Summary
Целью этой рукописи является представление метода на основе сонографии, который позволяет in vivo визуалировать кровоток в мозговых артериях у мышей. Показано его применение для определения изменений скоростей кровотока, связанных с спазмом сосудов в мышиных моделях субарахноидального кровоизлияния (САГ).
Abstract
Церебральный спазм сосудов, возникающий через недели после субарахноидального кровоизлияния, разновидность геморрагического инсульта, способствует задержке ишемии головного мозга. Проблема, встречаемая в экспериментальных исследованиях с использованием мышиных моделей SAH, заключается в том, что отсутствуют методы мониторинга in vivo церебрального спазма сосудов у мышей. Здесь мы демонстрируем применение высокочастотного ультразвука для выполнения транскраниальных дуплексных сонографических исследований на мышах. С помощью метода можно было идентифицировать внутренние сонные артерии (ICA). Скорости кровотока в внутричерепных ICO значительно ускорялись после индукции SAH, в то время как скорости кровотока в экстракраниальных ICO оставались низкими, что указывает на церебральный спазм сосудов. В заключение, метод, продемонстрированный здесь, позволяет осуществлять функциональный, неинвазивный in vivo мониторинг церебрального вазоспазма в мышиной модели SAH.
Introduction
Спонтанное субарахноидальное кровоизлияние (САГ) является формой геморрагического инсульта, в основном вызванного разрывом внутричерепной аневризмы1. На неврологический исход в основном влияют два фактора: ранняя черепно-мозговая травма (ЭБР), которая вызвана последствиями кровотечения и связанной с ним транзиторной глобальной ишемии головного мозга, и отсроченная ишемия головного мозга (ДКИ), которая возникает в течение недель после кровотечения2,3. Сообщалось, что DCI затрагивает до 30% пациентов с САГ2. Патофизиология DCI включает ангиографический церебральный спазм сосудов, нарушенную микроциркуляцию, вызванную микровасоспазмами и микротромбозом, кортикальные распространяющиеся депрессии и эффекты, вызванные воспалением4. К сожалению, точная патофизиология остается неясной, и нет доступного лечения, которое эффективно предотвращает DCI3. Поэтому DCI исследуется во многих клинических и экспериментальных исследованиях.
В настоящее время большинство экспериментальных исследований SAH используют модели мелких животных, особенно у мышей5,6,7,8,9,10,11,12,13. В таких исследованиях церебральный спазм сосудов часто исследуется как конечная точка. Принято определять степень спазма сосудов ex vivo. Это связано с тем, что отсутствуют неинвазивные методы исследования in vivo церебрального спазма сосудов, требующие короткого времени анестезии и наносящие лишь небольшой дистресс животным. Тем не менее, обследование церебрального спазма вазоса in vivo будет выгодным. Это связано с тем, что это позволило бы проводить продольные исследования in vivo по спазму сосудов у мышей (т. Е. Визуализация церебрального спазма сосудов в разные моменты времени в течение нескольких дней после индукции SAH). Это повысило бы сопоставимость данных, полученных в разные моменты времени. Кроме того, использование продольного дизайна исследования является стратегией сокращения численности животных.
Здесь мы демонстрируем использование высокочастотного транскраниального ультразвука для определения кровотока в мозговых артериях у мышей. Показано, что, подобно транскраниальной допплерографии (ТХД) или транскраниальной цветной дуплексной сонографии (ТКХД) в клинической практике14,15,16,17,18,этот метод может быть использован для мониторинга церебрального спазма сосудов путем измерения скоростей кровотока внутричерепных артерий после индукции САУ в мышиной модели.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эксперименты на животных были одобрены ответственным комитетом по уходу за животными (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz) и проведены в соответствии с Немецким законом о благополучии животных (TierSchG). Были соблюдена все применимые международные, национальные и институциональные руководящие принципы по уходу за животными и их использованию. В этом исследовании мы провели измерения скоростей кровотока внутричерепных и экстракраниальных артерий у самок мышей C57BL/6N в возрасте 11-12 недель с массой тела 19-21 г. Мышей подвергали либо индукционной САХ, либо фиктивной хирургии, которая была подробно описана в другом месте10,12,13.
1. Подготовка материалов
- Включите ультразвуковой аппарат и введите идентификатор животного.
- Нагреть нагревательную пластину ультразвуковой системы до 37 °C. Убедитесь, что ректальный датчик температуры готов к использованию.
