Summary

Dispositivi elettrici e a campo magnetico per la stimolazione dei tessuti biologici

Published: May 15, 2021
doi:

Summary

Questo protocollo descrive il processo passo-passo per costruire stimolatori elettrici e magnetici utilizzati per stimolare i tessuti biologici. Il protocollo include una linea guida per simulare computazalmente campi elettrici e magnetici e la produzione di dispositivi di stimolazione.

Abstract

I campi elettrici (EFs) e i campi magnetici (IF) sono stati ampiamente utilizzati dall’ingegneria tissutale per migliorare la dinamica cellulare come la proliferazione, la migrazione, la differenziazione, la morfologia e la sintesi molecolare. Tuttavia, variabili come la forza degli stimoli e i tempi di stimolazione devono essere considerati quando si stimolano cellule, tessuti o impalcature. Dato che EFs e IF variano a seconda della risposta cellulare, non è chiaro come costruire dispositivi che generino adeguati stimoli biofisici per stimolare campioni biologici. In effetti, mancano prove relative al calcolo e alla distribuzione quando vengono applicati stimoli biofisici. Questo protocollo è focalizzato sulla progettazione e produzione di dispositivi per generare EFs e IF e sull’implementazione di una metodologia computazionale per prevedere la distribuzione di stimoli biofisici all’interno e all’esterno dei campioni biologici. Il dispositivo EF era composto da due elettrodi paralleli in acciaio inossidabile situati nella parte superiore e inferiore delle colture biologiche. Gli elettrodi erano collegati ad un oscillatore per generare tensioni (50, 100, 150 e 200 Vp-p) a 60 kHz. Il dispositivo MF era composto da una bobina, che era eccitata con un trasformatore per generare una corrente (1 A) e una tensione (6 V) a 60 Hz. Fu costruito un supporto di metacrilato polimetile per localizzare le colture biologiche al centro della bobina. La simulazione computazionale ha chiarito la distribuzione omogenea di EF e IF all’interno e all’esterno dei tessuti biologici. Questo modello computazionale è uno strumento promettente in grado di modificare parametri come tensioni, frequenze, morfologie tissutali, tipi di piastre di pozzo, elettrodi e dimensioni della bobina per stimare gli EF e gli IF per ottenere una risposta cellulare.

Introduction

EFs e IF hanno dimostrato di modificare la dinamica cellulare, stimolando la proliferazione e aumentando la sintesi delle principali molecole associate alla matrice extracellulare dei tessuti1. Questi stimoli biofisici possono essere applicati in diversi modi utilizzando impostazioni e dispositivi specifici. Per quanto riguarda i dispositivi per generare EF, gli stimolatori di accoppiamento diretto utilizzano elettrodi che sono a contatto con campioni biologici in vitro o impiantati direttamente nei tessuti di pazienti e animali in vivo2; tuttavia, vi sono ancora limitazioni e carenze che includono l’insufficiente biocompatibilità da parte degli elettrodi a contatto, cambiamenti nei livelli di pH e ossigeno molecolare1. Al contrario, i dispositivi di accoppiamento indiretto generano EF tra due elettrodi, che sono collocati in parallelo aicampioni biologici 3, consentendo una tecnica alternativa non invasiva per stimolare campioni biologici ed evitare il contatto diretto tra tessuti ed elettrodi. Questo tipo di dispositivo può essere estrapolato a future applicazioni cliniche per eseguire procedure con un’invasione minima al paziente. In relazione ai dispositivi che generano MFs, gli stimolatori di accoppiamento induttivi creano una corrente elettrica variabile nel tempo, che scorre attraverso una bobina che si trova intorno allecolture cellulari 4,5. Infine, esistono dispositivi combinati, che utilizzano EFs e IF statici per generare campi elettromagnetici transitori1. Dato che ci sono diverse configurazioni per stimolare campioni biologici, è necessario considerare variabili come tensione e frequenza quando vengono applicati stimoli biofisici. La tensione è una variabile importante, poiché influenza il comportamento dei tessuti biologici; ad esempio, è stato dimostrato che la migrazione cellulare, l’orientamento e l’espressione genica dipendono dall’ampiezza della tensioneapplicata 3,6,7,8,9,10. La frequenza gioca un ruolo importante nella stimolazione biofisica, poiché è stato dimostrato che queste si verificano naturalmente in vivo. È stato dimostrato che le alte e basse frequenze hanno effetti benefici sulle cellule; in particolare, nei canali di calcio gated di tensione della membrana cellulare o reticolo endoplasmatico, che innescano diverse vie di segnalazione alivello intracellulare 1,7,11.

