Summary
Ziel dieses Manuskripts ist es, eine sonographiebasierte Methode vorzustellen, die eine in vivo Abbildung des Blutflusses in Hirnarterien bei Mäusen ermöglicht. Wir demonstrieren seine Anwendung zur Bestimmung von Veränderungen der Blutflussgeschwindigkeiten im Zusammenhang mit Vasospasmus in murinen Modellen von Subarachnoidalblutungen (SAH).
Abstract
Zerebraler Vasospasmus, der in den Wochen nach der Subarachnoidalblutung auftritt, eine Art hämorrhagischer Schlaganfall, trägt zu einer verzögerten zerebralen Ischämie bei. Ein Problem, das in experimentellen Studien mit murinen Modellen von SAH aufgetreten ist, ist, dass Methoden zur In-vivo-Überwachung des zerebralen Vasospasmus bei Mäusen fehlen. Hier demonstrieren wir die Anwendung von Hochfrequenz-Ultraschall zur Durchführung transkraniler Duplex-Sonographieuntersuchungen an Mäusen. Mit der Methode konnten die arteria carotis interna (ICA) identifiziert werden. Die Blutflussgeschwindigkeiten in den intrakraniellen ICAs wurden nach Induktion von SAH signifikant beschleunigt, während die Blutflussgeschwindigkeiten in den extrakraniellen ICAs niedrig blieben, was auf einen zerebralen Vasospasmus hindeutet. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die hier demonstrierte Methode eine funktionelle, nichtinvasive In-vivo-Überwachung des zerebralen Vasospasmus in einem murinen SAH-Modell ermöglicht.
Introduction
Spontane Subarachnoidalblutung (SAH) ist eine Form des hämorrhagischen Schlaganfalls, die hauptsächlich durch den Bruch eines intrakraniellen Aneurysms verursacht wird1. Das neurologische Ergebnis wird hauptsächlich von zwei Faktoren beeinflusst: frühe Hirnverletzung (EBI), die durch die Auswirkungen der Blutung und der damit verbundenen vorübergehenden globalen zerebralen Ischämie verursacht wird, und verzögerte zerebrale Ischämie (DCI), die in den Wochen nach der Blutung auftritt2,3. Es wurde berichtet, dass DCI bis zu 30% der SAH-Patienten betraf2. Die Pathophysiologie von DCI beinhaltet angiographische zerebrale Vasospasmus, eine gestörte Mikrozirkulation, die durch Mikrovasospasmen und Mikrothrombosen verursacht wird, kortikale Ausbreitungsdepressionen und Effekte, die durch Entzündungen ausgelöst werden4. Leider bleibt die genaue Pathophysiologie unklar und es gibt keine Behandlung, die DCI3wirksam verhindert. Daher wird DCI in vielen klinischen und experimentellen Studien untersucht.
Heutzutage verwenden die meisten experimentellen Studien über SAH Kleintiermodelle, insbesondere bei Mäusen5,6,7,8,9,10,11,12,13. In solchen Studien wird häufig der zerebrale Vasospasmus als Endpunkt untersucht. Es ist üblich, den Grad des Vasospasmus ex vivo zu bestimmen. Denn es fehlen nichtinvasive Methoden zur In-vivo-Untersuchung des zerebralen Vasospasmus, die eine kurze Anästhesiezeit erfordern und den Tieren nur wenig Stress auferlegen. Eine Untersuchung des zerebralen Vasospasmus in vivo wäre jedoch von Vorteil. Dies liegt daran, dass es longitudinale In-vivo-Studien an Vasospasmus bei Mäusen ermöglichen würde (d. H. Bildgebung von zerebralem Vasospasmus zu verschiedenen Zeitpunkten während der Tage nach der Induktion von SAH). Dies würde die Vergleichbarkeit der zu verschiedenen Zeitpunkten erfassten Daten verbessern. Darüber hinaus ist die Verwendung eines Längsschnittstudiendesigns eine Strategie, um die Anzahl der Tiere zu reduzieren.