- Используйте водяную баню, чтобы нагреть ультразвуковой гель до 37 °C. Приготовьте крем для удаления волос, контактный крем для электродов и глазную мазь.
2. Анестезия
- Индуцируют анестезию, помещая мышь в камеру, промытую 4% изофлураном и 40% O2 в течение 1 мин. Защитите глаза глаз глазной мазью. Продолжают только после того, как будет достигнута достаточно глубокая анестезия (отсутствие реакций на болевые раздражители).
- Поддерживайте анестезию с 1,5% изофлураном и 40% O2 с помощью анестезии маски на протяжении всей процедуры.
3. Определение скоростей кровотока внутричерепных внутренних сонных артерий с помощью транскраниальной высокочастотной дуплексной сонографии
- Поместите мышь в положение лежа на нагревательной пластине ультразвуковой системы для поддержания температуры тела 37 °C.
- Покрывайте четыре конечности животного проводящей пастой и закрепляйте их скотчем на электродах ЭКГ, встроенных в доску. Проверьте, правильно ли отображаются физиологические параметры (ЭКГ, сигнал дыхания) на экране системы визуализации (например, Vevo3100). При необходимости корректируют уровень анестезии для получения целевой частоты сердечных сокращений 400-500 ударов в минуту (уд/мин).
- Поместите смазку на ректальный температурный зонд и осторожно вставьте его, чтобы контролировать температуру тела. При необходимости используйте дополнительную нагревательную лампу.
- Перед первым обследованием удалите мех на затылочном затылочном химическом методе с помощью крема для удаления волос. Используйте ватный тампон для намазыва и растирайте крем в течение 2 минут, пока волоски не начнут выпадать.
- Через дополнительные 2 мин удалите крем и волоски шпателем и продезинфицируйте кожу спиртовым антисептиком для кожи. Покрыть ультразвуковым гелем, подогретым до 37 °C.
- Используйте линейный преобразователь с частотой 38 МГц и частоту кадров выше 200 кадров/с для получения ультразвуковых изображений и фиксации зонда в механическом рычаге. Поместите преобразователь на затылку, наклоненный назад на 30°.
- Используйте режим яркости (B) и доплеровский режим цветной волны (CW) для визуализации правой внутричерепной внутренней сонной артерии и перемещения датчика с блоком управления назад и вперед, пока не будет найден максимальный поток артерий.
- Для сбора анатомической информации используйте традиционный B-mode и CW-doppler-режим и начните сбор, нажав на кнопку Acquire.
- Для записи информации о характеристиках потока внутричерепных сосудов нажмите кнопку Pulse-Wave (PW) Doppler, поместите объем образца в центр сосуда и приобретите кинопетлю длиной более 3 с.
- Действуйте аналогично с левой стороны.
- Продолжают проводить экстракраниальные сонные артерии.
4. Определение скоростей кровотока экстракраниальных внутренних сонных артерий с помощью высокочастотной дуплексной сонографии
- Поместите мышь в положение лежа на спине на нагревательной пластине ультразвуковой системы для поддержания температуры тела 37 °C.
- Покрывайте четыре конечности животного проводящей пастой и закрепляйте их скотчем на электродах ЭКГ, встроенных в доску. Проверьте еще раз правильность отображения физиологических параметров на экране.
- Перед первым обследованием удалите волосы на передней шее химическим путем, используя крем для удаления волос, как описано выше. Обработать переднюю шею ультразвуковым гелем, нагретым до 37 °C.
- Используйте линейный преобразователь массива 38 МГц и частоту кадров выше 200 кадров/с для получения ультразвуковых изображений. Поместите преобразователь параллельно животному и отрегулируйте положение, чтобы получить продольные изображения правой сонной артерии.
- Используйте режим яркости (B) и доплеровский режим цветной волны (CW) для визуализации правой сонной артерии. Изображение должно содержать правую общую сонную артерию (RCC), правую внутреннюю сонную артерию (RICA) и правую наружную сонную артерию (RECA).
- Для сбора анатомической информации используйте традиционный B-mode и CW-doppler-режим и начните сбор, нажав на кнопку Acquire.
- Для записи информации о характеристиках потока экстракраниальной сонной артерии нажмите кнопку Pulse-Wave (PW) Doppler, поместите объем образца в центр середины общей сонной артерии, внутренней сонной артерии и наружной сонной артерии и приобретите кинопетлю длиной более 3 с.
- Действуйте аналогично с левой стороны.
