Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Um ensaio rápido de preferência alimentar em Drosophila

Published: February 11, 2021 doi: 10.3791/62051
Automatic Translation
1, 1,2
1Monell Chemical Senses Center, 2Department of Physiology, The Diabetes Research Center, University of Pennsylvania Perelman School of Medicine

Summary

Apresentamos um protocolo para um ensaio de alimentação de duas opções para moscas. Este ensaio de alimentação é rápido e fácil de executar e é adequado não apenas para pesquisas de laboratório de pequena escala, mas também para telas comportamentais de alto rendimento em moscas.

Abstract

Para selecionar alimentos com valor nutricional, evitando o consumo de agentes nocivos, os animais precisam de um sistema de paladar sofisticado e robusto para avaliar seu ambiente alimentar. A mosca-das-frutas, Drosophila melanogaster,é um organismo modelo geneticamente tratável que é amplamente utilizado para decifrar os fundamentos moleculares, celulares e neurais da preferência alimentar. Para analisar a preferência alimentar da mosca, é necessário um método de alimentação robusto. Descrito aqui é um ensaio de alimentação de duas opções, que é rigoroso, econômico e rápido. O ensaio é à base de placas de Petri e envolve a adição de dois alimentos diferentes complementados com corante azul ou vermelho às duas metades do prato. Em seguida, ~70 prestarved, moscas de 2-4 dias de idade são colocadas no prato e permitidos para escolher entre alimentos azuis e vermelhos no escuro por cerca de 90 minutos. O exame do abdômen de cada mosca é seguido pelo cálculo do índice de preferência. Em contraste com placas multiwell, cada placa de Petri leva apenas ~20 s para encher e economiza tempo e esforço. Este ensaio alimentar pode ser empregado para determinar rapidamente se as moscas gostam ou não de um determinado alimento.

Introduction

Apesar das diferenças dramáticas na estrutura anatômica dos órgãos de paladar entre moscas e mamíferos, as respostas comportamentais das moscas a muitas substâncias tastant são surpreendentemente semelhantes às dos mamíferos. Por exemplo, as moscas preferem açúcar1,2,3,4,5,6,7,8, aminoácidos9,10, e baixo sal11, que indicam nutrientes, mas rejeitam alimentos amargos12,13,14,15 que são inpalatáveis ou tóxicos. Nas últimas duas décadas, as moscas provaram ser um organismo modelo altamente valioso para avançar na compreensão de muitas questões fundamentais relacionadas à sensação do sabor e ao consumo alimentar, incluindo detecção de sabor, transdução de sabor, plasticidade do sabor e regulação alimentar16,17,18,19,20. Notavelmente, uma série de estudos têm demonstrado que os mecanismos de transdução de sabor e circuito neural subjacentes à percepção do sabor são análogos entre moscas frutíferas e mamíferos. Portanto, a mosca-das-frutas serve como um organismo experimental ideal, permitindo que os pesquisadores descubram conceitos e princípios evolutivamente conservados que regem a detecção e o consumo de alimentos no reino animal.

Para investigar a sensação de sabor em moscas, é fundamental estabelecer um ensaio rápido e rigoroso para medir objetivamente a preferência alimentar. Ao longo dos anos, vários métodos de alimentação, tais como ensaios à base de corante11,12,13,21,22,23, o ensaio de resposta de extensão proboscis mosca24, o alimentador capilar (CAFE) ensaio25,26, o ensaio Fly Liquid-Food Interaction Counter (FLIC)eoutros métodos combinatórios foram desenvolvidos para medir quantitativamente a preferência alimentar e/ou a ingestão alimentar de moscas de frutas28,29,30,31. Um dos paradigmas populares de alimentação é o ensaio de alimentação de duas opções baseado em corante usando uma placa de microtiter multiwell12,21,32 ou, como descrito aqui, uma pequena placa de Petri11,22 como a câmara de alimentação. Este ensaio é projetado com base na transparência do abdômen da mosca. Durante este ensaio, as moscas são colocadas na câmara de alimentação e apresentadas com duas opções de alimentos misturadas com corante vermelho ou corante azul. Uma vez que o ensaio esteja completo, os abdômens de mosca aparecem vermelhos ou azuis, dependendo de qual alimento eles consumiram.