Secondo quanto sopra, un dispositivo per la generazione di EF è costituito da un generatore di tensione collegato a due condensatori paralleli12. Questo dispositivo è stato implementato da Armstrong et al. Un adattamento di questo dispositivo è stato eseguito da Brighton et al. I fori venivano riempiti da vetri di copertura, dove gli occhiali inferiori venivano utilizzati per coltura di tessuti biologici. Gli elettrodi sono stati posizionati su ogni vetrino di copertura per generareEFs 14. Questo dispositivo è stato utilizzato per stimolare elettricamente condrociti, osteoblasti ed espianto cartilagine, mostrando un aumento della proliferazionecellulare 14,15,16 e sintesimolecolare 3,17. Il dispositivo progettato da Hartig et al. Gli elettrodi erano realizzati in acciaio inossidabile di alta qualità situato in una custodia isolante. Il dispositivo è stato utilizzato per stimolare gli osteoblasti, mostrando un significativo aumento della proliferazione e della secrezioneproteica 18. Il dispositivo utilizzato da Kim et al. Una piastra di coltura è stata progettata per coltura di cellule su una superficie conduttiva con stimolazione elettrica. Gli elettrodi erano rivestiti in oro su piastre disilicio 19. Questo dispositivo è stato utilizzato per stimolare gli osteoblasti, mostrando un aumento della proliferazione e della sintesi del fattore di crescita endoteliale vascolare19e stimolando la produzione di attività fosfatasi alcalina, deposizione di calcio e proteine morfogeniche ossee20. Allo stesso modo, questo dispositivo è stato utilizzato per stimolare il tasso proliferativo e l’espressione del fattore di crescita endoteliale vascolare delle cellule staminali mesenchimali del midollo osseoumano 21. Il dispositivo progettato da Nakasuji et al. Gli elettrodi sono stati costruiti per misurare il potenziale elettrico in 24 punti diversi. Questo dispositivo è stato utilizzato per stimolare i condrociti, dimostrando che le EF non alterano la morfologia cellulare e aumentano la proliferazione e la sintesi molecolare22. Il dispositivo utilizzato da Au et al. Questo stimolatore è stato utilizzato per stimolare cardiomiociti e fibroblasti, migliorando l’allungamento cellulare e l’allineamento deifibroblasti 23.

Diversi dispositivi MF sono stati fabbricati sulla base di bobine Helmholtz per stimolare diversi tipi di campioni biologici. Ad esempio, le bobine di Helmholtz sono state utilizzate per stimolare la proliferazione e la sintesi molecolare dei condrociti24,25, migliorare la sintesi proteoglicana degli espianto cartilaginei articolari26,migliorare l’upregolazione genica correlata alla formazione ossea delle cellule osteoblase27e aumentare la proliferazione e l’espressione molecolare delle cellule endoteliali28. Le bobine Helmholtz generano MF attraverso due bobine situate una di fronte all’altra. Le bobine devono essere posizionate con una distanza pari al raggio delle bobine per garantire un MF omogeneo. Lo svantaggio dell’uso delle bobine Helmholtz risiede nelle dimensioni della bobina, perché devono essere abbastanza grandi da generare l’intensità MF richiesta. Inoltre, la distanza tra le bobine deve essere sufficiente a garantire una distribuzione omogenea delle IF attorno ai tessuti biologici. Per evitare problemi causati dalle bobine Helmholtz, diversi studi sono stati focalizzati sulla produzione di bobine solenoidi. Le bobine solenoidi sono basate su un tubo, che viene avvolto con filo di rame per generare MFs. Gli ingressi del filo di rame possono essere collegati direttamente alla presa o a un alimentatore per energizzare la bobina e creare MFs al centro del solenoide. Più giri ha la bobina, maggiore è l’MF generato. La magnitudine MF dipende anche dalla tensione e dalla corrente applicate per energizzare la bobina29. Bobine solenoidi sono state utilizzate per stimolare magneticamente diversi tipi di cellule come HeLa, HEK293 e MCF730 o cellule staminali mesenchimali31.

