Summary
Aquí, establecemos un modelo nuevo de la rata de Sprague-Dawley (SD) de la trombosis sagital superior del sino (SSS) vía un método del hilo-embolization, y la estabilidad y la confiabilidad del modelo fueron verificadas.
Abstract
Los mecanismos que contribuyen al inicio natural de la trombosis cerebral del sino venoso (CVST) son sobre todo desconocidos, y una variedad de factores incontrolables están implicados en el curso de la enfermedad, dando por resultado grandes limitaciones en la investigación clínica. Por lo tanto, el establecimiento de modelos animales CVST estables que pueden estandarizar una variedad de factores de confusión incontrolables han ayudado a evitar las deficiencias en la investigación clínica. En las últimas décadas, se han construido una variedad de modelos animales CVST, pero los resultados basados en estos modelos han sido inconsistentes e incompletos. Por lo tanto, para explorar más lejos los mecanismos patofisiológicos de CVST, es necesario establecer un modelo animal nuevo y altamente compatible, que tenga valor práctico importante y significación científica para la diagnosis y el tratamiento de CVST. En el actual estudio, un modelo nuevo de la rata de Sprague-Dawley (SD) de la trombosis sagital superior del sino (SSS) fue establecido vía un método del hilo-embolization, y la estabilidad y la confiabilidad del modelo fueron verificadas. Además, evaluamos cambios en flujo de sangre venoso cerebral en ratas después de la formación de CVST. Colectivamente, el modelo de la SSS-trombosis de la SD-rata representa un modelo animal nuevo de CVST que se establezca fácilmente, minimice trauma, rinde buena estabilidad, y permite controlar exactamente la sincronización y la localización isquémicas.
Introduction
La trombosis del seno venoso cerebral (CVST) es una enfermedad rara del sistema venoso cerebral que representa sólo el 0,5-1,0% de todas las causas de accidente cerebrovascular, pero tiene una tasa de ocurrencia relativamente alta en niños y adultos jóvenes1. Durante la autopsia, cvst fue encontrado para ser la causa del 10% de muertes de la enfermedad cerebrovascular2. La trombosis puede ocurrir en cualquier parte del sistema venoso intracraneal. El sino sagital superior (SSS) es una de las áreas lo más comúnmente posible afectadas de CVST y puede implicar los vasos sanguíneos múltiples. Debido a la estenosis u oclusión de los senos venosos, se bloquea el retorno venoso intracraneal, lo que a menudo se acompaña de un aumento de la presión intracraneal3. Las manifestaciones clínicas de CVST son complejas y varían en un plazo determinado; aunque hay una falta de especificidad de los síntomas, los síntomas más comunes incluyen dolor de cabeza (77,2%), convulsiones (42,7%), y déficits neurológicos (39,9%). En casos graves, puede ocurrir coma e incluso la muerte4,5. En los últimos años, debido a la mejora general de las normas médicas y de salud y a la concienciación sobre la salud pública, la proporción de factores de riesgo relacionados ha cambiado, la proporción de traumatismos e infecciones ha disminuido, y la proporción de CVST causada por el embarazo, el puerperio, los anticonceptivos orales y otras razones ha aumentado gradualmente5.
Actualmente, la patogenesia de CVST todavía no se entiende bien. Para explorar CVST en profundidad, se necesita más investigación fisiopatológica. Sin embargo, la mayoría de estos métodos de investigación son invasivos y, por lo tanto, difíciles de implementar clínicamente. Debido a muchas limitaciones de la investigación clínica, los modelos animales tienen ventajas insustituibles en términos de investigación básica y traslacional.
La causa de CVST es compleja, pues su inicio es a menudo desconocido y la localización de la formación del trombo es altamente variable. Afortunadamente, los modelos animales pueden lograr un mejor control de estos factores. En las últimas décadas, se ha establecido una variedad de modelos animales CVST, y cada modelo tiene sus propias desventajas. De acuerdo con los diferentes métodos de producción, se pueden dividir aproximadamente en las siguientes categorías: el modelo simple de ligadura SSS6,7; el acelerador de inyección interna SSS modelo8; la trombosis SSS inducida por cloruro férrico modelo9; la trombosis del SSS fotoquímica inducida por el modelo10; y la embolia-oclusión de auto-oclusión SSS modelo11. Sin embargo, la mayoría de estos modelos son incapaces de evitar el daño invasivo a la corteza cerebral del animal y no son capaces de controlar con precisión el tiempo isquémico y la ubicación. En algunos modelos, el trombo se recanalizará espontáneamente; en otros modelos, el SSS se ocluye permanentemente. Además, las operaciones complicadas y/o lesiones serias pueden afectar a resultados patofisiológicos subsecuentes en estos modelos.