- Прекратите анестезию и выньте животное из согревающей пластины. Верните животное в клетку, помещенную в инкубатор, нагретый до 37 °C, в течение 1 часа, чтобы предотвратить переохлаждение и проверить полное выздоровление.
5. Обработка данных УЗИ
- Используйте внешнюю рабочую станцию для постобработки высокочастотных ультразвуковых данных. Экспортируйте изображения b-режимов, CW-доплеровских и PW-доплеровских режимов и киноциклов.
- Откройте экспортируемый ультразвуковой кабинет. Выберите одно животное и вскройте ПВ-допплеровскую кинопетку внутричерепной сонной артерии. В этом протоколе обычно регистрируется от 7 до 8 сердечных сокращений и соответствующих кривых скорости потока.
- Приостановите цикл кино и нажмите кнопку Измерение. Выберите сосудистый пакет и нажмите на RICA PSV, чтобы измерить пиковое систолическое давление (PSV). Теперь нажмите влево на пик кривой скорости и потяните прямую линию к нулевой линии. Определите измерение одним щелчком правой кнопки мыши.
- Теперь выберите RICA EDV для измерения конечной скорости (EDV). Нажмите влево на минимальную сыпь кривой скорости в конце диастолы. Потяните линию прямо к нулевой линии и определите измерение щелчком правой кнопкой мыши.
- Выберите RICA VTI для измерения интеграла времени скорости (VTI). Щелкните влево в начале кривой скорости и следуйте по кривой мышью до конца диастолического плато. Затем нажмите правую кнопку еще раз, чтобы определить измерение.
- Экспортируйте данные внутримозговых внутренних сонных артерий с помощью кнопки отчета. Нажмите экспорт и сохраните данные в виде файла отчета VSI.
- Используйте тот же подход для измерения ПСВ, ЭДВ и ВТИ правых экстракраниальных внутренних сонных артерий и экспортируйте данные соответствующим образом.
- Действуйте аналогично с левой стороны.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
У 6 мышей, у 3 из которых SAH индуцировали с использованием модели перфорации эндоваскулярной нити, в то время как у 3 была получена фиктивная операция, скорости кровотока внутричерепной внутренней сонной артерии (ICA) и экстракраниальной ICA были определены за день до операции и через 1, 3 и 7 дней после операции. Измерения проводились в рамках эхокардиографических исследований другого исследования под наркозом изофлураном при сохранении температуры тела на уровне 37 °C19.
До операции скорости вне- и внутричерепного кровотока, а также коэффициенты внутри- и экстракраниального кровотока были сходны между SAH и фиктивными животными. В первые сутки после индукции САГ не наблюдалось серьезных изменений скоростей внутри- или экстракраниального кровотока или соотношений внутри- и экстракраниального кровотока.
На 3 и 7 день скорости внутричерепного кровотока ИКА заметно увеличились у 2 животных САУ, что указывает на церебральный спазм сосудов после САУ. Поскольку скорости экстракраниального кровотока оставались почти неизменными, соотношение скоростей внутри- / экстракраниального кровотока также значительно увеличилось на 7-й день у животных SAH, что указывает на церебральный спазм сосудов.
Репрезентативные дуплексные сонографические записи внутри- и экстракраниальной ИКА показаны на рисунке 1. Течение скоростей кровотока показано на рисунке 2.
Рисунок 1 Результаты репрезентативной дуплексной сонографии внутри- и экстракраниальной ИКА. (A) показывает репрезентативные результаты внутричерепной ИКА на 7-й день после индукции САХ или фиктивной операции. Обратите внимание на ускоренную скорость кровотока после SAH. (B) показывает репрезентативные результаты экстракраниальной ИКА на 7-й день после индукции САГ или фиктивной операции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2 Скорости кровотока у SAH и фиктивно управляемых мышей Скорости кровотока в правой внутричерепной (A, D) и экстракраниальной (B, E) ICA. (C) И (F) показывают соотношения скоростей внутри- и экстракраниального кровотока. Верхняя панель (A-C) показывает средние скорости кровотока, нижняя панель (D-F) показывает пиковые скорости кровотока. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Насколько нам известно, это исследование является первым, в котором представлен протокол мониторинга церебрального спазма сосудов в мышиной модели SAH с высокочастотным транскраниальным цветным дуплексным ультразвуком. Показано, что этот метод может измерять увеличение скоростей внутричерепного кровотока после индукции SAH у мышей. В медицине человека это явление хорошо известно3,15. Несколько клинических исследований показали, что повышенные скорости кровотока крупных внутричерепных артерий и повышенный коэффициент внутри- и экстракраниальных скоростей кровотока являются функциональным следствием сужения сосудов и коррелируют с ангиографическим спазмом сосудов (рассмотрено в15). Поэтому в клинической практике принято использовать TCD или TCCD для неинвазивного прикроватного мониторинга церебрального спазма сосудов после SAH3,15.