I dispositivi utilizzati da autori diversi non hanno considerato né la dimensione adeguata degli elettrodi né la lunghezza corretta della bobina per distribuire in modo omogeneo sia i FE che i IF. Inoltre, i dispositivi generano tensioni e frequenze fisse, limitandone l’uso per stimolare specifici tessuti biologici. Per questo motivo, in questo protocollo viene eseguita una linea guida di simulazione computazionale per simulare sia sistemi capacitivi che bobine per garantire una distribuzione omogenea di EFs e MF su campioni biologici, evitando l’effetto bordo. Inoltre, viene dimostrato che la progettazione di circuiti elettronici genera tensioni e frequenza tra gli elettrodi e la bobina, creando EFs e IF che supereranno i limiti causati dall’impedenza delle piastre e dell’aria della coltura cellulare. Queste modifiche consentiranno la creazione di bioreattori non invasivi e adattivi per stimolare qualsiasi tessuto biologico.

Protocol

1. Simulazione di FEI e IF NOTA: la simulazione di EFs e IF è stata eseguita in multifisica COMSOL. Selezionare una configurazione 2D assimmetrica per rappresentare entrambi i domini elettrico e magnetico. Nella configurazione fisica, selezionate l’interfaccia Corrente elettrica per calcolare ef in elettrodi paralleli o l’interfaccia campo magnetico per calcolare le MF attorno alle bobine. Nella configurazione di studio, selezion…

Representative Results

Simulazione computazionaleLe distribuzioni di FE e MF sono riportate nella figura 3. Da un lato, è stato possibile osservare la distribuzione omogenea dei FE nel sistema capacitivo(figura 3A). L’EF è stato tracciato per osservare in dettaglio l’entità del campo all’interno del campione biologico (figura 3B). Questa simulazione è stata utile per parametrizzare le dimensioni degli elettrodi e produrli per evit…

Discussion

I trattamenti utilizzati per guarire diverse patologie che colpiscono i tessuti umani sono terapie farmacologiche32 o interventi chirurgici33, che cercano di alleviare il dolore localmente o sostituire i tessuti colpiti con espianto o trapianti. Recentemente, la terapia cellulare autologa è stata proposta come terapia alternativa per il trattamento dei tessuti feriti, in cui le cellule sono isolate dal paziente e ampliate, attraverso tecniche in vitro, da impiantare nel si…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano il sostegno finanziario fornito da “Fondo Nacional de Financiamiento para la Ciencia, la Tecnología, y la Innovación -Fondo Francisco José de Caldas- Minciencias” e Universidad Nacional de Colombia attraverso la sovvenzione n. 80740-290-2020 e il sostegno ricevuto da Valteam Tech – Research and Innovation per fornire le attrezzature e il supporto tecnico nell’edizione del video.