Tanto a placa de Petri quanto os ensaios de alimentação à base de corante de placas multiwell são altamente robustos e produzem aproximadamente os mesmos resultados. Utilizando esses dois ensaios, inúmeras descobertas importantes e avanços foram feitos para decifrar os receptores e células altamente diversificados responsáveis por detectar os gostos alimentares e a textura dos alimentos11,12,21,22,32,33. No ensaio baseado em corante, um passo experimental que requer tempo e esforço considerável é preparar e carregar alimentos na câmara de alimentação. Para reduzir o tempo de preparação e carregamento dos alimentos, este ensaio foi modificado substituindo a placa de microtiter multiwell por uma pequena placa de Petri, que é dividida em dois compartimentos iguais. No ensaio à base de placa de Petri, dois alimentos diferentes complementados com corante azul ou vermelho são adicionados às duas metades do prato. Em seguida, ~70 prestarved, moscas de 2-4 dias de idade são colocadas no prato e permitidos para escolher entre alimentos azuis e vermelhos no escuro por cerca de 90 minutos. O abdômen de cada mosca é então examinado, e o índice de preferência (PI) é calculado.

Este ensaio de alimentação de duas opções baseado em placa de Petri é acessível, simples e rápido. Uma placa multiwell requer aproximadamente 110 s para encher, enquanto cada placa de Petri leva apenas ~20 s. Além disso, a placa multiwell requer a tubulação de pequenos volumes de alimentos em um grande número de pequenos poços (por exemplo, 60 ou mais poços por placa), o que exige considerável precisão e atenção. Por outro lado, o ensaio baseado em placa de Petri requer apenas duas ações por placa. Como o ensaio de alimentação pode envolver um grande número de réplicas, o ensaio baseado em placa de Petri economiza uma quantidade não trivial de tempo e esforço. Este ensaio dá resultados equivalentes aos do ensaio baseado em multiwell e tem se mostrado bem sucedido em abordar muitas questões fundamentais na sensação do sabor, incluindo a codificação do sabor salgado11,a plasticidade do sabor modificada pela experiência alimentar22, e a base molecular da sensação da textura dos alimentos33. Em resumo, este ensaio de duas opções baseado em placa de Petri é uma ferramenta poderosa para investigar como as moscas percebem o meio de nutrientes externos e internos para obter o comportamento alimentar adequado.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Montagem das câmaras de ensaio

NOTA: Embora este protocolo descreva o uso de uma placa de Petri de 35 mm(Figura 1A),o efeito desejado pode ser alcançado usando qualquer vaso de fundo liso e impermeável que possa ser bisseccionado e coberto.

  1. Primeiro, bissectar uma placa de Petri de 35 mm com tampa fixando um comprimento de plástico (5 mm de largura e 3 mm de altura) pela linha média com adesivo impermeável, formando dois compartimentos impermeáveis. Confirme se o selo está completo para evitar vazamentos que podem levar à mistura dos dois substratos alimentares que estão sendo avaliados.
    NOTA: Após a montagem, reutilize este aparelho enquanto o selo aguentar.

2. Preparando frascos de fome

  1. Preparar um número suficiente de frascos de mosca de plástico vazio; em seguida, livremente compactar um pedaço de papel de tecido na parte inferior. Comprimir o papel de tecido o suficiente para que ele preencha o espaço, mas não tanto que ele forma uma massa densa.
    NOTA: Certifique-se de que não há fendas profundas ou dobras no tecido, pois isso pode levar as moscas a ficarem presas.
  2. Adicione ~3 mL de água pura ao frasco para que o tecido esteja completamente saturado, mas não há água parada. Certifique-se de que não há grandes gotículas de água em excesso na parede do frasco. Alternativamente, o substituto surgiu para o papel encharcado, preparando uma solução de 1% w/v de ágar (sem sacarose) adicionando 5 mL de 1% de agarose a cada frasco vazio e permitindo que a agarose solidifice à temperatura ambiente.