DCI является значимым фактором, влияющим на неврологический исход после нетравматических SAH2,3. Поскольку патофизиология DCI все еще неясна, а эффективные стратегии профилактики и лечения DCI отсутствуют, она находится в центре внимания клинических и экспериментальных исследований. Поскольку спазм сосудов мозговых артерий способствует DCI, многие исследования оценивают церебральный вазоспазм как конечную точку5,6,7,8,9,11,12,20. В то время как ранее крупные животные часто использовались в экспериментальных исследованиях SAH, в последние годы произошел сдвиг в сторону моделей мелких животных, особенно к мышиным моделям21. Однако проблема заключается в том, что методы визуализации церебрального спазма сосудов, используемые в медицине человека, не могут быть напрямую перенесены на мышей и других мелких животных. Оборудование для клинической сонографии не дает достаточного разрешения для мониторинга церебрального спазма сосудов у мышей. Существует возможность проведения мелкими животными МРТ илиКТ 22. Однако эти методы являются дорогостоящими и трудоемкими. Кроме того, они вызывают дистресс у животных из-за продолжительности протоколов визуализации и контрастного применения. Кроме того, точное измерение диаметров или объемов сегментов внутричерепных сосудов также ограничено этими методами in vivo. Поэтому в исследованиях SAH с использованием мышей принято определять степень церебрального спазма сосудов ex vivo5,6,7,8,9,11,12,20. Метод, представленный здесь, является быстрым, сокращая время анестезии для обследования до менее чем 10 минут, и поэтому, по-видимому, вызывает лишь небольшой стресс у животных. Обследование является неинвазивным и демонстрирует достаточную разрешательную способность для визуализации и определения скоростей кровотока крупных внутричерепных сосудов (ИКА и средней мозговой артерии). Поэтому он хорошо подходит для функционального мониторинга церебрального спазма сосудов в продольных исследованиях, исследуя одних и тех же животных в разные моменты времени. В исследованиях, не требующих гистологии или других исследований тканей вместе с обследованиями на спазм сосудов, для уменьшения численности животных может быть использована продольная конструкция исследования. Для будущих исследований, направленных на модуляцию спазма сосудов после САУ, определение газов крови должно быть выполнено во время ультрасонографического определения скоростей мозгового кровотока.
Показанный здесь метод содержит несколько критических шагов, которые следует пересмотреть в случае возникновения методологических проблем. Очень важно, чтобы температура тела животного поддерживалась постоянной в течение всей процедуры. У мышей быстро развивается гипотермия после индукции анестезии, если их не согреть (например, с помощью нагревательной пластины). Гипотермия может изменить результаты измерений. Из-за этого ультразвуковой гель также следует нагревать до 37 °C на водяной бане перед применением. Во-вторых, для стандартизации измерений необходимо, чтобы угол, под которым применяется ультразвуковой зонд, был постоянным между обследованиями. Поэтому необходимо осторожно расположить животное. Ультразвуковой зонд не должен использоваться свободной рукой, а должен быть установлен на держателе с микроманипулятором, чтобы обеспечить инсонацию в определенном положении и под определенным углом. Кроме того, крайне важно использовать постоянные технические настройки ультразвукового устройства в экспериментальной серии, чтобы уменьшить технические вариации. В-третьих, следует отметить, что дуплексное обследование неосуществимо в срок сразу после индукции САУ. В этот период повышенное внутричерепное давление приводит к церебральной гипоперфузии, что ограничивает применение транскраниальной дуплексной сонографии. Дуплексное исследование экстракраниальной сонной артерии, подвергаемой воздействию во время операции для индукции SAH, также может быть нарушено хирургическими артефактами.