Materials

Electrical stimulator
Operational amplifier Motorola LF-353N —-
Quantity: 1
Resistors —- —- 22 kΩ
Quantity: 1
Resistors —- —- 10 kΩ
Quantity: 3
Resistors —- —- 2.6 kΩ
Quantity: 2
Resistors —- —- 2.2 kΩ
Quantity: 1
Resistors —- —- 1 kΩ
Quantity: 1
Resistors —- —- 220 Ω
Quantity: 2
Resistors —- —- 22 Ω
Quantity: 5
Resistors —- —- 10 Ω
Quantity: 1
Resistors —- —- 6.8 Ω
Quantity: 1
Resistors —- —- 3.3 Ω
Quantity: 2
Polyester capacitors —- —- 1 nF
Quantity: 2
Polyester capacitors —- —- 100 nF
Quantity: 1
VHF Band Amplifier Transistor JFET Toshiba 2SK161 —-
Quantity: 1
Power transistor BJT NPN Mospec TIP 31C —-
Quantity: 1
Zener diode Microsemi 1N4148 —-
Quantity: 1
Switch Toogle Switch SPDT – T13 —-
Quantity: 3
Toroidal ferrite core Caracol —- T*22*14*8
Quantity: 1
Cooper wire Greenshine —- AWG – 24
Quantity: 1
Relimate header with female housing ADAFRUIT —- 8 pin connectors
Quantity: 1
Relimate header with female housing ADAFRUIT —- 2 pin connectors
Quantity: 1
Female plug terminal connector JIALUN —- 4mm Lantern Plugs (Plug + Socket) 15 A
Quantity: 1
Aluminum Heat Sink AWIND —- For TIP 31C transistor
Quantity: 1
Led CHANZON —- 5 mm red
Quantity: 1
Integrated circuit socket connector Te Electronics Co., Ltd. —- Double row 8-pin DIP
Quantity: 1
3 pin connectors set STAR —- JST PH 2.0
Quantity: 3
2 pin screw connectors STAR —- For PCB
Quantity: 1
3 pin screw connectors STAR —- For PCB
Quantity: 1
Banana connector test lead JIALUN —- P1041 – 4 mm – 15 A
Quantity: 7
Bullet connectors to banana plug charge lead JIALUN —- 4 mm male-male/female-female adapters – 15 A
Quantity: 1
Case —- —- ABS
Quantity: 1
Electrodes —- —- Stainless – steel
Quantity: 2
Electrode support —- —- Teflon
Quantity: 2
Printed circuit board Quantity: 1
Magnetic stimulator
Cooper wire Greenshine —- AWG – 18
Quantity: 1
AC power plugs —- —- 120 V AC – 60 Hz
Quantity: 1
Banana female connector test lead JIALUN —- 1Set Dual Injection – 4 mm – 15 A
Quantity: 2
Banana male connector test lead JIALUN —- 1Set Dual Injection – 4 mm 15 A
Quantity: 1
Cell culture well plate support —- —- PMMA
Quantity: 1
Fuse Bussmann 2A —-
Quantity: 1
Transformer —- —- 1A – 6 V AC
Quantity: 1
Tube —- —- PVC
Quantity: 1
Variable rheostat MCP BXS150 10 Ω
Quantity: 1
General equipment
Digital dual source  PeakTech DG 1022Z 2 x 0 – 30 V / 0 – 5 A CC / 5 V / 3 A fijo
Quantity: 1
Digital Oscilloscope Rigol DS1104Z Plus 100 MHz, bandwidth, 4 channels
Quantity: 1
Digital multimeter Fluke F179 Voltage CC – CA (1000 V). Current CC – CA 10 A. Frequency 100 kHz
Quantity: 1