En el actual estudio, un enchufe del hilo fue insertado en el SSS de las ratas de Sprague-Dawley (SD) para establecer con éxito un modelo de CVST que minimizara daño, permitió controlabilidad exacta, y rindió buena estabilidad. Además, la proyección de imagen de resonancia magnética del pequeño-animal (MRI) y la proyección de imagen laser-manchada del sangre-flujo fueron combinadas para verificar la eficacia del modelo. Evaluamos cambios en flujo de sangre cerebral antes y después del establecimiento de nuestro modelo, así como evaluamos la estabilidad de nuestro modelo, sentando una base para otros estudios que exploraban el acontecimiento, el desarrollo, y los mecanismos patofisiológicos relacionados de CVST.
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Protocol
Los procedimientos que involucran a sujetos animales han sido aprobados por el Comité de Normas Médicas y Ética de la Universidad de Medicina de Wenzhou y están de acuerdo con la legislación de China sobre el uso y cuidado de animales de laboratorio.
1. Preparación del tapón de rosca, ratas SD y equipos experimentales
- Utilice una rosca de nylon con un diámetro de 0,28 mm como cuerpo principal del tapón de rosca.
NOTA: La suavidad y dureza del hilo de nylon debe ser moderada. - Cubra un extremo de la rosca de nylon con material de silicona. La longitud de la parte de silicona del tapón de rosca es de aproximadamente 1,2 cm, y el diámetro es de aproximadamente 1,2 mm. El extremo de la cabeza es cónico, y la parte de silicona es cilíndrica. Reserve otros 5-7 cm. El hilo de nylon es fácil de sujetar y se puede cortar de acuerdo con las necesidades específicas después de la operación.
- Use etanol al 75% para remojar el tapón de rosca durante 3 minutos antes de la operación y enjuague cualquier etanol residual con solución salina normal antes de tapar.
- Seleccione 12 ratas sd machos que pesan entre 280 y 320 g, y divídalas aleatoriamente en un grupo simulado y un grupo experimental (n = 6 por grupo). Después de una semana de adaptación ambiental, ayunar las ratas durante 12 h y privarlas de agua durante 4 h antes de la operación.
- Prepare el siguiente equipo experimental necesario para el experimento: una pequeña máquina de anestesia para animales, un instrumento estereotáxico cerebral, un microscopio de disección, un taladro de cráneo de alta velocidad, tijeras, pinzas, pinzas vasculares, un soporte de aguja, un hilo de aguja, una jeringa de 2 ml, un sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser y un escáner de RESONANCIA MAGNÉTICA para animales pequeños.
2. Construcción del modelo de embolización SD-Rat SSS a través de la embolización de rosca
- Coloque la rata SD en una caja de inducción de anestesia y use una máquina anestésica de animales pequeños para administrar isoflurano al 4% para inducir la anestesia. A partir de entonces, use pinzas para confirmar que las extremidades traseras y los dedos de los dedos de los pie de la rata SD no responden a pellizcos moderados.
- Fijar rápidamente el SD ratwith pelo superior afeitado en la posición decúbito prono en un dispositivo esteretáxico del cerebro. Mantener la anestesia con isoflurano al 1,5-2,0% (a una velocidad de 0,5 L/min), y estabilizar la frecuencia respiratoria a 40-60 respiraciones/min. Estabilice la temperatura corporal de la rata a través de una almohadilla térmica a 37±0.2 °C.
- Aplique lubricante oftálmico estéril para los ojos después de que la rata se coloque en el marco estereotáxico para proteger las córneas del secado durante la anestesia.