3. Fome úmida de moscas antes do experimento

  1. Inicie a fome 24 horas antes da hora do experimento. Sob anestesia de CO2, grupos de ~70, 2-4 dias de idade voam para os frascos de fome preparados, rotulando cada frasco com o genótipo e tempo de fome.

4. Configuração do reagente

  1. Preparação de corantes
    NOTA: Antes de realizar quaisquer experimentos, é importante realizar um ensaio de controle preliminar para determinar as concentrações corretas de corantes vermelhos e azuis a serem usados.
    1. Para o ensaio de controle, prepare uma série de diluições para cada corante, e realize o ensaio de alimentação com o mesmo alimento com uma corante diferente. Use os resultados para identificar concentrações de dois corantes (um vermelho, um azul) que produzem um PI de ~0 quando nenhum composto experimental é adicionado (ver seção 7).
      NOTA: Por exemplo, a concentração final de corante azul foi fixada em 50 μM e testada contra uma série de concentrações de corante vermelho. Com base na curva de dosagem de corante vermelho, a concentração ideal de corante vermelho foi de 210 μM, o que deu viés de corante mínimo(Figura 1B). Uma maior concentração de corante vermelho leva as moscas a preferir alimentos vermelhos, enquanto uma menor concentração leva as moscas a preferir comida azul. Refine cuidadosamente as concentrações de corante azul ou vermelho em incrementos de 1 μM, pois diferenças dessa magnitude e maior podem afetar os resultados experimentais.
  2. Preparação de 1% de agarose
    1. Combine 0,5 g de agarose e 50 mL de água pura (ou alguma delas múltipla) em um vaso seguro para micro-ondas. Micro-ondas a solução agarose até dissolver, agitando-a conforme necessário.
  3. Preparação de outros componentes alimentares
    1. Dissolva cada componente alimentar, incluindo sacarose e quaisquer compostos experimentais, em água a uma concentração 100 vezes ou maior da concentração testada final.
      NOTA: O volume total de cada ingrediente alimentício adicionado a 1% de ágar não deve exceder 1 mL por 10 mL de ágar derretido. Caso contrário, a agarose pode ser muito diluída e não se solidificar adequadamente.
  4. Preparação de mídia alimentar
    1. Misture ágar, corante e o composto experimental desejado em tubos cônicos de centrífugas de polipropileno (15 ou 50 mL); usar água em vez do tastant experimental no alimento de controle. Faça isso enquanto o ágar ainda estiver completamente líquido e misture completamente usando uma batedeira de vórtice. Mantenha os tubos em um banho de água de 60 °C enquanto não estiver em uso para evitar que a agarose endureça antes de ser distribuída em pratos.
  5. Preparando pratos para o experimento
    NOTA: Certifique-se de que todos os pratos estão completamente secos antes de começar.
    1. Pipeta 1 mL de meio de alimentação experimental vermelha em um lado do prato de ensaio (Figura 1A); repetir para o número desejado de pratos. Deixe a agarose esfriar até ficar firme (3-5 min), e depois pipeta 1 mL de alimento de controle azul para o outro lado dos pratos(Figura 1A). Repita este processo com o par azul vermelho/experimental de controle.
      NOTA: Certifique-se de que todos os pratos estão totalmente definidos antes de iniciar o experimento. Use os pratos dentro de 30 minutos.

