. C., et al. Improved preservation and microcirculation with POLYSOL after transplantation in a porcine kidney autotransplantation model. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (3), 816-824 (2009).
- Kaths, J. M., et al. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. Journal of Visualized Experiments. (108), e53765 (2016).
- De Deken, J., et al. Postconditioning effects of argon or xenon on early graft function in a porcine model of kidney autotransplantation. British Journal of Surgery. 105 (8), 1051-1060 (2018).
- Faure, A., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplantation Proceedings. 45 (2), 672-676 (2013).
- Golriz, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clinical Transplantation. 27, Suppl 25 6-15 (2013).
- Gallinat, A., et al. Transplantation of Cold Stored Porcine Kidneys After Controlled Oxygenated Rewarming. Artificial Organs. 42 (6), 647-654 (2018).
- Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. , Methuen. (1959).
- Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412 (2010).
- Hagemeister, K., et al. Severity assessment in pigs after partial liver resection: evaluation of a score sheet. Laboratory Animals. 54 (3), (2019).
- Doorschodt, B. M., et al. Hypothermic machine perfusion of kidney grafts: which pressure is preferred. Annals of Biomedical Engineering. 39 (3), 1051-1059 (2011).
- Czigany, Z., et al. Improving Research Practice in Rat Orthotopic and Partial Orthotopic Liver Transplantation: A Review, Recommendation, and Publication Guide. European Surgical Research. 55 (1-2), 119-138 (2015).
- Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (73), e4376 (2013).
- Doorschodt, B. M., et al. Evaluation of a novel system for hypothermic oxygenated pulsatile perfusion preservation. The Internation Journal of Artificial Organs. 32 (10), 728-738 (2009).
- Kaths, J. M., et al. Continuous Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion Is Superior to Brief Normothermic Perfusion Following Static Cold Storage in Donation After Circulatory Death Pig Kidney Transplantation. American Journal of Transplantation. 17 (4), 957-969 (2017).
- Tammaro, V., et al. Prevention of fluid effusion in kidney transplantation with the use of hemostatic biomaterials. Transplantation Proceedings. 46 (7), 2203-2206 (2014).
- Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. European Surgical Research. 49 (3-4), 121-129 (2012).
- Higgins, R., et al. Hyponatraemia and hyperkalaemia are more frequent in renal transplant recipients treated with tacrolimus than with cyclosporin. Further evidence for differences between cyclosporin and tacrolimus nephrotoxicities. Nephrology Dialysis and Transplantation. 19 (2), 444-450 (2004).
- Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3Rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 93, 90-97 (2018).
- Längin, M., et al. Perioperative Telemetric Monitoring in Pig-to-Baboon Heterotopic Thoracic Cardiac Xenotransplantation. Annals of Transplantation. 23, 491-499 (2018).
- Willens, S., Cox, D. M., Braue, E. H., Myers, T. M., Wegner, M. D. Novel technique for retroperitoneal implantation of telemetry transmitters for physiologic monitoring in Göttingen minipigs (Sus scrofa domesticus). Comparative Medicine. 64 (6), 464-470 (2014).
- van Dijk, R. M., et al. Design of composite measure schemes for comparative severity assessment in animal-based neuroscience research: A case study focussed on rat epilepsy models. PLoS One. 15 (5), 0230141 (2020).
- Zieglowski, L., et al. Severity assessment using three common behavioral or locomotor tests after laparotomy in rats: a pilot study. Laboratory Animals. , (2020).
- Bleich, A., Bankstahl, M., Jirkof, P., Prins, J. B., Tolba, R. H. Severity Assessment in animal based research. Laboratory Animals. 54 (1), 16 (2020).