- Esterilice la superficie en la parte superior de la cabeza de la rata con 5% de povidona yodada alternando tres veces con etanol al 75%. Haga una incisión en la piel (2.0 cm de largo) en el centro de la cabeza, y luego desprenda cuidadosamente la fascia superior y el periostio para exponer completamente el cráneo.
- Confirme las posiciones de la fontanela anterior, la fontanela posterior, la sutura coronal, la sutura sagital y la sutura de espiga.
- Utilice el área entre la sutura coronal y la sutura de espiga como área de observación del flujo sanguíneo. Para evitar que el cráneo afecte la observación durante las imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser, adelgace el cráneo en el área de observación hasta que los vasos sanguíneos sean claramente visibles. El tamaño del cráneo adelgazado debe ser de aproximadamente 1,0 cm × 1,0 cm. Este paso y los siguientes se realizan bajo un microscopio de disección.
- Durante la molienda del cráneo, use solución salina de temperatura normal para enjuagar el taladro repetidamente para evitar quemaduras de alta temperatura en la corteza cerebral.
- Utilice un taladro de alta velocidad para moler el cráneo dentro de una ventana ósea de 6,0 mm x 4,0 mm centrada en bregma para exponer el SSS del área de bregma.
- Use solución salina normal para enfriar el cráneo durante la molienda. Cuando el cráneo se adelgace, use pinzas para extraer cuidadosamente las piezas óseas restantes para evitar el desgarro del SSS.
- Elija un tapón de rosca adecuado, utilice el punto bregma SSS como punto de enchufe, perfítelo cuidadosamente con una aguja de jeringa de 2 ml e inserte rápidamente el cabezal del tapón del hilo en el punto de enchufe.
- En este momento, el ángulo entre el extremo del cabezal del roscado y el SSS debe ser de aproximadamente 30-45°; a continuación, ajuste el ángulo entre el extremo del tapón de rosca y el SSS a 0-10 grados, e inserte lentamente el SSS en el centro hasta que la cabeza alcance el borde posterior de la confluencia sinusal. A partir de entonces, cortar la parte sobrante de la cola.
NOTA: El sangrado rápido puede ocurrir cuando se pincha el SSS. Si el extremo del tapón de rosca no se puede insertar rápidamente en el punto del tapón a la vez, utilice una pequeña gasa o bola de algodón para presionar suavemente el punto del tapón mientras se desliza lentamente hacia abajo para exponer el punto del tapón con cuidado y, a continuación, inserte rápidamente el extremo del perno del cable en el SSS. Después de insertar el tapón del hilo, si hay sangrado en el punto del tapón, se pueden usar materiales hemostáticos como una esponja de gelatina para detener el sangrado.
- En este momento, el ángulo entre el extremo del cabezal del roscado y el SSS debe ser de aproximadamente 30-45°; a continuación, ajuste el ángulo entre el extremo del tapón de rosca y el SSS a 0-10 grados, e inserte lentamente el SSS en el centro hasta que la cabeza alcance el borde posterior de la confluencia sinusal. A partir de entonces, cortar la parte sobrante de la cola.
3. Detección de flujo sanguíneo en la superficie cerebral de ratas SD
- Utilice una fuente de luz láser para iluminar uniformemente el área de observación del flujo sanguíneo. La luz reflejada es recogida por una cámara y se transmite a una computadora para su análisis. Utilice los siguientes ajustes de parámetros para el sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser: longitud de onda: λ = 785 nm; y tiempo de exposición de la imagen: T = 10 ms.
- Centre el área de observación del flujo sanguíneo sd-rata en el campo de visión del sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser y lleve a cabo un monitoreo continuo del flujo sanguíneo en la superficie del cerebro durante 2 min. Recoja y procese los datos del flujo de sangre antes y después del embolization para cada rata del SD, y obtenga el mapa laser-manchado del sangre-flujo del área observada.
- Enjuague repetidamente el área operada con solución salina normal para lavar los desechos y residuos óseos. Suturar la piel (0#hilo) y desinfectar con yodoforo.
- Mantener la temperatura corporal hasta que la rata se despierte después de la cirugía y luego la casa en una sola jaula con comida y agua proporcionada ad libitum. El grupo de la farsa no se puede enchufar.