5. Iniciando o ensaio de alimentação bidirem

  1. Paralise temporariamente as linhas de moscas experimentais no gelo até que não sejam observadas atividades motoras óbvias, como voar e escalar. Uma vez que as moscas são imobilizadas, inverta suavemente o frasco, e toque para transferir todas as moscas para a câmara de ensaio.
    NOTA: O choque frio leva ~3-5 min. A exposição prolongada ao frio pode afetar a fisiologia e a saúde da mosca e, portanto, deve ser evitada.
  2. Coloque rapidamente a tampa na câmara e reserve-a. Uma vez que todas as moscas tenham sido transferidas, mova todas as câmaras para um espaço escuro e fechado. Deixe o ensaio funcionar por 90 minutos.
    NOTA: Um ambiente escuro minimiza a influência da via visual da mosca no comportamento alimentar e remove quaisquer pistas ambientais de fora do prato.

6. Terminando o ensaio de alimentação bidirem

  1. Depois de 90 min terem transcorrido, transfira as câmaras para um congelador de -20 °C para sacrificar as moscas. Depois de ~1 h, conte as moscas.
    NOTA: Inverta cada placa de Petri antes de colocar a placa no congelador para garantir que nenhuma mosca será congelada na comida.

7. Atribuir um índice de preferência (PI) para determinar a preferência alimentar

  1. Sob um microscópio de dissecção padrão, examine a cor abdominal das moscas em cada prato individual. Conte as moscas como vermelho, azul ou roxo de acordo com a cor de seu abdômen(Figura 2A). Conte a mosca se seu abdômen tiver mais de 50% de cor, indicando alimentação robusta(Figura 2B). Exclua a mosca se seu abdômen contiver apenas um pequeno ponto de alimentação, indicando má alimentação(Figura 2C).
  2. Depois que o número de moscas comendo azul, vermelho ou alimentos azuis e vermelhos tiver sido contado, use a seguinte equação para atribuir a cada placa de Petri um índice de preferência (PI):

PI = (Número de moscas que comem alimentos experimentais) - (Número de moscas que comem alimentos de controle) / (Número de moscas que comem alimentos experimentais) + (Número de moscas que comem alimentos de controle) + (Número de moscas comendo ambas)

Pi > 0 indica preferência pelo composto experimental, PI < 0 indica uma aversão ao composto experimental, e PI = 0 não indica nenhum efeito do composto no comportamento alimentar.

8. Limpeza das câmaras de ensaio

  1. Limpe prontamente as placas de Petri raspando o substrato alimentar e enxaguando-as com água e sabão sem perfumado. Mergulhe as placas de Petri durante a noite em água destilada. Verifique se a vedação divisória em cada prato ainda é impermeável, em seguida, deixe o prato secar.
    NOTA: Depois de garantir que não haja manchas residuais ou de corante, as placas de Petri estão prontas para serem usada novamente.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Neste ensaio, um prato de 35 mm foi dividido em dois compartimentos de alimentação iguais, com cada metade do prato contendo alimentos agarose, juntamente com corante azul ou vermelho(Figura 1A). Para excluir o viés de corante, as concentrações de corante azul e vermelho foram cuidadosamente refinadas para produzir um PI "0" aproximado quando apenas esses dois corantes foram adicionados(Figura 1B). Uma vez que a placa de Petri estava carregada com alimentos testados, ~70 moscas adultas de 2-4 dias de idade foram transferidas para o prato, permitindo-lhes escolher entre as duas opções de comida no escuro. Após 90 minutos, a cor abdominal das moscas foi examinada com um microscópio de dissecção. Normalmente, o abdômen da mosca aparece azul ou vermelho se o animal consome predominantemente alimentos azuis ou vermelhos(Figura 2A), respectivamente. Se a mosca consome azul e vermelho, seu abdômen fica roxo(Figura 2A).