Hier demonstrieren wir die Verwendung von hochfrequenten transkraniellem Ultraschall zur Bestimmung des Blutflusses in Hirnarterien bei Mäusen. Wir zeigen, dass ähnlich wie bei der transkraniellen Dopplersonographie (TCD) oder der transkraniellen farbcodierten Duplexsonographie (TCCD) in der klinischen Praxis14,15,16,17,18- diese Methode zur Überwachung des zerebralen Vasospasmus verwendet werden kann, indem die Blutflussgeschwindigkeiten der intrakraniellen Arterien nach SAH-Induktion im murinen Modell gemessen werden.
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Protocol
Die Tierversuche wurden vom zuständigen Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz genehmigt und nach dem Tierschutzgesetz (TierSchG) durchgeführt. Alle geltenden internationalen, nationalen und institutionellen Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Tieren wurden befolgt. In dieser Studie führten wir Messungen der Blutflussgeschwindigkeiten intrakranieller und extrakranieller Arterien bei weiblichen C57BL / 6N-Mäusen im Alter von 11-12 Wochen mit einem Körpergewicht zwischen 19-21 g durch. Die Mäuse wurden entweder einer SAH-Induktion oder einer Scheinoperation unterzogen, die an anderer Stelle ausführlich beschrieben wurde10,12,13.
1. Materialaufbereitung
- Schalten Sie das Ultraschallgerät ein und geben Sie die Tier-ID ein.
- Erwärmen Sie die Heizplatte des Ultraschallsystems auf 37 °C. Stellen Sie sicher, dass der rektale Temperaturfühler einsatzbereit ist.
- Verwenden Sie ein Wasserbad, um das Ultraschallgel auf 37 °C zu erhitzen. Bereiten Sie Haarentfernungscreme, Kontaktcreme für die Elektroden und Augensalbe vor.
2. Anästhesie
- Induzieren Sie die Anästhesie, indem Sie die Maus für 1 minute in eine Kammer geben, die mit 4% Isofluran und 40% O2 gespült ist. Schützen Sie die Augen mit Augensalbe. Fahren Sie erst fort, nachdem eine ausreichend tiefe Betäubung erreicht wurde (Keine Reaktionen auf Schmerzreize).
- Halten Sie die Anästhesie mit 1,5% Isofluran und 40% O2 mit einer Anästhesiemaske während des gesamten Eingriffs aufrecht.
3. Bestimmung der Durchblutungsgeschwindigkeiten der intrakraniellen inneren Halsschlagadern mit transkranieller Hochfrequenz-Duplexsonographie
- Stellen Sie die Maus in Bauchlage auf die Heizplatte des Ultraschallsystems, um eine Körpertemperatur von 37 °C aufrechtzuerhalten.
- Die vier Extremitäten des Tieres mit leitfähiger Paste beschichten und mit Klebeband auf den in die Platine eingebetteten EKG-Elektroden befestigen. Überprüfen Sie, ob die physiologischen Parameter (EKG, Atemsignal) korrekt auf dem Bildschirm des bildgebenden Systems (z.B. Vevo3100) angezeigt werden. Passen Sie bei Bedarf das Anästhesieniveau an, um eine Zielherzfrequenz von 400-500 Schlägen pro Minute (bpm) zu erhalten.
- Legen Sie das Gleitmittel auf einen rektalen Temperaturfühler und setzen Sie es vorsichtig ein, um die Körpertemperatur zu überwachen. Verwenden Sie bei Bedarf eine zusätzliche Wärmelampe.
- Vor der ersten Untersuchung das Fell am Hinterhaupt chemisch mit Haarentfernungscreme entfernen. Verwenden Sie einen Wattestäbchen, um die Creme zu verteilen und reiben Sie sie für 2 Minuten, bis die Haare ausfallen.
- Nach weiteren 2 Minuten die Creme und die Haare mit einem Spatel entfernen und die Haut mit einem alkoholischen Hautantiseptikum desinfizieren. Mit auf 37 °C erwärmtem Ultraschallgel beschichten.