- Una vez completada la recopilación de datos, realice el procesamiento posterior.
- Selección completa de la región de interés (ROI) a través de las herramientas proporcionadas por el software del sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser. Los valores obtenidos son el valor promedio del flujo sanguíneo en el ROI y los valores locales del flujo sanguíneo cerebral antes y después de la embolización. Utilice el valor del flujo sanguíneo antes de la embolización como valor basal.
- Seleccione cuatro ROIs y mida el cambio relativo en el flujo sanguíneo cerebral en cada ROI, expresado como el cambio porcentual del valor basal.
4. Detección de la posición del hilo en pequeños animales MRI
- Utilice los siguientes parámetros de imágenes ponderadas por T2 (T2WI) para el sistema de imágenes de RM: tiempo de eco (TE) = 33 ms, tiempo de repetición (TR) = 3000 ms, número de excitación (NEX) = 4, rebanadas = 28, espesor de la rebanada = 0,8 mm, tamaño de la matriz = 256 * 256 mm2,ángulo de volteo = 80 °, campo de visión (FOV) = 30 * 30 mm2,tiempo de escaneo = 6 min 24 s; Los parámetros de resonancia magnética de la angiografía (MRA) fueron fijados como sigue: TE = ms 4,4, TR = 12 ms, NEX = 4, rebanadas = 80, grueso de la rebanada = 0,4 milímetros, tamaño de la matriz = 256*256milímetros 2,ángulo de la vuelta = 80°, FOV = 30*30milímetros 2,tiempo de la exploración = 16 minutos 23 sec 40 ms.
- Fije el animal en la mesa de exploración de MRI, calibre la posición del cerebro colocando la exploración, y realice la exploración de la secuencia de T2WI y de MRA después de confirmar la posición.
- Use anestesia continua a través de la máquina de anestesia animal durante la detección. Entonces, euthanize las ratas del SD por la inyección intraperitoneal del pentobarbital excesivo.
- Adquisición de imágenes y post-procesamiento: después de recopilar los datos de la imagen, con el fin de observar el estado del tapón de rosca en el SSS más claramente, utilice el método de mejora de pseudo color para mostrar la imagen T2WI del cerebro de la rata.
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Representative Results
Para establecer el modelo de trombosis SSS sd-rata a través del método de sutura, la sutura debe prepararse de antemano (Figura 1A), y el equipo necesario para el experimento (Figura 1B) debe ser preparado. Debido a la naturaleza delicada de la operación, la preparación del modelo debe completarse bajo un microscopio de disección. Los pasos principales se muestran en la Figura 2. Para facilitar la descripción de los detalles específicos de la observación del flujo sanguíneo del modelo, la Figura 3B marca el área de observación del flujo sanguíneo, la ventana ósea y el punto de tapón, y también muestra el estado del tapón de rosca insertado en el SSS(Figura 3C). Una vez finalizada la preparación del modelo, se utilizan imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser para detectar el flujo sanguíneo en la superficie cerebral de las ratas SD(Figura 4A,B). La Figura 4C muestra que el flujo sanguíneo en el SSS y las venas puente (BVs) fueron disminuidos significativamente en comparación con los de la arteria cerebral media (MCA) y capilares (CAPs). A continuación, se utiliza la RMN de animales pequeños para detectar el estado del tapón de rosca en el SSS desde la posición horizontal(Figura 5A),la posición sagital(Figura 5B)y la posición coronal(Figura 5C). Las imágenes muestran que el tapón de rosca está en su lugar, lo que confirma la embolización del SSS.