Наконец, мы хотим обсудить ограничения и будущие направления метода, представленного здесь. Подобно TCD или TCCD в клинической практике, мы не можем напрямую измерить диаметр сосуда. Поэтому ускорение скоростей кровотока мозговых артерий также может быть вызвано гиперперфузией головного мозга. Однако клинические исследования показали корреляцию между ускоренной скоростью кровотока и ангиографическим спазмомсосудов 15. Кроме того, мы не наблюдали гиперперфузии коры головного мозга после индукции SAH в мышиной модели, используемой здесь19,и увеличение скоростей внутричерепного кровотока сопровождалось увеличением коэффициентов внутри- и экстракраниальных скоростей кровотока ICA, что, как сообщалось, указывало на спазм сосудов в клиническом исследовании23. Поэтому мы предполагаем, что ускоренные скорости кровотока также указывают на спазм сосудов в мышиной модели SAH, хотя, как и при клиническом применении допплерографии, невозможно различить спазм сосудов и гиперперфузию головного мозга с гипердинамическим потоком. Во-вторых, функциональный мониторинг скоростей мозгового кровотока позволяет только делать выводы о церебральном спазме сосудов. Прямая визуализация и количественная оценка церебральной перфузии в контексте DCI невозможны. Тем не менее, следует отметить, что определение церебральной перфузии с помощью УЗИ было сообщено в клиническом применении24. Поэтому мы предполагаем, что ультрасонографическая количественная оценка церебральной перфузии у мышей станет доступной в будущем. Модификация метода в этом отношении позволила бы тогда делать выводы не только о спазме сосудов крупных сосудов, но и о микроциркуляторных нарушениях. В-третьих, клинические исследования сообщили о высокой зависимости исследователя от прикроватной транскраниальной ультрасонографии17,25исследований. Однако это, по-видимому, не относится к экспериментальному применению, показанному здесь, из-за высоко стандартизированных и контролируемых настроек в экспериментальных исследованиях, а также потому, что у мышей разрешение изображения позволило четко идентифицировать сегменты сосудов для анализа. Наконец, недостатком является то, что спазм сосудов определяется в определенных анатомических положениях. Таким образом, спазм сосудов соседних сегментов может избежать оценки. Следует, однако, отметить, что эта проблема возникает и при других методах определения спазма сосудов. Мерой по уменьшению ошибок из этого источника в будущих экспериментальных исследованиях будет определение скоростей мозгового кровотока нескольких сегментов внутричерепных сосудов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить Стефана Кинделя за подготовку иллюстраций в видео. PW, MM и SHK были поддержаны Федеральным министерством образования и исследований Германии (BMBF 01EO1503). Работа была поддержана Крупным инструментационным грантом Немецкого исследовательского фонда (DFG INST 371/47-1 FUGG). ММ был поддержан грантом От Эльзы Крёнер-Фрезениус-Stiftung (2020_EKEA.144).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Balea hair removal creme | Balea; Germany | ASIN B0759XM39V | hair removal creme |
| C57BL/6N mice | Janvier; Saint-Berthevin Cedex, France | n.a. | mice |
| Corneregel | Bausch&Lomb; Rochester, NY, USA | REF 81552983 | eye ointment, lube |
| cotton swabs | Hecht Assistent; Sondenheim vor der Röhn, Germany | REF 44302010 | cotton swabs |
| Ecco-XS razor | Tondeo; Soligen, Germany | DE 28693396 | razor |
| Electrode cream | GE; Boston, MA, USA | REF 21708318 | conductive paste |
| Heating plate | Medax; Kiel, Germany | 2005-205-01 | |
| Isoflurane | Abvie; Wiesbaden, Germany | n.a. | volatile anesthetic |
| Leukofix | BSN medical; Hamburg, Germany | REF 02137-00 | tape |
| Mechanical arm + micromanipulator | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | P/N 11277 | |
| Microbac tissues | Paul Hartmann AG; Hamburg, Germany | REF 981387 | antimicrobial tissues |
| MZ400, 38 MHz linear array transducer | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | REF 51068-30 | ultrasound transducer |
| Sonosid | ASID Bonz GmbH; Herrenberg, Germany | REF 782010 | ultrasonography gel |
| Ultrasound platform with heating plate and ECG-recording | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | P/N 11179 | |
| UniVet-Porta | Groppler; Oberperasberg, Germany | S/N BKGM0437 | isoflurane vaporizer |
| Vevo3100 | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | REF 51073-45 | ultrasonography device |
| VevoLab software | VisualSonics; FujiFilm, Toronto, CA | n.a. | evaluation software |
References
- Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Spontaneous subarachnoid haemorrhage. Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).
- Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature Reviews Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).
- Francoeur, C. L., Mayer, S. A. Management of delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. Critical Care. 20 (1), 277 (2016).