- Verwenden Sie einen linearen Array-Wandler mit 38 MHz und eine Bildrate von über 200 Bildern/s, um Ultraschallbilder zu erfassen und die Sonde im mechanischen Arm zu fixieren. Platzieren Sie den Wandler auf dem um 30° nach hinten geneigten Hinterhaupt.
- Verwenden Sie den Brightness-(B)-Modus und den Color-Wave-(CW) Doppler-Modus, um die richtige intrakranielle innere Halsschlagader zu visualisieren und den Wandler mit der Steuereinheit hin und her zu bewegen, bis der maximale Fluss der Arterien gefunden ist.
- Um anatomische Informationen zu sammeln, verwenden Sie den traditionellen B-Modus und CW-Doppler-Modus und starten Sie die Erfassung, indem Sie auf die Schaltfläche Erfassen klicken.
- Um Informationen über die Fließeigenschaften der intrakraniellen Gefäße aufzuzeichnen, klicken Sie auf die Pulswellen-Dopplertaste (PW), platzieren Sie das Probenvolumen in der Mitte des Gefäßes und erhalten Sie eine Cine-Schleife, die länger als 3 s ist.
- Gehen Sie mit der linken Seite identisch vor.
- Fahren Sie mit den extrakraniellen Halsschlagadern fort.
4. Bestimmung der Durchblutungsgeschwindigkeiten der extrakraniellen inneren Halsschlagadern mit Hochfrequenz-Duplexsonographie
- Stellen Sie die Maus in Rückenlage auf die Heizplatte des Ultraschallsystems, um eine Körpertemperatur von 37 °C aufrechtzuerhalten.
- Die vier Extremitäten des Tieres mit leitfähiger Paste beschichten und mit Klebeband auf den in die Platine eingebetteten EKG-Elektroden befestigen. Überprüfen Sie erneut die korrekte Anzeige der physiologischen Parameter auf dem Bildschirm.
- Entfernen Sie vor der ersten Untersuchung die Haare am vorderen Hals chemisch, indem Sie eine Haarentfernungscreme wie oben beschrieben verwenden. Den vorderen Hals mit auf 37 °C erwärmtem Ultraschallgel beschichten.
- Verwenden Sie einen linearen Array-Wandler mit 38 MHz und eine Bildrate von über 200 Bildern/s, um Ultraschallbilder zu erfassen. Platzieren Sie den Wandler parallel zum Tier und passen Sie die Position an, um Längsbilder der rechten Halsschlagader zu erhalten.
- Verwenden Sie den Brightness-(B)-Modus und den Color-wave-(CW) Doppler-Modus, um die richtige Halsschlagader zu visualisieren. Das Bild sollte die rechte gemeinsame Halsschlagader (RCC), die rechte arteria carotis interna (RICA) und die rechte äußere Halsschlagader (RECA) enthalten.
- Um anatomische Informationen zu sammeln, verwenden Sie den traditionellen B-Modus und CW-Doppler-Modus und starten Sie die Erfassung, indem Sie auf die Schaltfläche Erfassen klicken.
- Um Informationen über die Fließeigenschaften der Extrakranialen Halsschlagader aufzuzeichnen, klicken Sie auf die Pulswellentaste (PW), platzieren Sie das Probenvolumen in der Mitte der Mitte der Halsschlagader, der Arteria carotis interna und der Arteria carotis externa und erhalten Sie eine Cine-Schleife, die länger als 3 s ist.
- Gehen Sie mit der linken Seite identisch vor.
- Beenden Sie die Anästhesie und entfernen Sie das Tier von der Wärmeplatte. Bringen Sie das Tier in einen Käfig zurück, der in einem auf 37 ° C erhitzten Inkubator für 1 Stunde platziert wird, um Unterkühlung zu verhindern und die vollständige Genesung zu überprüfen.