As moscas que ingeriram quantidades consideráveis de alimentos foram pontuadas(Figura 2B),enquanto pulavam as moscas com ingestão alimentar insuficiente(Figura 2C). Este ensaio baseado em placa de Petri foi comparado com o ensaio baseado em placas multiwell. Os resultados mostram que esses dois métodos de alimentação dão essencialmente os mesmos resultados em ensaio de respostas alimentares a alimentos doces, amargos ou salgados em moscas do tipo selvagem(Figura 3A-C). Notavelmente, é muito mais rápido preparar e distribuir alimentos na placa de Petri do que na placa multiwell contendo 60 poços(Figura 3D). Ao todo, o ensaio à base de placas de Petri é um método de alimentação robusto e rápido que pode ser usado para determinar rapidamente a preferência alimentar por moscas.

Figure 1
Figura 1: Dispositivo de ensaio de duas opções e curva de dosagem de corante. (A) Duas metades de uma placa de Petri são usadas para apresentar duas opções de alimentos diferentes. Metade do prato contém comida tingida azul, e a outra metade contém alimentos tingidos de vermelho. Moscas prestarved são colocadas no prato para permitir que elas consumam qualquer alimento que preferirem. (B) Preferência alimentar por moscas do tipo selvagem escolhendo entre 1% de agarose mais 2 mM de sacarose contendo corante azul de 50 μM ou concentrações variadas de corante vermelho. A concentração de corante vermelho ideal é de 210 μM. Os dados representam média ± erro padrão da média. Para cada ponto de dados, n = 6 ensaios. Aproximadamente 70 moscas foram testadas em cada teste. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2: Voe cor abdominal depois de comer azul, vermelho ou ambos os alimentos azuis e vermelhos. (A) Imagens representativas de moscas depois de ter ingerido comida azul (superior direita), comida vermelha (superior esquerdo) ou ambos, fazendo com que o abdômen pareça roxo (inferior). (B) Uma mosca mostrando consumo suficiente de alimentos azuis. (C) Uma mosca depois de ingerir uma pequena quantidade de alimento azul. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3: Respostas alimentares a diferentes tastants em moscas do tipo selvagem, e o tempo de carregamento de alimentos para o dispositivo de alimentação à base de 60 pratos vs Petri-dish. (A) Preferência alimentar para moscas do tipo selvagem escolhendo entre 2 mM de sacarose e 10 mM de sacarose. n = 12 ensaios, testes tde estudante não pagos. (B) Preferência alimentar em moscas do tipo selvagem para alimentos que contenham sacarose de 2 mM com ou sem cafeína de 10 mM. n = 10 ensaios, testes tde estudante não pagos. (C) Preferência alimentar em moscas de tipo selvagem para alimentos contendo sacarose de 2 mM com ou sem 20 mM NaCl. n = 10 ensaios, testes tde estudante não pagos. (D) Tempo gasto enchendo alimentos em um prato de 60 poços e uma placa de Petri. n = 12 pratos ou pratos, *p < 0,0001, t-testesnão pagos do estudante. Os dados representam ± sem. Abreviaturas: n.s. = não estatisticamente significantes; SEM = erro padrão da média; NaCl = cloreto de sódio. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Este método envolve várias etapas cruciais onde problemas podem ocorrer. Primeiro, certifique-se de que as moscas ingeram uma quantidade suficiente de alimentos para fornecer dados estáveis. Se as moscas comem mal, certifique-se de que as moscas estão com fome há pelo menos 24 horas, e que a mídia experimental contém pelo menos uma concentração mínima de sacarose (2 mM). Para estimular ainda mais o consumo alimentar, prolongar o período de fome úmida para além das 24 horas, dependendo da condição fisiológica das moscas. Se muitas moscas não sobreviverem à fome prolongada, certifique-se de que água suficiente seja adicionada ao papel de tecido ao realizar fome de chuva em frascos. Evite água excessiva que possa afogar as moscas. Em segundo lugar, as moscas tendem a mostrar viés de alimentação em direção ao corante azul ou vermelho se suas concentrações não forem cuidadosamente equilibradas. Pequenas variações na concentração de corantes podem ter efeitos alimentares profundos(Figura 1B). Assim, para evitar viés de corante, a concentração de corante deve ser precisa. Se as moscas forem influenciadas pelo corante, refine cuidadosamente a concentração de corante em um incremento de 1 μM e, em seguida, teste diferentes combinações de corante para identificar o par de concentração de corante vermelho/azul que produz um PI = 0 quando nenhum composto experimental, exceto uma baixa concentração de sacarose (por exemplo, 2 mM) é adicionado. A ótima concertação de corante vermelho ou azul deve ser reajustada ao testar novas linhas de mosca ou depois de fazer novos estoques de corante. Terceiro, certifique-se de que o ensaio está restrito a 90 min. De acordo com um estudo anterior22, a alimentação prolongada pode levar à adaptação do sabor ou à dessensibilização.