Figura 1. Imagen de embolia de hilo y condiciones experimentales. (A)Imagen de la embolia de hilo hecha a sí mismo (a: cabeza de embolia de hilo, b: cuerpo de embolia de hilo). Barra de escala = 5 mm. (B) Equipo principal requerido para este experimento. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 2. Los pasos principales del modelo de la SD-rata SSS-trombosis. (A)Sujete los dedos de los dedos de los miembros traseros de la rata SD con fórceps para verificar el éxito de la anestesia. (B) Fijar la rata SD en un dispositivo estereotáxico y esterilizar la superficie en la parte superior de la cabeza. (C)Cortar la piel. (D) Desprenda la fascia superior y el periostio, y exponga completamente el cráneo. (E) Taladrar y pulir el área de observación y el cráneo de la ventana ósea hasta que los vasos sanguíneos sean claramente visibles. (F) Retire cuidadosamente los fragmentos óseos en la ventana ósea con fórceps para evitar el desgarro del SSS. (G) Seleccione un tapón de rosca adecuado. (H)Utilice una aguja de jeringa para perforar el punto del tapón e inserte el tapón del hilo rápidamente. (I) Ajuste el ángulo entre el tapón de rosca y el SSS. (J) Inserte la sutura lentamente. (K) hasta que la punta alcanza el borde posterior de la confluencia sinusal. (L) Suturar el cuero cabelludo. Haga clic aquí para ver una versión más amplia de esta figura.
Figura 3. Observación y operación de ratas SD. (A) Las señales anatómicas del cráneo superior de las ratas sd fueron exhibidas para facilitar la localización de SSS (a: bregma, b: bregma posterior). (B) El área redondeada-rectangular roja es el área de observación del flujo sanguíneo, y el área azul redondeada-rectangular es la ventana ósea. El área circular roja es el punto de enchufe, y la flecha apunta al seno sagital superior. (C) Estado del enchufe insertado en el SSS desde el punto del enchufe (flecha azul). La flecha blanca apunta al cuerpo del tapón, mientras que la flecha roja apunta a la cabeza del hilo. Barra de escala = 2 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. Comparación del flujo sanguíneo antes y después de la inserción de la hilo-embolia. proyección de imagen Laser-manchada del sangre-flujo de sangre del flujo de sangre cerebral de las ratas del SD(a)antes y(b)después del embolization. La columna de azul a rojo de la derecha representa el rango de valores de flujo sanguíneo de pequeño a grande. En (A), el ROI seleccionado está marcado (a: SSS, b: BV, c: MCA, d: CAP). (C)Se muestra un gráfico de barras del flujo sanguíneo cerebral relativo (FEBIC). El análisis unidireccional de la varianza reveló flujo de sangre perceptiblemente disminuido en el SSS y el BV (# P <0,001 contra el MCA y el CASQUILLO; * P <0,001 contra el MCA y el CASQUILLO). Barra de escala = 1 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5. Resultados de la verificación por RMN. La RESONANCIA MAGNÉTICA de animales pequeños muestra el estado del tapón de rosca (mostrado por la flecha negra) en el SSS desde las posiciones horizontal(A),sagital(B)y coronal(C). Barra de escala = 2 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Modelo animal CVST | Limitaciones |
| modelo simple de la SSS-ligadura | daño de la corteza cerebral, permanentemente ocluido |
| Modelo de acelerador de inyección interna SSS | daño de la corteza cerebral, recanalizar espontáneamente, tiempo isquémico y localización inexacta |
| modelo de trombosis SSS inducida por cloruro férrico | daño de la corteza cerebral, recanalizar espontáneamente |
| modelo fotoquímico-inducido de la trombosis de SSS | daño de la corteza cerebral, recanalizar espontáneamente |
| modelo de embolia-oclusión hecho a sí mismo | daño de la corteza cerebral, operaciones permanentemente ocluidas y complicadas |
Tabla 1: Desventajas de los modelos animales CVST.
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Discussion
En este estudio, un nuevo tipo de modelo de CVST fue establecido con éxito insertando un enchufe de rosca hecho a sí mismo en el SSS de ratas SD. Además, la proyección de imagen laser-manchada del sangre-flujo y el pequeño-animal MRI fueron combinados para supervisar cambios en flujo de sangre en la superficie del cerebro de ratas del SD antes y después del embolization para estandardizar la sincronización y la localización isquémicas.