5. Verarbeitung von Ultraschalldaten
- Verwenden Sie einen externen Arbeitsplatz für die Nachbearbeitung der hochfrequenten Ultraschalldaten. Exportieren Sie die Bilder und Cine-Loops im B-Modus, CW-Doppler-Modus und PW-Doppler-Modus.
- Öffnen Sie die exportierte Ultraschallstudie. Wählen Sie ein Tier aus und öffnen Sie die PW-Doppler-Cine-Schleife der intrakraniellen Halsschlagader. In diesem Protokoll werden typischerweise 7 bis 8 Herzschläge und entsprechende Strömungsgeschwindigkeitskurven aufgezeichnet.
- Halten Sie die Cine-Schleife an und klicken Sie auf die Schaltfläche Messung. Wählen Sie das Gefäßpaket und klicken Sie auf RICA PSV, um den systolischen Spitzendruck (PSV) zu messen. Klicken Sie nun links auf die Spitze einer Geschwindigkeitskurve und ziehen Sie die gerade Linie zur Nulllinie. Bestimmen Sie die Messung per Klick mit der rechten Maustaste.
- Wählen Sie nun RICA EDV, um die enddiastolische Geschwindigkeit (EDV) zu messen. Klicken Sie links auf minimalen Ausschlag der Geschwindigkeitskurve am Ende der Diastole. Ziehen Sie die Linie gerade auf die Nulllinie und bestimmen Sie die Messung durch einen Klick mit der rechten Maustaste.
- Wählen Sie RICA VTI, um das Geschwindigkeitszeitintegral (VTI) zu messen. Klicken Sie am Anfang einer Geschwindigkeitskurve links und folgen Sie der Kurve mit der Maus bis zum Ende des diastolischen Plateaus. Klicken Sie dann erneut nach rechts, um die Messung zu bestimmen.
- Exportieren Sie die Daten der intrazerebralen internen Halsschlagadern mithilfe der Berichtsschaltfläche. Klicken Sie auf Exportieren und speichern Sie die Daten als VSI-Berichtsdatei.
- Verwenden Sie den gleichen Ansatz, um PSV, EDV und VTI der richtigen extrakraniellen internen Halsschlagadern zu messen und die Daten entsprechend zu exportieren.
- Gehen Sie mit der linken Seite identisch vor.
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Representative Results
Bei 6 Mäusen, bei denen SAH mit dem endovaskulären Filamentperforationsmodell induziert wurde, während 3 eine Scheinoperation erhielten, wurden die Blutflussgeschwindigkeiten der intrakraniellen inneren Halsschlagader (ICA) und der extrakraniellen ICA einen Tag vor der Operation und 1, 3 und 7 Tage nach der Operation bestimmt. Die Messungen wurden im Rahmen der Echokardiographie-Untersuchungen einer anderen Studie unter Betäubung mit Isofluran unter Beibehaltung der Körpertemperatur bei 37 °C19durchgeführt.
Vor der Operation waren die extra- und intrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten sowie die Quotienten des intra- und extrakraniellen Blutflusses zwischen SAH- und Scheintieren ähnlich. Am ersten Tag nach der SAH-Induktion gab es keine wesentlichen Veränderungen der intra- oder extrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten oder des Verhältnisses des intra- und extrakraniellen Blutflusses.
An den Tagen 3 und 7 stiegen die intrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten der ICA bei 2 der SAH-Tiere deutlich an, was auf einen zerebralen Vasospasmus nach SAH hindeutet. Da die extrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten nahezu unverändert blieben, stieg auch das Verhältnis der intra- / extrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten am Tag 7 bei den SAH-Tieren signifikant an, was auf einen zerebralen Vasospasmus hindeutet.
Repräsentative Duplex-Sonographie-Aufnahmen von intra- und extrakranieller ICA sind in Abbildung 1 dargestellt. Der Verlauf der Blutflussgeschwindigkeiten ist in Abbildung 2 dargestellt.