Comparado com outras técnicas de alimentação, como ensaios FLIC27 ou CAFE25, este ensaio de duas opções baseado em placa de Petri tem as seguintes características e vantagens: (1) Simplicidade: este dispositivo compreende apenas uma pequena placa de Petri bisseccionada com um divisor de plástico. Como os pratos e divisores de plástico são baratos e fáceis de montar, todo um experimento requer apenas um investimento mínimo. (2) Conveniência: o dispositivo à base de placa de petri acelera consideravelmente o ensaio de alimentação(Figura 3D). O processo de pontuação de cores também é rápido e simples usando um microscópio de dissecção regular. Com este método, a preferência de sabor das moscas em relação a um determinado ingrediente alimentar pode ser rapidamente testada. Assim, é adequado tanto para pesquisas de pequena escala quanto para telas genéticas em larga escala. (3) Estabilidade: em contraste com outros métodos de alimentação que analisam apenas algumas moscas em cada dispositivo, este método permite a quantificação das respostas alimentares para um grande número de moscas adultas ao mesmo tempo, o que minimiza significativamente os efeitos das variações alimentares entre moscas individuais. Este ensaio de alimentação baseado em corante de duas opções provou ser rigoroso e reprodutível e tem sido usado para isolar mutantes de moscas importantes com defeitos na percepção de gostos e texturas alimentares11,22,33.

Como demonstrado por esses resultados, o ensaio à base de placa de Petri produz essencialmente os mesmos resultados do ensaio alimentar baseado em multiwell para respostas de sabor doce, amargo e salgado, embora o ensaio à base de placa de Petri tende a ter variações menores(Figura 3A-C). Um passo demorado do ensaio de alimentação à base de corante é a descarga de alimentos na câmara de alimentação. A placa multiwell, que contém 60 ou mais poços, pode ser trabalhosa de configurar devido à exigência de carregamento preciso de alimentos desratados em 60 ou mais poços por prato. É muito mais rápido preparar e carregar alimentos na placa de Petri do que na placa multiwell, já que a placa de Petri contém apenas dois compartimentos separados(Figura 3D). Assim, este método baseado em placas de Petri não apenas mantém a robustez do ensaio baseado em corante, mas também reduz significativamente o tempo e o esforço gasto na preparação do ensaio, aumentando significativamente a capacidade e a velocidade do ensaio alimentar. Consequentemente, ele pode ser facilmente empregado para analisar um grande número de linhas de mosca, como em um projeto de tela genética.