En 1989, Longa et al. hicieron un modelo reversible de oclusión de MCA insertando retrógradamente una sutura de nylon hecha a sí mismo en la arteria carótida externa de ratas12. Para mejorar la estabilidad de este modelo, desde entonces se han introducido varios métodos mejorados13. Este modelo de oclusión de MCA permite una sincronización y ubicación isquémica precisa, es fácil de recanalizar y ha sido ampliamente utilizado en la investigación básica que investiga el accidente cerebrovascular arterial cerebral14,15. En el presente estudio, basándose en el diseño del modelo MCAO, se estableció un nuevo modelo CVST mediante la inserción de un tapón de rosca hecho a sí mismo en el centro de la posición de partida SSS.
Para dilucidar los mecanismos patógenos de la CVST, se han establecido e implementado una variedad de modelos animales (Tabla 1). El modelo simple de ligadura SSS no puede evitar daños en la corteza cerebral del animal6,7. El modelo de trombosis SSS inducida por cloruro férrico también causa inevitablemente daños en la corteza cerebral del animal debido a la toxicidad del cloruro férrico9. Como modelo alternativo, se puede insertar un tapón de rosca en el SSS para evitar por completo el contacto con la corteza cerebral, lo que puede ayudar a mitigar cualquier daño cortical. El modelo SSS interno-inyección-acelerador utiliza un método fotoquímico para inducir trombosis con posibilidad de recanalización8; este modelo utiliza un tapón de rosca de nylon hecho a sí mismo para inducir la embolización confiable en una ubicación fija. La embolia utilizada en el modelo de embolia-oclusión hecho a sí mismo es difícil de establecer, lo que aumenta el daño a las células endoteliales vasculares y no puede ser recanalizado11. El tapón de rosca de hecho a sí mismo utilizado en este modelo está hecho de hilo de nylon y gel de sílice. Estos materiales tienen una textura flexible y una superficie relativamente lisa, que minimizan el daño causado por el propio material a la corteza cerebral y a las células endoteliales SSS durante el proceso de modelado. Hay diferencias individuales en el diámetro del SSS en ratas del SD. Para descartar la influencia de este parámetro, la especificación del tapón de rosca se determina en función de los datos obtenidos de múltiples mediciones del SSS y la experiencia operativa de uno. Además, tal lesión se recupera fácilmente después de que se saca el tapón, lo que proporciona la posibilidad de recanalización SSS posterior.
Este actual estudio estableció con éxito un modelo nuevo de CVST que minimizó daño, permitió controlabilidad exacta, y rindió buena estabilidad. Además, mri del pequeño-animal y la proyección de imagen laser-manchada del sangre-flujo fueron combinadas para verificar la estabilidad del modelo y para evaluar sangre cerebral antes y después del embolization. Tomados juntos, los actuales resultados y protocolo proporcionan una base para otros estudios que exploran la ocurrencia, el desarrollo, y los mecanismos patofisiológicos relacionados de CVST.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.
Acknowledgments
Este estudio fue apoyado por la Fundación de Investigación Científica para los Talentos de Alto Nivel de la Universidad de Medicina Tradicional China de Fujian (X2019002-talents).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mL syringe | Becton,Dickinson and Company | 301940 | |
| brain stereotaxic instrument | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| dissecting microscope | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| high-speed skull drill | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | 78046 | |
| laser-speckle blood-flow imaging system | Wuhan SIM Opto-technology Co. | SIM BFI-HR PRO | |
| needle holder | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F31022-12 | |
| needle thread | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F33303-08 | |
| scissors | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | S13029-14 | |
| silica gel | Heraeus Kulzer | 302785 | |
| small animal anesthesia machine | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | R540 | |
| small-animal MRI | Bruker Medical GmbH | Biospec 94/30 USR | |
| tweezers | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F11029-11 | |
| vascular forceps | Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd | F22003-09 |
References
- Bousser, M. G., Ferro, J. M. Cerebral venous thrombosis: an update. Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).
- Guenther, G., Arauz, A. Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update. Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).
- Stam, J. Thrombosis of the cerebral veins and sinuses. New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).
- Einhäupl, K., et al. EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients. European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).
- Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review. Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).
- Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion. Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).
- Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model. Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).
- Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis. Stroke. 24 (4), (1993).
- Röttger, C., et al. A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes. Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).
- Chen, C., et al. Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis. Neuroscience. 306, 39-49 (2015).
- Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
- Wang, E., et al. Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI. Neuroimage. 191, (2019).
- Liu, C., et al. Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment. Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).