Abbildung 1 Repräsentative Duplexsonographiebefunde der intra- und extrakraniellen ICA . (A) zeigt repräsentative Befunde der intrakraniellen ICA am Tag 7 nach SAH-Induktion oder Scheinoperation. Beachten Sie die beschleunigte Blutflussgeschwindigkeit nach SAH. (B) zeigt repräsentative Befunde der extrakraniellen ICA an Tag 7 nach SAH-Induktion oder Scheinoperation. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2 Blutflussgeschwindigkeiten bei SAH und scheinbetriebenen Mäusen Blutflussgeschwindigkeiten in der rechten intrakraniellen (A, D) und extrakraniellen (B, E) ICA. (C) Und (F) zeigen die Verhältnisse der intra- und extrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten. Das obere Panel (A-C) zeigt mittlere Blutflussgeschwindigkeiten, das untere Panel (D-F) zeigt maximale Blutflussgeschwindigkeiten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Nach unserem besten Wissen ist diese Studie die erste, die ein Protokoll zur Überwachung des zerebralen Vasospasmus in einem murinen Modell von SAH mit hochfrequenten transkraniellen farbcodierten Duplex-Ultraschall vorstellt. Wir zeigen, dass diese Methode eine Erhöhung der intrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten nach SAH-Induktion bei Mäusen messen kann. In der Humanmedizin ist dieses Phänomen bekannt3,15. Mehrere klinische Studien haben gezeigt, dass erhöhte Blutflussgeschwindigkeiten der großen intrakraniellen Arterien und ein erhöhter Quotient aus intra- und extrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten eine funktionelle Folge der Gefäßverengung sind und mit angiographischem Vasospasmus korrelieren (überprüft in15). In der klinischen Praxis ist es daher üblich, TCD oder TCCD zur nicht-invasiven Überwachung des zerebralen Vasospasmus am Krankenbett nach SAH3,15zuverwenden.
DCI ist ein signifikanter Faktor, der das neurologische Ergebnis nach nicht-traumatischem SAHbeeinflusst 2,3. Da die Pathophysiologie von DCI noch unklar ist und wirksame Strategien zur Prävention und Behandlung von DCI fehlen, steht sie im Fokus der klinischen und experimentellen Forschung. Da der Vasospasmus der Hirnarterien zur DCI beiträgt, bewerten viele Studien den zerebralen Vasospasmus als Endpunkt5,6,7,8,9,11,12,20. Während früher große Tiere häufig in experimentellen Studien zu SAH verwendet wurden, gab es in den letzten Jahren eine Verschiebung hin zu Kleintiermodellen, insbesondere zu murinen Modellen21. Ein Problem ist jedoch, dass bildgebende Verfahren für zerebrale Vasospasmus, die in der Humanmedizin eingesetzt werden, nicht direkt auf Mäuse und andere Kleintiere übertragen werden können. Klinische Sonographiegeräte liefern keine ausreichende Auflösung, um den zerebralen Vasospasmus bei Mäusen zu überwachen. Es besteht die Möglichkeit der Kleintier-MRT oder CT-Untersuchung22. Diese Methoden sind jedoch kosten- und zeitintensiv. Darüber hinaus verursachen sie aufgrund der Dauer der Bildgebungsprotokolle und der Kontrastanwendung Stress bei den Tieren. Darüber hinaus ist mit diesen In-vivo-Methoden auch eine präzise Messung von Durchmessern oder Volumina von intrakraniellen Gefäßsegmenten begrenzt. In SAH-Studien mit Mäusen ist es daher üblich, den Grad des zerebralen Vasospasmus ex vivo5,6,7,8,9,11,12,20zu bestimmen. Die hier vorgestellte Methode ist schnell, reduziert die Anästhesiezeit für die Untersuchung auf weniger als 10 Minuten und induziert daher vermutlich nur wenig Stress bei den Tieren. Die Untersuchung ist nichtinvasiv und zeigt eine ausreichende Auflösung, um die Blutflussgeschwindigkeiten großer intrakranieller Gefäße (ICA und mittlere Hirnarterie) zu visualisieren und zu bestimmen. Es wäre daher gut geeignet für die funktionelle Überwachung des zerebralen Vasospasmus in Längsschnittstudien, bei denen dieselben Tiere zu verschiedenen Zeitpunkten untersucht werden. In Studien, die keine Histologie oder andere Gewebeuntersuchungen zusammen mit den Untersuchungen auf Vasospasmus erfordern, könnte ein longitudinaler Studiendesign verwendet werden, um die Anzahl der Tiere zu reduzieren. Für zukünftige Studien, die sich auf die Modulation des Vasospasmus nach SAH konzentrieren, sollte die Bestimmung von Blutgasen zum Zeitpunkt der ultrasonographischen Bestimmung der zerebralen Blutflussgeschwindigkeiten durchgeführt werden.