- van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. , (2017).
- Altay, T., et al. A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice. J Neurosci Methods. 183 (2), 136-140 (2009).
- Momin, E. N., et al. Controlled delivery of nitric oxide inhibits leukocyte migration and prevents vasospasm in haptoglobin 2-2 mice after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (5), 937-945 (2009).
- Froehler, M. T., et al. Vasospasm after subarachnoid hemorrhage in haptoglobin 2-2 mice can be prevented with a glutathione peroxidase mimetic. Journal of Clinical Neuroscience. 17 (9), 1169-1172 (2010).
- Provencio, J. J., Altay, T., Smithason, S., Moore, S. K., Ransohoff, R. M. Depletion of Ly6G/C(+) cells ameliorates delayed cerebral vasospasm in subarachnoid hemorrhage. Journal of Neuroimmunology. 232 (1-2), 94-100 (2011).
- Kamp, M. A., et al. Evaluation of a murine single-blood-injection SAH model. PLoS One. 9 (12), 114946 (2014).
- Luh, C., et al. The Contractile Apparatus Is Essential for the Integrity of the Blood-Brain Barrier After Experimental Subarachnoid Hemorrhage. Translational Stroke Research. , (2018).
- Neulen, A., et al. A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
- Neulen, A., et al. Large Vessel Vasospasm Is Not Associated with Cerebral Cortical Hypoperfusion in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage. Translational Stroke Research. , (2018).
- Neulen, A., et al. Neutrophils mediate early cerebral cortical hypoperfusion in a murine model of subarachnoid haemorrhage. Scientific Reports. 9 (1), 8460 (2019).
- Neulen, A., et al. Volumetric analysis of intracranial vessels: a novel tool for evaluation of cerebral vasospasm. Int J Comput Assist Radiol Surg. 14 (1), 157-167 (2019).
- Washington, C. W., Zipfel, G. J. Participants in the International Multi-disciplinary Consensus Conference on the Critical Care Management of Subarachnoid, H. Detection and monitoring of vasospasm and delayed cerebral ischemia: a review and assessment of the literature. NeuroCritical Care. 15 (2), 312-317 (2011).
- Greke, C., et al. Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of defined segments of intracranial arteries. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 25 (1), 55-61 (2013).
- Neulen, A., Prokesch, E., Stein, M., Konig, J., Giese, A. Image-guided transcranial Doppler sonography for monitoring of vasospasm after subarachnoid hemorrhage. Clinical Neurology and Neurosurgery. 145, 14-18 (2016).
- Neulen, A., et al. Image-Guided Transcranial Doppler Ultrasound for Monitoring Posthemorrhagic Vasospasms of Infratentorial Arteries: A Feasibility Study. World Neurosurgery. 134, 284-291 (2020).
- Neulen, A., et al. Correlation of cardiac function and cerebral perfusion in a murine model of subarachnoid hemorrhage. Scientific Reports. 11 (1), 3317 (2021).
- Neulen, A., et al. A segmentation-based volumetric approach to localize and quantify cerebral vasospasm based on tomographic imaging data. PLoS One. 12 (2), 0172010 (2017).
- Marbacher, S., et al. Systematic Review of In Vivo Animal Models of Subarachnoid Hemorrhage: Species, Standard Parameters, and Outcomes. Translational Stroke Research. , (2018).
- Figueiredo, G., et al. Comparison of digital subtraction angiography, micro-computed tomography angiography and magnetic resonance angiography in the assessment of the cerebrovascular system in live mice. Clinical Neuroradiology. 22 (1), 21-28 (2012).
- Lindegaard, K. F., Nornes, H., Bakke, S. J., Sorteberg, W., Nakstad, P. Cerebral vasospasm diagnosis by means of angiography and blood velocity measurements. Acta Neurochirurgica. 100 (1-2), 12-24 (1989).
- Cassia, G. S., Faingold, R., Bernard, C., Sant'Anna, G. M. Neonatal hypoxic-ischemic injury: sonography and dynamic color Doppler sonography perfusion of the brain and abdomen with pathologic correlation. American Journal of Roentgenology. 199 (6), 743-752 (2012).
- Shen, Q., Stuart, J., Venkatesh, B., Wallace, J., Lipman, J. Inter observer variability of the transcranial Doppler ultrasound technique: impact of lack of practice on the accuracy of measurement. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 15 (3-4), 179-184 (1999).