References

  1. Balint, R., Cassidy, N. J., Cartmell, S. H. Electrical Stimulation: A Novel Tool for Tissue Engineering. Tissue Engineering Part B: Reviews. 19 (1), 48-57 (2013).
  2. Ercan, B., Webster, T. J. The effect of biphasic electrical stimulation on osteoblast function at anodized nanotubular titanium surfaces. Biomaterials. 31 (13), 3684-3693 (2010).
  3. Brighton, C., Wang, W., Clark, C. The effect of electrical fields on gene and protein expression in human osteoarthritic cartilage explants. The Journal of Bone and Joint Surgery-American. 90 (4), 833-848 (2008).
  4. Baerov, R. M., Morega, A. M., Morega, M. Analysis of magnetotherapy effects for post-traumatic recovery of limb fractures. Revue Roumaine des Sciences Techniques- Série électrotechnique et énergétique. 65 (1-2), 145-150 (2020).
  5. Escobar, J. F., et al. In Vitro Evaluation of the Effect of Stimulation with Magnetic Fields on Chondrocytes. Bioelectromagnetics. 41 (1), 41-51 (2019).
  6. Brighton, C., Wang, W., Clark, C. Up-regulation of matrix in bovine articular cartilage explants by electric fields. Biochemical and Biophysical Research Communications. 342 (2), 556-561 (2006).
  7. Xu, J., Wang, W., Clark, C., Brighton, C. Signal transduction in electrically stimulated articular chondrocytes involves translocation of extracellular calcium through voltage-gated channels. Osteoarthritis and Cartilage. 17 (3), 397-405 (2009).
  8. Xia, Y., et al. Magnetic field and nano-scaffolds with stem cells to enhance bone regeneration. Biomaterials. 183, 151-170 (2018).
  9. Richter, A., Bartoš, M., Ferková, &. #. 3. 8. 1. ;. Physical Analysis of Pulse Low-Dynamic Magnetic Field Applied in Physiotherapy BT. World Congress on Medical Physics and Biomedical Engineering 2018. , 239-245 (2019).
  10. Miyakoshi, J. Effects of static magnetic fields at the cellular level. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 87, 213-223 (2005).
  11. Zhang, K., Guo, J., Ge, Z., Zhang, J. Nanosecond Pulsed Electric Fields (nsPEFs) Regulate Phenotypes of Chondrocytes through Wnt/β-catenin Signaling Pathway. Scientific Reports. 4 (5836), 1-8 (2014).
  12. Brighton, C. T., Unger, A. S., Stambough, J. L. In vitro growth of bovine articular cartilage chondrocytes in various capacitively coupled electrical fields. Journal of Orthopaedic Research. 2 (1), 15-22 (1984).
  13. Armstrong, P. F., Brighton, C., Star, A. M. Capacitively coupled electrical stimulation of bovine growth plate chondrocytes grown in pellet form. Journal of Orthopaedic Research. 6 (2), 265-271 (1988).
  14. Brighton, C., Townsend, P. Increased cAMP production after short-term capacitively coupled stimulation in bovine growth plate chondrocytes. Journal of Orthopaedic Research. 6 (4), 552-558 (1988).
  15. Brighton, C. T., Jensen, L., Pollack, S. R., Tolin, B. S., Clark, C. Proliferative and synthetic response of bovine growth plate chondrocytes to various capacitively coupled electrical fields. Journal of Orthopaedic Research. 7 (5), 759-765 (1989).
  16. Brighton, C. T., Okereke, E., Pollack, S. R., Clark, C. In vitro bone-cell response to a capacitively coupled electrical field. The role of field strength, pulse pattern, and duty cycle. Clinical Orthopaedics and Related Research. 285, 255-262 (1992).
  17. Wang, W., Wang, Z., Zhang, G., Clark, C., Brighton, C. T. Up-regulation of chondrocyte matrix genes and products by electric fields. Clinical Orthopaedics and Related Research. 427, 163-173 (2004).
  18. Hartig, M., Joos, U., Wiesmann, H. P. Capacitively coupled electric fields accelerate proliferation of osteoblast-like primary cells and increase bone extracellular matrix formation in vitro. European Biophysics Journal. 29 (7), 499-506 (2000).
  19. Kim, I. S., et al. Biphasic electric current stimulates proliferation and induces VEGF production in osteoblasts. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molecular Cell Research. 1763 (9), 907-916 (2006).
  20. Kim, I., et al. Novel Effect of Biphasic Electric Current on In Vitro Osteogenesis and Cytokine Production in Human Mesenchymal Stromal Cells. Tissue Engineering Part A. 15, 2411-2422 (2009).
  21. Kim, I., et al. Novel action of biphasic electric current in vitro osteogenesis of human bone marrow mesenchymal stromal cells coupled with VEGF production. Bone. 43, 43-44 (2008).
  22. Nakasuji, S., Morita, Y., Tanaka, K., Tanaka, T., Nakamachi, E. Effect of pulse electric field stimulation on chondrocytes. Asian Pacific Conference for Materials and Mechanics. 1, 13-16 (2009).
  23. Au, H. T. H., Cheng, I., Chowdhury, M. F., Radisic, M. Interactive effects of surface topography and pulsatile electrical field stimulation on orientation and elongation of fibroblasts and cardiomyocytes. Biomaterials. 28 (29), 4277-4293 (2007).
  24. Vanessa, N., et al. In vitro exposure of human chondrocytes to pulsed electromagnetic fields. European Journal of Histochemistry. 51 (3), 203-211 (2007).
  25. Pezzetti, F., et al. Effects of pulsed electromagnetic fields on human chondrocytes: An in vitro study. Calcified Tissue International. 65 (5), 396-401 (1999).