Die hier gezeigte Methode enthält mehrere kritische Schritte, die bei methodischen Problemen überprüft werden sollten. Es ist wichtig, dass die Körpertemperatur des Tieres während des gesamten Eingriffs konstant gehalten wird. Mäuse entwickeln nach Induktion der Anästhesie schnell eine Hypothermie, wenn sie nicht erwärmt werden (z. B. mit einer Heizplatte). Hypothermie kann die Ergebnisse der Messungen verändern. Aus diesem Zusammenhang sollte das Ultraschallgel vor der Anwendung auch in einem Wasserbad auf 37 °C erwärmt werden. Zweitens, um die Messungen zu standardisieren, ist es notwendig, dass der Winkel, in dem die Ultraschallsonde angewendet wird, zwischen den Untersuchungen konstant ist. Es ist daher notwendig, das Tier sorgfältig zu positionieren. Die Ultraschallsonde sollte nicht freihändig verwendet werden, sondern auf einer Halterung mit einem Mikromanipulator montiert werden, um eine Insonation in einer definierten Position und einem definierten Winkel zu ermöglichen. Darüber hinaus ist es wichtig, konstante technische Einstellungen des Ultraschallgeräts innerhalb einer Versuchsreihe zu verwenden, um technische Schwankungen zu reduzieren. Drittens ist zu beachten, dass die Duplex-Untersuchung in der Zeit unmittelbar nach der SAH-Induktion nicht durchführbar ist. Während dieser Zeit führt ein erhöhter intrakranieller Druck zu einer zerebralen Hypoperfusion, die die Anwendung der transkraniellen Duplexsonographie einschränkt. Die Duplexuntersuchung der während der Operation exponierten extrakraniellen Halsschlagader zur SAH-Induktion kann darüber hinaus durch chirurgische Artefakte beeinträchtigt werden.
Abschließend wollen wir die Grenzen und zukünftigen Richtungen der hier vorgestellten Methode diskutieren. Ähnlich wie tcD oder TCCD in der klinischen Praxis können wir den Gefäßdurchmesser nicht direkt messen. Eine Beschleunigung der Durchblutungsgeschwindigkeiten der Hirnarterien könnte daher auch durch zerebrale Hyperperfusion verursacht werden. Klinische Studien zeigten jedoch eine Korrelation zwischen einer beschleunigten Blutflussgeschwindigkeit und einem angiographischen Vasospasmus15. Darüber hinaus beobachteten wir keine zerebrale kortikale Hyperperfusion nach SAH-Induktion in dem hier verwendeten murinen Modell19, und die Zunahme der intrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten wurde von einer Erhöhung der Quotienten der intra- und extrakraniellen Blutflussgeschwindigkeiten der ICA begleitet, was in einer klinischen Studie23auf Vasospasmus hindeutete. Wir gehen daher davon aus, dass die beschleunigten Blutflussgeschwindigkeiten auch im SAH-Mausmodell auf vasospasmus hinweisen, obwohl es wie bei der klinischen Anwendung der Doppler-Ultraschalluntersuchung nicht möglich ist, zwischen Vasospasmus und zerebraler Hyperperfusion mit hyperdynamischem Fluss zu unterscheiden. Zweitens lässt die funktionelle Überwachung der zerebralen Blutflussgeschwindigkeiten nur Rückschlüsse auf den zerebralen Vasospasmus zu. Eine direkte Bildgebung und Quantifizierung der zerebralen Perfusion im Rahmen von DCI ist nicht möglich. Dennoch ist zu beachten, dass die Bestimmung der zerebralen Perfusion mit Ultraschall in einer klinischen Anwendung berichtet wurde24. Wir spekulieren daher, dass die ultrasonographische Quantifizierung der zerebralen Perfusion bei