Embora os ensaios baseados em corantes forneçam uma avenida de estudo de alto rendimento devido à sua simplicidade e velocidade, eles não podem capturar informações sobre aspectos quantitativos mais detalhados da alimentação, como duração ou volume. Para superar esse problema, uma câmera de alta velocidade pode ser instalada acima do prato, o que revela informações mais detalhadas do processo de alimentação, como a duração da alimentação e a frequência em cada câmara. Além disso, vários outros paradigmas alimentares podem ser usados para complementar os dados coletados dos experimentos baseados em corantes. Dispositivos de alimentação automática, como o FLIC27 e o detector de moscas e detector de atividades (FlyPAD)34,podem registrar a dinâmica temporal da alimentação. O ensaio CAFE25 ou ensaios manuais de alimentação35 podem medir o volume de alimentos consumidos. No entanto, essas abordagens têm suas próprias ressalvas. Por exemplo, comparado com a placa de Petri ou a placa multiwell, os dispositivos de alimentação automática são muito caros de configurar no laboratório. Além disso, cada dispositivo ensaios apenas algumas moscas de cada vez, tornando-o mais vulnerável à variabilidade em animais individuais. Como o ensaio do CAFE se baseia na capacidade das moscas de manobrar seus corpos até o final do tubo capilar pendurado dentro da câmara de alimentação, os resultados podem ser confundidos por prejuízos motores não relacionados à sensação do sabor.

Embora outras abordagens sejam poderosas por si só, ensaios baseados em corantes podem ser uma ferramenta mais eficiente para descobrir e analisar rapidamente a preferência alimentar em moscas. Além disso, a configuração de duas opções pode ser integrada com técnicas de ponta, como optogenética36 para manipular seletiva e agudamente o comportamento alimentar da mosca. Isso pode ser feito usando metade do prato para ativação de luz e a outra metade como um controle leve-inativo. Ativação direta ou inativação de neurônios específicos ajuda a determinar se eles têm um papel na regulação de comportamentos alimentares. Em resumo, esses resultados mostram que o ensaio alimentar de duas opções baseado em placa de Petri é um método de alimentação rápido e robusto que pode ajudar os pesquisadores a analisar o comportamento alimentar em diferentes estados fisiológicos e metabólicos.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Os autores não declaram conflitos de interesse ou interesses financeiros concorrentes.

Acknowledgments

Os autores gostariam de agradecer ao Dr. Tingwei Mi por ajudá-los a otimizar o ensaio de alimentação de duas opções. Eles também gostariam de agradecer Samuel Chan e Wyatt Koolmees por seus comentários sobre o manuscrito. Este projeto foi financiado pelos Institutos Nacionais de Saúde, com subsídios R03 DC014787 (Y.V.Z.) e R01 DC018592 (Y.V.Z.) e pela Fundação Ambrose Monell.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
35 mm Petri dish Fisher Scientific 08-772E
Agarose Thomas Scientific C756P56
Clear adhesive Fisher Scientific NC9884114
Conical centrifuge tubes Fisher Scientific 05-527-90
Dissection microscope Amscope SM-2T-6WB-V331
FCF Brilliant Blue Wako Chemical 3844-45-9
Fly CO2 anesthesia setup Genesee Scientfic 59-114/54-104M
Fly incubator with programmable day/night cycle Powers Scientific Inc. IS33SD
Fly lines
Glass dish (microwave-safe)
Kimwipes Fisher Scientific 06-666A
Media storage bottle Fisher Scientific 50-192-9998
Plastic divider cut to fit the dish from a sheet no thicker than 5 mm
Plastic fly vials Genesee Scientific 32-116
Sucrose Millipore Sigma S9378
Sulforhodamine B Millipore Sigma S9012
Tastant compound of interest
Vortex mixer Benchmark Scientific BV1000
Water bath Fisher Scientific FSGPD05