  26. De Mattei, M., et al. Effects of electromagnetic fields on proteoglycan metabolism of bovine articular cartilage explants. Connective Tissue Research. 44 (3-4), 154-159 (2003).
  27. Sollazzo, V., Massari, L., Caruso, A., Mattei, M., Pezzetti, F. Effects of Low-Frequency Pulsed Electromagnetic Fields on Human Osteoblast-Like Cells In Wtro. Electromagnetobiology. 15, 75-83 (2009).
  28. Martino, C. F., Perea, H., Hopfner, U., Ferguson, V. L., Wintermantel, E. Effects of weak static magnetic fields on endothelial cells. Bioelectromagnetics. 31 (4), 296-301 (2010).
  29. Wada, K., et al. Design and implementation of multi-frequency magnetic field generator producing sinusoidal current waveform for biological researches. 2016 18th European Conference on Power Electronics and Applications (EPE’16 ECCE Europe). 2016, 1-8 (2016).
  30. Cho, H., Kim, S., Kim, K. K., Kim, K., Kim, K. Pulsed Electromagnetic Fields Stimulate Cellular Proliferation in Different Types of Cells. IEEE Transactions on Magnetics. 52 (7), 1-4 (2016).
  31. Yan, J., Dong, L., Zhang, B., Qi, N. Effects of extremely low-frequency magnetic field on growth and differentiation of human mesenchymal stem cells. Electromagnetic Biology and Medicine. 29 (4), 165-176 (2010).
  32. Enoch, S., Grey, J. E., Harding, K. G. ABC of wound healing. Non-surgical and drug treatments. BMJ. 332 (7546), 900-903 (2006).
  33. Bhosale, A. M., Richardson, J. B. Articular cartilage: Structure, injuries and review of management. British Medical Bulletin. 87 (1), 77-95 (2008).
  34. Al Hamed, R., Bazarbachi, A. H., Malard, F., Harousseau, J. -. L., Mohty, M. Current status of autologous stem cell transplantation for multiple myeloma. Blood Cancer Journal. 9 (4), 44 (2019).
  35. Massari, L., et al. Biophysical stimulation of bone and cartilage: state of the art and future perspectives. International Orthopaedics. 43 (3), 539-551 (2019).
  36. Naskar, S., Kumaran, V., Basu, B. Reprogramming the Stem Cell Behavior by Shear Stress and Electric Field Stimulation: Lab-on-a-Chip Based Biomicrofluidics in Regenerative Medicine. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 5 (2), 99-127 (2019).
  37. Hunckler, J., de Mel, A. A current affair: electrotherapy in wound healing. Journal of Multidisciplinary Healthcare. 10, 179-194 (2017).
  38. Henry, S. L., Concannon, M. J., Yee, G. J. The effect of magnetic fields on wound healing: experimental study and review of the literature. Eplasty. 8, 393-399 (2008).
  39. Hiemer, B., et al. Effect of electric stimulation on human chondrocytes and mesenchymal stem cells under normoxia and hypoxia. Molecular Medicine Reports. 18 (2), 2133-2141 (2018).
  40. Chao, P. H., et al. Chondrocyte translocation response to direct current electric fields. Journal of Biomechanical Engineering. 122 (3), 261-267 (2000).
  41. Zhao, M., Bai, H., Wang, E., Forrester, J., McCaig, C. Electrical stimulation directly induces pre-angiogenic responses in vascular endothelial cells by signaling through VEGF receptors. Journal of Cell Science. 117 (3), 397-405 (2004).
  42. Li, X., Kolega, J. Effects of direct current electric fields on cell migration and actin filament distribution in bovine vascular endothelial cells. Journal of Vascular Research. 39 (5), 391-404 (2002).
  43. Singh, B., Dixit, A. Multistage amplifier and tuned amplifier. Analog Electronics. , 87-131 (2007).
  44. Esfandiari, E., et al. The effect of high frequency electric field on enhancement of chondrogenesis in human adipose-derived stem cells. Iranian Journal Basic Medical Sciences. 4 (3), 571-576 (2014).
  45. Mardani, M., et al. Induction of chondrogenic differentiation of human adipose-derived stem cells by low frequency electric field. Advanced Biomedical Research. 5 (97), 1-7 (2016).
  46. Karaman, O., Gümüşay, M., Demirci, E. A., Kaya, A. Comparative assessment of pulsed electromagnetic fields (PEMF) and pulsed radio frequency energy (PRFE) on an in vitro wound healing model. International Journal of Applied Electromagnetics and Mechanics. 57, 427-437 (2018).
  47. Glinka, M., et al. Test chambers for cell culture in static magnetic field. Journal of Magnetism and Magnetic Materials. 331, 208-215 (2013).
  48. Vacek, T. P., et al. Electrical stimulation of cardiomyocytes activates mitochondrial matrix metalloproteinase causing electrical remodeling. Biochemical and Biophysical Research Communications. 404 (3), 762-766 (2011).
  49. Okutsu, S., et al. Electric Pulse Stimulation Induces NMDA Glutamate Receptor mRNA in NIH3T3 Mouse Fibroblasts. The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 215 (2), 181-187 (2008).

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Cite This Article
Saiz Culma, J. J., Escobar Huertas, J. F., Garzón-Alvarado, D. A., Vaca-Gonzalez, J. J. Electric and Magnetic Field Devices for Stimulation of Biological Tissues. J. Vis. Exp. (171), e62111, doi:10.3791/62111 (2021).

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