Mäusen in Zukunft verfügbar sein wird. Eine diesbezügliche Modifikation der Methode würde dann Nicht nur Rückschlüsse auf vasospasmus der großen Gefäße, sondern auch auf mikrozirkulatorische Störungen zulassen. Drittens haben klinische Studien eine hohe Abhängigkeit der Prüfärzte von transkraniellen Ultraschallstudien am Krankenbett berichtet17,25. Dies ist jedoch vermutlich nicht der Fall für die hier gezeigte experimentelle Anwendung, da die Einstellungen in experimentellen Studien stark standardisiert und kontrolliert sind und bei Mäusen die bildgebende Auflösung eine eindeutige Identifizierung der zu analysierenden Gefäßsegmente ermöglichte. Schließlich ist es ein Nachteil, dass der Vasospasmus an definierten anatomischen Positionen bestimmt wird. Vasospasmus benachbarter Segmente könnte sich daher der Auswertung entziehen. Es sollte jedoch beachtet werden, dass dieses Problem auch bei anderen Methoden zur Bestimmung des Vasospasmus auftritt. Eine Maßnahme zur Reduzierung von Fehlern aus dieser Quelle in zukünftigen experimentellen Studien wäre die Bestimmung der zerebralen Blutflussgeschwindigkeiten mehrerer intrakranieller Gefäßsegmente.
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Disclosures
Die Autoren erklären keine Interessenkonflikte.
Acknowledgments
Die Autoren danken Stefan Kindel für die Vorbereitung der Illustrationen im Video. PW, MM und SHK wurden vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF 01EO1503) gefördert. Die Arbeit wurde durch einen Large Instrumentation Grant der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG INST 371/47-1 FUGG) unterstützt. MM wurde durch ein Stipendium der Else Kröner-Fresenius-Stiftung (2020_EKEA.144) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balea hair removal creme | Balea; Germany | ASIN B0759XM39V | hair removal creme |
| C57BL/6N mice | Janvier; Saint-Berthevin Cedex, France | n.a. | mice |
| Corneregel | Bausch&Lomb; Rochester, NY, USA | REF 81552983 | eye ointment, lube |
| cotton swabs | Hecht Assistent; Sondenheim vor der Röhn, Germany | REF 44302010 | cotton swabs |
| Ecco-XS razor | Tondeo; Soligen, Germany | DE 28693396 | razor |
| Electrode cream | GE; Boston, MA, USA | REF 21708318 | conductive paste |
| Heating plate | Medax; Kiel, Germany | 2005-205-01 | |
| Isoflurane | Abvie; Wiesbaden, Germany | n.a. | volatile anesthetic |
| Leukofix | BSN medical; Hamburg, Germany | REF 02137-00 | tape |
| Mechanical arm + micromanipulator | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | P/N 11277 | |
| Microbac tissues | Paul Hartmann AG; Hamburg, Germany | REF 981387 | antimicrobial tissues |
| MZ400, 38 MHz linear array transducer | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | REF 51068-30 | ultrasound transducer |
| Sonosid | ASID Bonz GmbH; Herrenberg, Germany | REF 782010 | ultrasonography gel |
| Ultrasound platform with heating plate and ECG-recording | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | P/N 11179 | |
| UniVet-Porta | Groppler; Oberperasberg, Germany | S/N BKGM0437 | isoflurane vaporizer |
| Vevo3100 | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | REF 51073-45 | ultrasonography device |
| VevoLab software | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | n.a. | evaluation software |
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