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  2. Dahanukar, A., Foster, K., van der Goes van Naters, W. M., Carlson, J. R. A Gr receptor is required for response to the sugar trehalose in taste neurons of Drosophila. Nature Neuroscience. 4 (12), 1182-1186 (2001).
  3. Ueno, K., et al. Trehalose sensitivity in Drosophila correlates with mutations in and expression of the gustatory receptor gene Gr5a. Current Biology. 11 (18), 1451-1455 (2001).
  4. Fujii, S., et al. Drosophila sugar receptors in sweet taste perception, olfaction, and internal nutrient sensing. Current Biology. 25 (5), 621-627 (2015).
  5. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).
  6. Thorne, N., Chromey, C., Bray, S., Amrein, H. Taste perception and coding in Drosophila. Current Biology. 14 (12), 1065-1079 (2004).
  7. Slone, J., Daniels, J., Amrein, H. Sugar receptors in Drosophila. Current Biology. 17 (20), 1809-1816 (2007).
  8. Dus, M., et al. Nutrient sensor in the brain directs the action of the brain-gut axis in Drosophila. Neuron. 87 (1), 139-151 (2015).
  9. Toshima, N., Tanimura, T. Taste preference for amino acids is dependent on internal nutritional state in Drosophila melanogaster. Journal of Experimental Biology. 215 (16), 2827-2832 (2012).
  10. Melcher, C., Bader, R., Pankratz, M. J. Amino acids, taste circuits, and feeding behavior in Drosophila: towards understanding the psychology of feeding in flies and man. Journal of Endocrinology. 192 (3), 467-472 (2007).
  11. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  12. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  13. Moon, S. J., Kottgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Current Biology. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Current Biology. 30 (1), 17-30 (2020).
  15. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. Journal of Neuroscience. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  16. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Current Opinion in Neurobiology. 19 (4), 345-353 (2009).
  17. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  18. Liman, E. R., Zhang, Y. V., Montell, C. Peripheral coding of taste. Neuron. 81 (5), 984-1000 (2014).
  19. Scott, K. Gustatory processing in Drosophila melanogaster. Annual Review of Entomology. 63, 15-30 (2018).
  20. Freeman, E. G., Dahanukar, A. Molecular neurobiology of Drosophila taste. Current Opinion in Neurobiology. 34, 140-148 (2015).
  21. Tanimura, T., Isono, K., Yamamoto, M. T. Taste sensitivity to trehalose and its alteration by gene dosage in Drosophila melanogaster. Genetics. 119 (2), 399-406 (1988).
  22. Zhang, Y. V., Raghuwanshi, R. P., Shen, W. L., Montell, C. Food experience-induced taste desensitization modulated by the Drosophila TRPL channel. Nature Neuroscience. 16 (10), 1468-1476 (2013).
  23. Bantel, A. P., Tessier, C. R. Taste preference assay for adult Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e54403 (2016).
  24. Shiraiwa, T., Carlson, J. R. Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (3), e193 (2007).
  25. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  26. Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder assay measures food intake in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (121), e55024 (2017).
  27. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), 101107 (2014).
  28. Yoshihara, M. Simultaneous recording of calcium signals from identified neurons and feeding behavior of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3625 (2012).
  29. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nature Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  30. Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. A taste circuit that regulates ingestion by integrating food and hunger signals. Cell. 165 (3), 715-729 (2016).
  31. Jiang, L., Zhan, Y., Zhu, Y. Combining quantitative food-intake assays and forcibly activating neurons to study appetite in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (134), e56900 (2018).
  32. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19 (19), 1623-1627 (2009).
  33. Zhang, Y. V., Aikin, T. J., Li, Z., Montell, C. The basis of food texture sensation in Drosophila. Neuron. 91 (4), 863-877 (2016).
  34. Itskov, P. M., et al. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila. Nature Communications. 5, 4560 (2014).
  35. Qi, W., et al. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Molecular Brain. 8, 87 (2015).
  36. Simpson, J. H., Looger, L. L. Functional imaging and optogenetics in Drosophila. Genetics. 208 (4), 1291-1309 (2018).

Tags

Neurociência Edição 168
Um ensaio rápido de preferência alimentar em <em>Drosophila</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Mack, J. O., Zhang, Y. V. A Rapid… More

Mack, J. O., Zhang, Y. V. A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila. J. Vis. Exp. (168), e62051, doi:10.3791/62051 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter