Summary
Dit protocol beschrijft de verzameling menselijke aortakleppen geëxtraheerd tijdens chirurgische aortaklepvervangingsprocedures of uit cadaverische weefsel, en de daaropvolgende isolatie, uitbreiding en karakterisering van patiëntspecifieke primaire klep endotheel- en interstitiële cellen. Inbegrepen zijn belangrijke details over de processen die nodig zijn om de levensvatbaarheid van cellen en fenotypespecificiteit te garanderen.
Abstract
Calcific aortic valve disease (CAVD) is aanwezig bij bijna een derde van de oudere bevolking. Verdikking, verstijving en verkalking van de aortaklep veroorzaakt aortastenose en draagt bij aan hartfalen en beroerte. Ziektepathogenese is multifactorieel en spanningen zoals ontsteking, extracellulaire matrixremodellering, turbulente stroming en mechanische stress en spanning dragen bij aan de osteogene differentiatie van klep endotheel- en klepinterstitiële cellen. De precieze initiërende factoren die de osteogene overgang van een gezonde cel naar een verkalkende cel aansturen, zijn echter niet volledig gedefinieerd. Verder is de enige huidige therapie voor CAVD-geïnduceerde aortastenose aortaklepvervanging, waarbij de oorspronkelijke klep wordt verwijderd (chirurgische aortaklepvervanging, SAVR) of een volledig inklapbare vervangingsklep wordt ingebracht via een katheter (transkatheter aortaklepvervanging, TAVR). Deze chirurgische ingrepen brengen hoge kosten met zich mee en brengen ernstige risico's met zich mee; het identificeren van nieuwe therapeutische doelen voor het ontdekken van geneesmiddelen is dus absoluut noodzakelijk. Daartoe ontwikkelt de huidige studie een workflow waarbij chirurgisch verwijderde weefsels van patiënten en donorkadaverweefsels worden gebruikt om patiëntspecifieke primaire lijnen van valvulaire cellen te creëren voor in vitro ziektemodellering. Dit protocol introduceert het gebruik van een koude opslagoplossing, die vaak wordt gebruikt bij orgaantransplantatie, om de schade te verminderen die wordt veroorzaakt door de vaak lange verkrijgingstijd tussen weefselexcisie en laboratoriumverwerking met het voordeel van sterk stabiliserende cellen van het weggesneden weefsel. De resultaten van deze studie tonen aan dat geïsoleerde klepcellen hun proliferatieve capaciteit en endotheel- en interstitiële fenotypen in cultuur behouden tot enkele dagen na het verwijderen van de klep van de donor. Het gebruik van deze materialen maakt het mogelijk om controle- en CAVD-cellen te verzamelen, waaruit zowel controle- als ziektecellijnen worden vastgesteld.
Introduction
Calcific aortic valve disease (CAVD) is een chronische pathologie die wordt gekenmerkt door ontsteking, fibrose en macrocalcificatie van aortaklepblaadjes. Progressieve remodellering en verkalking van de bijsluiters (aortastclerose genoemd) kan leiden tot de obstructie van de bloedstroom (aortastenose) die bijdraagt aan een beroerte en leidt tot hartfalen. Momenteel is de enige behandeling voor CAVD chirurgische of transkatheter aortaklepvervanging (respectievelijk SAVR en TAVR). Er is geen niet-chirurgische optie om de CAVD-progressie te stoppen of om te keren, en zonder klepvervanging naderen de sterftecijfers 50% binnen 2-3 jaar 1,2,3. Het definiëren van de onderliggende mechanismen die deze pathologie aansturen, zal potentiële nieuwe therapeutische benaderingen identificeren.
Bij een gezonde volwassene zijn aortaklepblaadjes ongeveer een millimeter dik en hun belangrijkste functie is om de unidirectionele bloedstroom uit de linker ventrikelte behouden 4. Elk van de drie blaadjes bestaat uit een laag klep endotheelcellen (VEC's) die het buitenoppervlak van de folder bekleedt en als barrière fungeert. VEC's handhaven klephomeostase door de permeabiliteit, inflammatoire celhechting en paracriene signalering 5,6,7 te reguleren. Klepinterstitiële cellen (VICs) omvatten de meerderheid van de cellen in de klepdeel8. VICs zijn in de folder gerangschikt in drie onderscheidende lagen. Deze lagen staan bekend als de ventriculaireis, de spongiosa en de fibrosa9. De ventriculaireis kijkt uit op de linker ventrikel en bevat collageen- en elastinevezels. De middelste laag, de spongiosa, bevat een hoog proteoglycaangehalte dat schuifflexibiliteit biedt tijdens de hartcyclus. De buitenste fibrosalaag bevindt zich dicht bij het uitstroomoppervlak aan de aortazijde en is rijk aan type I en type III fibrillair collageen dat sterkte biedt om coaptatie te behouden tijdens diastole 10,11,12. VICs bevinden zich in een rustige toestand, maar factoren zoals ontsteking, remodellering van de extracellulaire matrix (ECM) en mechanische stress kunnen VIC-homeostaseverstoren 8,9,13,14,15,16. Met verlies van homeostase activeren en verwerven VICs een myofibroblastachtig fenotype dat in staat is tot proliferatie, contractie en secretie van eiwitten die de extracellulaire millieu17 hermodelleren. Geactiveerde VICs kunnen overgaan in verkalkende cellen die doet denken aan de differentiatie van een mesenchymale stamcel (MSC) in een osteoblast 15,17,18,19,20,21,22,23,24,25.
Verkalking lijkt in de collageenrijke fibrosalaag te initiëren uit bijdragen van zowel VEC's als VIC's, maar breidt zich uit en dringt de andere lagen van de folderbinnen 8. Het is dus duidelijk dat zowel VEC's als VIC's reageren op stimuli om de expressie van osteogene genen te upreguleren, maar de precieze gebeurtenissen die de activering van osteogene genen veroorzaken, evenals het complexe samenspel tussen de cellen en de extracellulaire matrix van de folder, blijven slecht gedefinieerd. Muizenmodellen zijn geen ideale bron om niet-genetische drivers van CAVD-pathogenese te bestuderen, omdat muizen geen CAVD de novo26,27 ontwikkelen, vandaar dat het gebruik van primaire menselijke weefsels en de primaire cellijnen geïsoleerd uit deze weefsels noodzakelijk is. In het bijzonder is het verkrijgen van deze cellen in grote aantallen en van goede kwaliteit noodzakelijk, omdat het veld van 3D-celculturen en organoïde modellering zich uitbreidt en waarschijnlijk een ex vivo op mensen gebaseerd alternatief voor muizenmodellen zal worden.
Het doel van de huidige methode is om een workflow te delen die de voorwaarden heeft vastgesteld om VEC's en VICs efficiënt te isoleren en te laten groeien die zijn verkregen uit chirurgisch verwijderde kleppen van menselijke donoren. Eerdere studies hebben een succesvolle isolatie van VEC's en VICs van varkens28 en muizenkleppen29 aangetoond, voor zover wij weten is dit de eerste die de isolatie van deze cellen in menselijke weefsels beschrijft. Het hier beschreven protocol is van toepassing op menselijke weggesneden kleppen en omzeilt en verbetert de schade veroorzaakt door de vaak lange verkrijgingstijd tussen weefselexcisie en laboratoriumverwerking door het gebruik van een koude opslagoplossing te introduceren, een gebufferde oplossing die klinisch wordt gebruikt bij orgaantransplantaties die cellen van het weggesneden weefsel sterk stabiliseert. Het hier beschreven protocol laat ook zien hoe het celfenotype kan worden bepaald en een hoge efficiëntie van celoverleving kan worden gegarandeerd met minimale celkruisbesmetting.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle patiëntmonsters worden verzameld van personen die zijn ingeschreven voor studies die zijn goedgekeurd door de institutionele beoordelingscommissie van de Universiteit van Pittsburgh in overeenstemming met de Verklaring van Helsinki. Cadaverische weefsels verkregen via het Center for Organ Recovery and Education (CORE) werden goedgekeurd door het University of Pittsburgh Committee for Oversight of Research and Clinical Training Involving Decedents (CORID).
1. Goedkeuring en veiligheid
- Verkrijg goedkeuring van de Institutional Review Board (IRB) of een vrijgestelde memo voor elke verzameling van patiëntmonsters of cadaverische weefsels in overeenstemming met de Verklaring van Helsinki.
- Volg de vereiste institutionele training om te werken met menselijke weefsels zoals Bloodborne Pathogens Training, Biomedical Human Subjects Research, Privacy and Information Security en Transport en Shipping of Biological Materials.
2. Logistiek en voorbereiding
- Chirurgische monsters
- Zorg ervoor dat er een koelkast beschikbaar is en zich in de buurt van de operatiekamer bevindt. Bewaar 50 ml conische buizen vooraf gelabeld met de-geïdentificeerde nomenclatuur met 40 ml steriele aliquots koude opslagoplossing in deze koelkast voor gebruik door chirurgisch personeel. Deze buizen zijn stabiel bij 4 °C tot de vervaldatum op de originele verpakking.
- Plaats bij extractie klepweefsel in deze buizen. Plaats de buizen in een verzegelde secundaire container, zoals een lekvrije plastic zak of een plastic container die is geëtiketteerd met een biohazard-label. Weefsels worden opgepikt en vervoerd op ijs volgens institutionele protocollen voor het transport van biohazards.
- Cadaverische voorbeelden
- Dompel teruggewonnen organen onder in een koude opslagoplossing, plaats ze in een verzegeld secundair containmentvat en transporteer ze op ijs volgens institutionele protocollen voor het transport van biohazards.
3. Bereiding van reagentia
- Maak collageen-gecoate platen ten minste de dag ervoor.
- Meng in een conische buis van 50 ml 5 ml isopropylalcohol, 8,7 ml azijnzuur en 0,5 μg collageen I-poeder. Breng tot 50 ml aan met steriel water. Meng en filtreer door een filter van 0,45 μm.
- Voeg onder een steriele celkweekkap voldoende collageenoplossing toe aan 6 putplaten en schalen van 10 cm om alleen de hele bodem te bedekken. Dek de plaat af en laat 4-6 uur op kamertemperatuur zitten. Verwijder de overtollige oplossing met een steriele pipet, plaats deze in een nieuwe steriele conische buis van 50 ml en bewaar bij 4 °C om extra platen te maken. Oplossing kan enkele maanden bij 4 °C worden bewaard.
- Droog de platen een nacht in een incubator van 37 °C en bewaar ze vervolgens in een hersluitbare zak bij 4 °C. Met collageen gecoate borden en gerechten kunnen enkele maanden worden bewaard.
- Autoclaaf de volgende items: weefseltang, weefselschaar, wattenstaafjes en gaasjes.
- VEC-groeimedia: Bereid en gebruik endotheelcelgroeimedium volgens de protocollen van de fabrikant. Bewaren in het donker bij 4 °C. Warm op tot 37 °C vlak voor gebruik op cellen, laat de media niet langer in het verwarmende bad liggen dan nodig is (10-15 minuten is voldoende). Gebruik de media binnen een maand na voorbereiding.
- VIC groeimedia: Supplement DMEM basismedium (4,5 g/L glucose, L-glutamine supplement, 110 mg/L natriumpyruvaat)30 met 10% warmte-geïnactiveerde FBS en 100 I.U./ml penicilline en 100 μg/ml streptomycine. Bewaren in het donker bij 4 °C gedurende maximaal 3 maanden. Warm op tot 37 °C vlak voor gebruik op cellen, laat de media niet langer in het verwarmende bad liggen dan nodig is (10-15 minuten is voldoende).
- Maak steriele spoeloplossing vlak voor gebruik. Vul steriele PBS aan met 2,5 μg/ml fungicide, 0,05 mg/ml gentamicine en 5 μg/ml bactericide.
- Maak steriele collagenase-oplossing vlak voor gebruik. Voeg 5 mg collagenase II toe aan 5 ml steriel vers DMEM-basismedium. Meng goed en steriliseer de oplossing door een filter van 0,45 μm te passeren. Blijf op ijs tot gebruik.
4. Weefselvoorbereiding en -verwerking
OPMERKING: Institutionele goedkeuring voor het gebruik van menselijke weefsels moet worden verkregen voordat met de werkzaamheden wordt begonnen. Tijdens het hanteren van tissues moeten de volgende persoonlijke beschermingsmiddelen (PBM's) worden gedragen: een wegwerpbare vloeistofbarrièreomslagomslagjas, of een speciale laboratoriumjas met knopen aan de voorkant met een vloeistofbarrièrewikkel rond schort en wegwerphulsklavers; een volledig gezichtsscherm of een veiligheidsbril met een chirurgisch masker; dubbele handschoenen; schoenen met dichte tenen; en kleding om de benen te bedekken. Uitgebreide workflowdiagrammen van de weefselvoorbereiding voor de beoordeling van de verkalking (sectie 5) en celisolatie (secties 6 en 7) worden geïllustreerd in respectievelijk figuur 1A, B .
- Na ontvangst van het cadaverische orgaanmonster snijdt u de aortawortel weg en dompelt u onder in een conische buis van 50 ml steriele spoeloplossing. Na ontvangst van het chirurgische monster, verwijder uit transportvaten en dompel onder in een conische buis van 50 ml steriele spoeloplossing. Plaats de buis met het weefsel in de ijsemmer op de rocker en meng gedurende 10 minuten bij kamertemperatuur (RT).
OPMERKING: Het verwerken van weefsels zo dicht mogelijk bij het tijdstip van extractie zal het beste celherstel opleveren, maar levensvatbare cellen kunnen meer dan 61 uur na excisie worden verzameld, en gegevens tonen aan dat VICs robuuster zijn dan VEC's naarmate de tijd toeneemt. Als weefsel niet onmiddellijk kan worden verwerkt, verwijder dan indien mogelijk weefsel, voer stap 4.1 uit en breng het weefsel vervolgens terug in een verse steriele koelceloplossing en bewaar het op 4 °C totdat het klaar is om verder te gaan. Kleppen verzameld tijdens nacht- of weekendoperaties kunnen worden opgeslagen in een koude opslagoplossing van 40 ml bij 4 °C en kunnen nog steeds meer dan 2 dagen na extractie levensvatbare cellen opleveren. - Spuit buizen in met 70% ethanol en ga naar een steriele kap. Verwijder het weefsel en snijd twee klepblaadjes weg (figuur 2A). Plaats één bijsluiter in een cryogene injectieflacon (of 2-3 injectieflacons als er meerdere kleinere stukjes nodig zijn voor toekomstige analyse) en vries in door vloeibare stikstof te laten vallen en vervolgens te bewaren bij -80 °C.
- Als de klep bicuspide is, snijd dan slechts één folder weg. Knip met een schaar de folder doormidden van de knobbel naar het scharnier. Gebruik de ene helft van de folder voor het invriezen van snaps en de andere helft voor stap 4.3.
- Verwerk de tweede folder voor paraffine-inbedding om het verkalkingsgehalte te beoordelen door het in tweeën te snijden van knobbel tot scharnier. Plaats beide stukken in een cassette die is ondergedompeld in 4% paraformaldehyde (PFA) en plaats ze vervolgens op een rocker op RT gedurende minimaal 2 uur maar niet meer dan 4 uur.
OPMERKING: Langere fixatietijden creëren meer achtergrond met immunofluorescente kleuring. Zodra stap 4.2 en 4.3 zijn uitgevoerd, gaat u onmiddellijk naar sectie 6 en komt u na stap 6.12 terug op stap 4.4. - Was na fixatie de weefsels door 1 uur 3-4 keer onder te dompelen in verse PBS. Na deze wasbeurten kunnen monsters indien nodig enkele maanden in PBS bij 4 °C blijven. Ga verder met de volgende stap vlak voordat u gaat insluiten.
- Verander geleidelijk van PBS naar 70% ethanol. Was 30-60 minuten per stap met 1:4 70% ethanol:PBS; 1:1 70% ethanol:PBS, 4:1 70% ethanol:PBS; 70% ethanol.
- Sluit het weefsel zodanig in dat secties de drie lagen van de bijsluiter onthullen (figuur 1A) volgens vastgestelde protocollen31. Als alternatief, en indien beschikbaar, breng het weefsel naar een pathologiekern voor inbedding en snijden.
- Na het hanteren van tissues, gooi pbm's weg of bewaar ze indien nodig en was onmiddellijk de handen. Ontsmet alle apparatuur, oppervlakken en vaste en vloeibare afvalstoffen met een 1:10 verdunning van bleekmiddel of wasmiddeldesinfectiemiddel. Wacht 20 minuten voor decontaminatie en volg met een 70% ethanolspoeling. Behandel de celkweekkap met mycoplasmaspray volgens de instructies van de fabrikant.
5. Von Kossa kleuring voor calciumgehalte
OPMERKING: Dit kan goed worden gedaan na celisolatie en lijnvorming, maar zorg ervoor dat u het verkalkingsniveau van het weefsel koppelt aan documenten met betrekking tot de primaire cellijn die is vastgesteld.
- Snijd 5 of 10 μm dikke plakjes paraffine op glasglaasjes en bak dia's op 65 °C gedurende 1 uur en koel vervolgens af tot RT.
- Gebruik verse oplossingen, deparaffiniseer dia's door onder te dompelen als volgt: 100% xyleen gedurende 30 minuten, 2x; 100% ethanol gedurende 3 min, 2x; 90% ethanol gedurende 3 min; 80% ethanol gedurende 3 min; 70% ethanol gedurende 3 min; 50% ethanol gedurende 3 min; ultrapuur water gedurende 3 minuten; houd in ultrapuur water tot de volgende stappen.
OPMERKING: Bovenstaande tijden zijn minimaal, elke stap kan langer duren. - Ga verder met Von Kossa-kleuring volgens de protocollen van de fabrikant.
- Beoordeel het volledige klepgebied microscopisch en wijs een controleweefsel (geen teken van verkalking) of CAVD (enig bewijs van verkalking, figuur 2B) toe.
6. Klep Endotheelcel (VEC) isolatie, uitbreiding en bevestiging
- Open in een steriele celkweekkap de conische buis met de resterende klepblaadje en plaats de folder in een nieuwe conische buis van 50 ml gevuld met ijskoude PBS. Dopbuis en voorzichtig omkeren of op een rocker plaatsen gedurende 2 minuten bij RT.
- Verwijder weefsel naar een schaal van 60 mm gevuld met 5-7 ml koude collagenase-oplossing. Dompel met behulp van een tang beide zijden van de folder 3-4 keer in de oplossing. Incubeer het weefsel gedurende 5-10 minuten in de celkweekincubator bij 37 °C en wieg het weefsel elke 2 minuten 3-4 keer voorzichtig.
- Verwijder 2 ml van de oplossing uit de schaal en plaats in een steriele conische buis van 15 ml. Plaats een tang bij de knobbel en gebruik een droog steriel wattenstaafje om van de tang naar het scharnier te vegen, draai het wattenstaafje terwijl je het langs de folder beweegt. Tussen elke veeg veegt u het wattenstaafje in de oplossing in de conische buis van 15 ml om de cellen te verwijderen. Herhaal dit om het oppervlak van het weefsel volledig uit te vegen, draai dan om en herhaal aan de andere kant.
- Houd de klepfolder met een tang in de ene hand en een pipet van 1 ml in de andere hand vast en spoel de oppervlakken van de folder met de oplossing in de schaal. Breng na het spoelen alle oplossing met de VEC's in de schaal over in dezelfde conische buis van 15 ml met de cellen van het wattenstaafje en ga verder met stap 6.5. Plaats het resterende klepweefsel in een nieuwe conische buis van 15 ml met 7 ml steriele collagenaseoplossing en ga verder met stap 7.1.
- Centrifugeer de buis met de VEC's bij 180 x g gedurende 5 minuten om de geïsoleerde VEC's te pelleteren. Aspirateer het supernatant en resuspendeer in 3 ml VEC-groeimedia. Centrifugeer nog een keer en verwijder het supernatant. Resuspendeer de cellen in 1 ml groeimedia en bepaal het aantal cellen met behulp van een hemocytometer en trypan blue.
- Resuspendeer VEC pellet in 2 ml VEC groeimedia en plaats de cellen in een collageen voorgecoate put van een 6 putplaat op ongeveer 5 x 105 cellen /cm2. Laat de cellen minstens 3-4 dagen groeien, verwijder dan media en vul aan met verse media. Herhaal media die elke 4 dagen veranderen. VEC's zullen groeien in kasseienvormige vlekken (figuur 3B, linkerpanelen).
- Wanneer VEC-pleisters >80% van de plaat bedekken, splitsen cellen op ongeveer 1,3 x 104 cellen / cm2 , afhankelijk van hoe snel ze groeien (als ze 80% bereiken in minder dan 1 week gesplitst op een iets lager aantal cellen / cm2).
- Om te splitsen, wast u cellen twee keer met 2 ml DPBS en voegt u vervolgens voldoende dissociatiereagens toe om alleen het oppervlak van de cellen te bedekken. Incubeer gedurende 2-3 minuten bij 37 °C en controleer of de cellen niet te veel geïncubeerd zijn. Stop de spijsvertering door een gelijk volume VEC-groeimedia toe te voegen en vloeistof over te brengen naar een buis van 15 ml. Centrifugeer gedurende 5 minuten bij 180 x g , verwijder het supernatant en resuspenseer in het juiste volume media voor het aantal benodigde putten/platen.
OPMERKING: Eenmaal uitgebreid tot een plaat van 10 cm kunnen VEC's soms hun morfologie verliezen en het fenotype veranderen naarmate ze zich vermenigvuldigen. Dit gebeurt meestal wanneer VEC's worden gezaaid op een lage confluency tijdens de oprichting en uitbreiding van de cellijn. - Om een pure cultuur te garanderen, overweeg dan om CD31 + superparamagnetische kralen te gebruiken bij elke splitsing.
- Voor 1 x 108 of minder cellen (één schaal van 10 cm of minder), bereid 25 μL superparamagnetische kralen door te wassen volgens de protocollen van de fabrikant.
OPMERKING: Stap 6.10 wordt aanbevolen om te worden uitgevoerd vóór trypsinisatie van VEC's. - Maak cellen los zoals in stap 6.8, maar resuspenseer in 500 μL PBS met 0,1% BSA, pH 7,4, en plaats in een centrifugebuis van 2 ml. Voeg 500 μL gewassen en geresuspendeerde kralen toe aan de buis van 2 ml cellen en incubeer gedurende 20 minuten op een rotator bij 4 °C.
- Plaats buizen op de magneet gedurende 2 min. Terwijl de buis nog in de magneet zit, verwijdert u voorzichtig het supernatant. Verwijder de buis van de magneet, voeg 1 ml verse PBS toe met 0,1% BSA, pipet voorzichtig 2-3 keer en plaats vervolgens terug op de magneet gedurende 2 minuten. Herhaal dit nog 2 keer. Na definitieve verwijdering van de buffer, resuspensie cellen in groeimedia in volume dat nodig is voor replating.
OPMERKING: Cellen hebben nog steeds kralen, maar deze hebben geen invloed op de groei en worden in volgende passages verwijderd. - Zodra cellen zijn uitgebreid, bevestigt u, naast morfologie, het VEC-fenotype door positieve kleuring voor immunofluorescente markers zoals von Willebrand-factor (vWF), cadherine 5 (CDH5) of PECAM-1 / CD31, en negatieve kleuring voor VIC-markers zoals calponine 1 (CNN) of alfa-2 gladde spieractine (αSMA, figuur 4, linkerpanelen).
7. Valve Interstitial Cell (VIC) isolatie, uitbreiding en opslag
- Zoals vermeld in stap 6.4, wordt de bijsluiter na het verwijderen van VEC's uit het klepweefsel in een conische buis van 15 ml met 7 ml collagenaseoplossing geplaatst. Incubeer gedurende 12 uur in de celkweekincubator met de dop iets open om gasuitwisseling mogelijk te maken. Succesvolle isolatie van VIC's kan nog steeds optreden met maximaal 18 uur in collagenase-oplossing.
- Meng na incubatie in een steriele celkweekkap het weefsel voorzichtig door te pipetteren met een serologische pipet om ervoor te zorgen dat ER VICs uit het folderweefsel vrijkomen.
- Verwijder de celsuspensie en passeer een filter van 0,70 μm in een conische buis van 50 ml.
- Voeg 7 ml VIC-groeimedium toe aan de buis van 50 ml en centrifugeer gedurende 5 minuten bij 180 x g . Aspirateer supernatant en resuspend cel pellet in 1 ml VIC groeimedia en bepaal het celnummer. Plaats de VIN's in een met weefselkweek behandelde schaal van 60 mm op 1,3 x 104 cellen/cm2.
- Laat de cellen minstens 1-2 dagen groeien voordat u media vervangt. Verwijder media en was tweemaal DPBS om achtergebleven vuil te verwijderen en te vervangen door vers groeimedium. Vul het medium om de 2-3 dagen aan. VICs zullen groeien in fibroblastvorm (figuur 3B, rechter panelen).
- Wanneer VICs een samenvloeiing van >90% bereiken, was dan tweemaal met DPBS om de overtollige media te verwijderen en maak de cellen los door het juiste volume voorverwarmd dissociatiereagens toe te voegen om de plaat te bedekken (d.w.z. 2-3 ml per schaal van 10 cm). Incubeer het gerecht in een incubator van 37 °C. VICs zullen loskomen van het gerecht na 2-3 minuten incubatie. Voeg 4-6 ml voorverwarmde media toe.
OPMERKING: Als cellen langer dan 3 minuten nodig hebben om van de plaat af te komen, kan het dissociatiereagens hun potentie hebben verloren. Indien nodig kan een celschraper worden gebruikt om de cellen voorzichtig op te tillen. - Breng de celsuspensie over in een buis en centrifugeer voorzichtig op 180 x g gedurende 5 minuten. Na het verwijderen van het supernatant, resuspenseer de celpellet voorzichtig in voorverwarmde VIC-groeimedia en bepaal het aantal levensvatbare cellen met behulp van een hemocytometer en trypan blue. Zaai de levensvatbare cellen op een 1:2 dichtheid van het oorspronkelijke gerecht (d.w.z. ~ 1 × 106 cellen per schaal van 10 cm of 1,3 x 104 cellen / cm2).
- Beoordeel vic-fenotype door positieve kleuring voor immunofluorescente markers zoals αSMA, CNN of SM22α en negatieve kleuring voor VEC-markers zoals CD31, CDH5 of vWF (figuur 4, rechterpanelen).
OPMERKING: De hier gepresenteerde protocolworkflow selecteert onbevooroordeeld één folder voor ISOLATIE VAN VEC's en VIN's, terwijl de resterende folders worden gebruikt voor Von Kossa-kleuring (sectie 5) en snapvriezen.
8. Langdurige celopslag
- Eenmaal uitgebreid, vriest u cellen in voor langdurige opslag. Was cellen tweemaal met 2-5 ml DPBS en voeg vervolgens voldoende dissociatiereagens toe om cellen los te maken zoals in stap 6.8 en 7.6. Stop de spijsvertering door een gelijk volume VEC- of VIC-groeimedia toe te voegen en celsuspensie over te brengen naar een buis van 15 ml.
- Bepaal het aantal levensvatbare cellen met behulp van een hemocytometer en trypan blue.
- Centrifugeer bij 180 x g gedurende 5 min.
- Resuspendeer cellen in gekoelde geconditioneerde groeimedia tot een celdichtheid van ~ 3 × 106 cellen / ml.
- Voeg voorzichtig met wervelen een gelijk volume gekoeld 2x cryopreservatiemedium toe. Dit brengt de celconcentratie op ~ 1,5 × 106 cellen / ml.
- Aliquot 1 ml in cryopreservatieflacons. Plaats injectieflacons in een celbevriezingscontainer, sluit en keer 5-6 keer om om ervoor te zorgen dat cellen blijven hangen. Plaats de container op -80 °C gedurende 6-72 uur of volgens het vriescontainerprotocol. Verwijder injectieflacons vanaf -80 °C en breng over op vloeibare stikstof voor langdurige opslag.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Het bovenstaande protocol schetst de stappen die nodig zijn voor de behandeling van menselijke klepweefsels en de isolatie en vestiging van levensvatbare cellijnen uit deze weefsels. Folders van de aortaklep worden verwerkt voor paraffine-inbedding, vastgevroren voor langdurige opslag voor biochemische of genetische analyse en verteerd voor de isolatie van VEC's en VICs (figuur 1). Hoewel chirurgische monsters waarschijnlijk een klinische diagnose van aortastenose zullen hebben en zware knobbeltjes van verkalking kunnen vertonen die met het blote oog zichtbaar kunnen zijn, is aortaklepverkalking aanwezig bij een aanzienlijk aantal oudere (>65 jaar oude) personen32, en vanwege deze prevalentie worden alle weefsels - chirurgisch en cadaverische - onderworpen aan Von Kossa-kleuring of een vergelijkbare procedure om te beoordelen of verkalking aanwezig is (figuur 2).
Het bleek dat het gebruik van koude opslagoplossing de cellen van het weggesneden klepweefsel sterk stabiliseerde. Koude opslagoplossing wordt gebruikt bij levende orgaantransplantaties. Het wordt door organen gespoeld voor of na verwijdering van de donor en achtergelaten in de vasculatuur van dat orgaan tijdens het transport op ijs. Er werd waargenomen dat VEC-lijnen gemakkelijker werden vastgesteld uit donormonsters dan chirurgische weefsels, en de donorlijnen hadden meer kans om hun endotheelcelmorfologie te behouden voor meer passages. Dit was verbijsterend, omdat donorweefsels het laboratorium vaak 12-24 uur postmortaal niet bereikten, terwijl chirurgisch weefsel tussen 2 en 4 uur werd verkregen. Bij het verpakken van de chirurgische monsterbuizen met koude opslagoplossing in plaats van PBS, nam het celherstel sterk toe. Zoals te zien is in figuur 3, kunnen zowel levensvatbare VEC's als VICs meer dan 61 uur na de klepextractie worden verkregen. Hoewel een iets hoger percentage levende VIN's wordt verkregen dan VEC's wanneer cellen tot een dag na klepexcisie worden geïsoleerd, blijven cellen levensvatbaar na 48 uur na excisie. Tot 40% van de totale herstelde cellen komt overeen met levende cellen en we hebben consistente cijfers waargenomen tussen biologische replicaties. Verder bevestigt morfologische inspectie ook de celidentiteit; terwijl VEC's verschijnen als verpakte, kasseiachtige en groeicontactgeremde cellen, is VIC-morfologie vergelijkbaar met myofibroblasten met een spindelvorm. Immunostaining van de monsters bevestigde dat 91,8% ± 1,8 (n = 3) van de geëxpandeerde VEC's positief waren voor de endotheelmarker vWF, terwijl 92,0% ± 5,0 (n = 3) van geëxpandeerde VIC's positief waren voor de interstitiële celmarker αSMA (figuur 4). Deze cijfers zijn in lijn met de eerder gerapporteerde resultaten33.
Figuur 1: Klepweefselverwerking en celisolatie van menselijke controle- en CAVD-kleppen. (A) Schematische weergave van weefselverwerking voor beoordeling van verkalkingsniveaus van de kleppen. (B) Schematische weergave van het tijdsverloop en de stappen voor de isolatie en karakterisering van menselijke klep endotheelcellen (VEC's) en klepinterstitiële cellen (VIN's) uit controle- en CAVD-weefsels. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Beoordeling van verkalking. (A) Representatief beeld van controleweefsels (boven) en verkalkte (onder) klepweefsels van menselijke donoren. Merk op dat de verkalkingsknobbels van het CAVD-weefsel de morfologie en het vermogen om de bijsluiters schoon te snijden ernstig kunnen veranderen. (B) Representatieve Von Kossa kleuring van controle (links) en CAVD (rechts) klepweefsel na fixatie en verdere verwerking van het menselijk klepweefsel. Opmerking verkalking wordt onthuld door de aanwezigheid van donkere neerslag in het folderweefsel. Klepbeelden werden vastgelegd met een laboratoriumcamera. Von Kossa bevlekte kleppen werden gevangen met een 10x objectief, schaalbalk 200 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Beoordeling van de overlevingscurves van celoverleving (A) VECs en VICs. Uit vijf klepmonsters werden drie blaadjes verkregen. De eerste folder van elke klep werd onmiddellijk verwerkt (3-12 uur na extractie), de tweede folder werd ongeveer 24 uur later (22-35 uur) verwerkt en de derde folder werd ongeveer 48 uur na het verkrijgen van het weefsel verwerkt (45-61 uur). Kleppenblaadjes werden bewaard in een koelceloplossing bij 4 °C totdat ze werden verwerkt. De y-as vertegenwoordigt het percentage levende cellen. (B) Morfologie van gezonde culturen van VEC's (linker panelen) en VIC's (rechter panelen). Grafieken tonen de gemiddelde ± SD levend cel aandeel van cellen geïsoleerd uit n = 5 klepweefsels. Beelden werden gemaakt met een 4x en 10x objectief, schaalbalken van respectievelijk 200 μm en 100 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Representatieve immunofluorescente kleuring op VEC's en VIN's. VECs zijn positief voor de endotheelmarker von Willebrand Factor (vWF, linkerpanelen) terwijl VIC's positief zijn voor de interstitiële marker αSMA. Let op ons isolatieprotocol garandeert een hoge isolatie-efficiëntie; er wordt geen kruisbesmetting tussen VEC's en VIC's gedetecteerd. De beelden zijn gemaakt met een 10x objectief, schaalbalk 100 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het verkrijgen van controle- en ziekteweefsels van mensen is van cruciaal belang voor in vitro en ex vivo ziektemodellering; hoewel men vaak spreekt over de uitdagingen van het overbruggen van de kloof tussen bank naar bed, is de omgekeerde volgorde - van de chirurgische suite naar de bank - vaak net zo ontmoedigend een kloof. Essentieel voor een basiswetenschapper om primaire menselijke weefselmonsters te verkrijgen, is een samenwerking met een geïnvesteerde chirurg-wetenschapper die een team van verpleegkundigen, chirurgische technici, physician assistants, medische studenten en bewoners en klinische protocolmanagers heeft die patiënten kunnen inschrijven en toestemming geven, kunnen deelnemen en helpen bij de juiste behandeling van weggesneden weefsels en de logistiek coördineren die nodig is voor het ophalen van weefsel. Zonder de grootst mogelijke inspanning van alle betrokkenen om de tijd van excisie tot celisolatie te verkorten, zal vitaal cellulair materiaal en de informatie die het bevat onherstelbaar worden veranderd of verloren gaan.
Cruciaal voor het behoud van de levensvatbaarheid van de weefselmonsters is het gebruik van een koude opslagoplossing. Dit is dezelfde oplossing die wordt gebruikt door de orgaantransplantatieteams van UPMC en andere medische centra voor transplantaties. Een betere celopbrengst werd verkregen uit cadaverische weefsels die vele uren van tevoren van de donor waren weggesneden dan uit weefsels die sneller uit de operatiekamer waren verkregen maar in koude PBS waren bewaard. Deze toevallige ontdekking is essentieel geweest voor het verkrijgen van cellen uit menselijke weefsels. De verkrijgingstijd van weefselexcisie tot levering in het laboratorium varieert van 1-5 uur voor chirurgisch weefsel en meer dan 24 uur voor cadaveric weefsel. Ter vergelijking: het verkrijgen en bewerken van dierlijk weefsel kan vaak binnen enkele minuten na euthanasie worden gedaan, wat ideaal is voor de levensvatbaarheid van cellen. Bij gebrek aan een oplossing voor koude opslag is het waarschijnlijk dat een medium dat geschikt is voor het kweken van cellen ook beter zou kunnen presteren dan PBS, maar dit medium werd hierin niet getest vanwege het succes van de koelopslagoplossing bij levende orgaantransplantatie en de ontvangst van cadaverische weefsels in deze oplossing. De oplossing is houdbaar, wat ideaal is voor opslag in operatiekamers, en van specifieke ingrediënten zoals adenosine is bekend dat ze gunstige reacties op cellulaire stress bevorderen, zoals ischemie / hypoxie21,34.
Een andere essentiële stap voor het verkrijgen van levensvatbare cellen is het wassen van de weefsels met fungicide, gentamicine en bactericide. Deze korte spoeling helpt ervoor te zorgen dat cellen niet verontreinigd blijven door bacteriën en schimmels. Even kritisch zijn de stappen om VEC's uit het klepweefsel te verteren, waar in een tijdsbestek van slechts een paar minuten de VEC's worden losgemaakt en vervolgens van het oppervlak van de klepblaadjes worden afgeveegd. De daaropvolgende vertering van de VIN's die zich op de dichte extracellulaire matrix van de folder bevinden, heeft veel meer bewegingsruimte voor duur en kracht. De onbevooroordeelde weefselbehandeling die in dit protocol wordt beschreven, maakt de isolatie mogelijk van de belangrijkste twee celpopulaties die aanwezig zijn in de klepfolder, VEC's en VIC's. Hoewel een recente eencellige transcriptoomanalyse het naast elkaar bestaan heeft aangetoond van ten minste veertien verschillende celsubtypen die zich in de menselijke klep bevinden, waaronder zes niet-kleps afgeleide stromale cellen in CAVD-weefsel35, kan deze diversiteit variaties vertegenwoordigen als gevolg van effecten van het verwerken en verteren van deze verharde weefsels, of het kan te wijten zijn aan verschillende micro-omgevingen waaraan de foldercellen worden blootgesteld: VEC's worden blootgesteld aan twee verschillende bloedstromen, terwijl VIC's zijn ingebed in drie verschillende extracellulaire matrixlagen 8,9. Het grootschalige isolatieprotocol en de hierin beschreven analyse zorgen ervoor dat meer dan 90% van de VEC's en VIC's overeenkomt met hun belangrijkste fenotype. Hoewel een mate van heterogeniciteit kan worden gevonden, heeft dit geen invloed op de algemene uitkomsten van de studie van VEC en VIC-homeostase 8,9,13,14,15,16.
Het is ook belangrijk op te merken dat patiënten en hun klepweefsels, en dus de cellijnen die van hen zijn verkregen, niet identiek zijn. Genetica, comorbiditeiten, behandeling tijdens chirurgie en verwerking, en versheid van ingrediënten van de spijsvertering oplossing kunnen de groeisnelheid en misschien zelfs het gedrag of fenotype van de geïsoleerde cellen beïnvloeden. Hoewel de huidige studie het vermogen aantoont om met deze procedure een voldoende aantal levensvatbare cellen te produceren, kunnen er aangeboren of geïnduceerde verschillen in deze cellijnen zijn die van invloed kunnen zijn op downstream-experimenten. Het is vaak moeilijk om precies te weten hoe laat het is dat het weefsel bij de patiënt of donor is verwijderd, en vooral in het geval van de laatste, de tijd sinds de circulatie is gestopt. Verder is er inherente variabiliteit tussen weefsels met betrekking tot het aantal levensvatbare klepcellen verkregen, de proliferatieve capaciteit van de cellen en het behoud van celfenotype. Cellijnen kunnen genetische mutaties herbergen - aangeboren of somatisch - waarvan de arts en het onderzoeksteam zich niet bewust zijn, en de remodellering en daaropvolgende behandeling van de weefsels kan ook het celfenotype of zelfs epigenetica wijzigen. Als zodanig is het voor alle experimenten waarin deze primaire menselijke cellen worden gebruikt, absoluut essentieel dat biologische replicaties - d.w.z. cellijnen verkregen van verschillende patiënten - worden gebruikt, ondanks de aanzienlijke tijd en kosten die ze met zich meebrengen. Dit helpt ervoor te zorgen dat eventuele resultaten niet te wijten zijn aan verstorende effecten van de verkrijging en verwerking van het weefsel. De variabele proliferatiesnelheid van verschillende cellijnen kan worden aangepast door cellen te verzamelen in experimenten op verschillende tijdstippen of cellen te zaaien voor experimenten met verschillende dichtheden; geen enkel antwoord is het beste voor alle experimentele ontwerpen. Hoewel de complicaties niet onbelangrijk zijn, is het gebruik van primaire menselijke controle en CAVD-weefsel-afgeleide cellijnen voor in vitro en ex vivo experimentele modellen essentieel voor het definiëren van de initiërende factoren en het propageren van processen die CAVD-pathogenese aansturen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
IS krijgt institutionele onderzoeksondersteuning van Atricure en Medtronic en fungeert als consultant voor Medtronic Vascular. Geen van deze conflicten heeft te maken met dit werk. Alle andere auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
We willen Jason Dobbins bedanken voor de inzichtelijke discussie en het kritisch lezen van dit manuscript. We willen het Center for Organ Recovery and Education bedanken voor hun hulp en steun en bedanken weefseldonoren en hun families voor het mogelijk maken van deze studie. Alle patiëntmonsters worden verzameld van personen die zijn ingeschreven voor studies die zijn goedgekeurd door de institutionele beoordelingscommissie van de Universiteit van Pittsburgh in overeenstemming met de Verklaring van Helsinki. Cadaverische weefsels verkregen via het Center for Organ Recovery and Education (CORE) werden goedgekeurd door het University of Pittsburgh Committee for Oversight of Research and Clinical Training Involving Decedents (CORID).
Enkele figuren gemaakt met Biorender.com.
CSH wordt ondersteund door het National Heart, Lung, and Blood Institute K22 HL117917 en R01 HL142932, de American Heart Association 20IPA35260111.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.45 μm filter | Thermo Scientific | 7211345 | Preparing plate with collagen coating |
| 10 cm cell culture plate | Greiner Bio-One | 664160 | Cell culture/cell line expansion |
| 10 mL serological pipet | Fisher | 14955234 | VEC/VIC isolation, cell culture, cell line expansion |
| 1000 μL filter tips | VWR | 76322-154 | Cell culture/cell line expansion |
| 10XL filter tips | VWR | 76322-132 | Cell culture/cell line expansion |
| 15 mL conical tubes | Thermo Scientific | 339650 | Tissue storage, VIC/VEC isolation |
| 16% paraformaldehyde aqueous solution | Electron Microscopy Sciences | 15710S | Tissue and cell fixative |
| 190 proof ethanol | Decon | 2801 | Disinfection |
| 1x DPBS: no calcium, no magnesium | Gibco | 14190250 | Saline solution. VIC/VEC isolation |
| 1x PBS | Fisher | BP2944100 | Saline solution. Tissue preparation, VIC/VEC isolation |
| 20 μL filter tips | VWR | 76322-134 | Cell culture/cell line expansion |
| 200 proof ethanol | Decon | 2701 | Deparaffinizing tissue samples |
| 2-propanol | Fisher | A416P 4 | Making collagen coated plates |
| 5 mL serological pipet | Fisher | 14955233 | VEC/VIC isolation, cell culture, cell line expansion |
| 50 mL conical tubes | Thermo Scientific | 339652 | Tissue storage, VIC/VEC isolation |
| 60 mm dish | GenClone | 25-260 | VEC isolation |
| 6-well cell culture plate | Corning | 3516 | Cell culture/cell line expansion |
| Acetic acid, glacial | Fisher | BP2401 500 | Making collagen coated plates |
| AlexaFluor 488 phalloidin | Invitrogen | A12379 | Fluorescent f-actin counterstain |
| Belzer UW Cold Storage Transplant Solution | Bridge to Life | BUW0011L | Tissue storage solution |
| Bovine Serum Albumin, Fraction V - Fatty Acid Free 25g | Bioworld | 220700233 | VEC confirmation with CD31+ Dynabeads |
| Calponin 1 antibody | Abcam | ab46794 | Primary antibody (VIC positive stain) |
| CD31 (PECAM-1) (89C2) | Cell Signaling | 3528 | Primary antibody (VEC positive stain) |
| CD31+ Dynabeads | Invitrogen | 11155D | VEC confirmation with CD31+ Dynabeads |
| CDH5 | Cell Signaling | 2500 | Primary antibody (VEC positive stain) |
| Cell strainer with 0.70 μm pores | Corning | 431751 | VIC isolation |
| Collagen 1, rat tail protein | Gibco | A1048301 | Making collagen coated plates |
| Collagenase II | Worthington Biochemical Corporation | LS004176 | Tissue digestion. Tissue preparation, VIC/VEC isolation |
| Conflikt Ready-to-use Disinfectant Spray | Decon | 4101 | Disinfection |
| Countess II Automated Cell Counter | Invitrogen | A27977 | Automated cell counter |
| Countess II reusable slide coverslips | Invitrogen | 2026h | Automated cell counter required slide cover |
| Coverslips | Fisher | 125485E | Mounting valve samples |
| Cryogenic vials | Olympus Plastics | 24-202 | Freezing cells/tissue samples |
| Disinfecting Bleach with CLOROMAX - Concentrated Formula | Clorox | N/A | Disinfection |
| DMEM | Gibco | 10569044 | Growth media. VIC expansion |
| EBM - Endothelial Cell Medium, Basal Medium, Phenol Red free 500 | Lonza Walkersville | CC3129 | Growth media. VEC expansion |
| EGM-2 Endothelial Cell Medium-2 - 1 kit SingleQuot Kit | Lonza Walkersville | CC4176 | Growth media supplement. VEC expansion |
| EVOS FL Microscope | Life Technologies | Model Number: AME3300 | Fluorescent imaging |
| EVOS XL Microscope | Life Technologies | AMEX1000 | Visualizing cells during cell line expansion |
| Fetal Bovine Serum - Premium Select | R&D Systems | S11550 | VIC expansion |
| Fine scissors | Fine Science Tools | 14088-10 | Tissue preparation, VIC/VEC isolation |
| Fisherbrand Cell Scrapers | Fisher | 08-100-241 | VIC expansion |
| Fungizone | Gibco | 15290-026 | Antifungal: Tissue preparation, VIC/VEC isolation |
| Gentamicin | Gibco | 15710-064 | Antibiotic: Tissue preparation, VIC/VEC isolation |
| Glass slides | Globe Scientific Inc | 1358L | mounting valve samples |
| Goat anti-Mouse 488 | Invitrogen | A11001 | Fluorescent secondary Antibody |
| Goat anti-Mouse 594 | Invitrogen | A11005 | Fluorescent secondary Antibody |
| Goat anti-Rabbit 488 | Invitrogen | A11008 | Fluorescent secondary Antibody |
| Goat anti-Rabbit 594 | Invitrogen | A11012 | Fluorescent secondary Antibody |
| Invitrogen Countess II FL Reusable Slide | Invitrogen | A25750 | Automated cell counter required slide |
| Invitrogen NucBlue Fixed Cell ReadyProbes Reagent (DAPI) | Invitrogen | R37606 | Fluorescent nucleus counterstain |
| LM-HyCryo-STEM - 2X Cryopreservation media for stem cells | HyClone Laboratories, Inc. | SR30002 | Frozen cell storage |
| Mounting Medium | Fisher Chemical Permount | SP15-100 | Mounting valve samples |
| Mr. Frosty freezing container | Nalgene | 51000001 | Container for controlled sample freezing |
| Mycoplasma-ExS Spray | PromoCell | PK-CC91-5051 | Disinfection |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco | 15140163 | Antibiotic. VIC expansion |
| Plasmocin | Invivogen | ANTMPT | Anti-mycoplasma. VIC/VEC isolation and expansion |
| SM22a antibody | Abcam | ab14106 | Primary antibody (VIC positive stain) |
| Sstandard pattern scissors | Fine Science Tools | 14001-14 | Tissue preparation, VIC/VEC isolation |
| Sterile cotton swab | Puritan | 25806 10WC | VEC isolation |
| Swingsette human tissue cassette | Simport Scientific | M515-2 | Tissue embedding container |
| Taylor Forceps (17cm) | Fine Science Tools | 11016-17 | Tissue preparation, VIC/VEC isolation |
| Trypan Blue Solution, 0.4% | Gibco | 15250061 | cell counting solution |
| TrypLE Express Enzyme | Gibco | 12604021 | Splitting VIC/VECs |
| Von Kossa kit | Polysciences | 246331 | Staining paraffin sections of tissues for calcification |
| von Willebrand factor antibody | Abcam | ab68545 | Primary antibody (VEC positive stain) |
| Xylenes | Fisher Chemical | X3S-4 | Deparaffinizing tissue samples |
| αSMA antibody | Abcam | ab7817 | Primary antibody (VIC positive stain) |
References
- Lamprea-Montealegre, J. A., Otto, C. M. Health behaviors and calcific aortic valve disease. Journal of Amercan Heart Association. 7, (2018).
- Nishimura, R. A., et al. AHA/ACC guideline for the management of patients with valvular heart disease: executive summary: A report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on practice guidelines. Circulation. 129, 2440-2492 (2014).
- Clark, M. A., et al. Clinical and economic outcomes after surgical aortic valve replacement in Medicare patients. Risk Manag Healthc Policy. 5, 117-126 (2012).
- Misfeld, M., Sievers, H. H. Heart valve macro- and microstructure. Philosophical Transactions of Royal Society of London B Biological Sciences. 362, 1421-1436 (2007).
- Anstine, L. J., Bobba, C., Ghadiali, S., Lincoln, J. Growth and maturation of heart valves leads to changes in endothelial cell distribution, impaired function, decreased metabolism and reduced cell proliferation. Journal of Molecular and Cell Cardiology. 100, 72-82 (2016).
- Mahler, G. J., Butcher, J. T. Inflammatory regulation of valvular remodeling: the good(?), the bad, and the ugly. Internation Journal of Inflammation. 2011, 721419 (2011).
- Gould, S. T., Matherly, E. E., Smith, J. N., Heistad, D. D., Anseth, K. S. The role of valvular endothelial cell paracrine signaling and matrix elasticity on valvular interstitial cell activation. Biomaterials. 35, 3596-3606 (2014).
- Leopold, J. A. Cellular mechanisms of aortic valve calcification. Circulation: Cardiovascular Intervention. 5, 605-614 (2012).
- Chen, J. H., Simmons, C. A. Cell-matrix interactions in the pathobiology of calcific aortic valve disease: Critical roles for matricellular, matricrine, and matrix mechanics cues. Circulation Research. 108, 1510-1524 (2011).
- Sacks, M. S., Schoen, F. J., Mayer, J. E. Bioengineering challenges for heart valve tissue engineering. Annual Review of Biomedical Engineering. 11, 289-313 (2009).
- Taylor, P. M., Batten, P., Brand, N. J., Thomas, P. S., Yacoub, M. H. The cardiac valve interstitial cell. Internation Journal of Biochemistry and Cell Biology. 35, 113-118 (2003).
- Taylor, P. M., Allen, S. P., Yacoub, M. H. Phenotypic and functional characterization of interstitial cells from human heart valves, pericardium and skin. Journal of Heart Valve Disease. 9, 150-158 (2000).
- Rajamannan, N. M., et al. Calcific aortic valve disease: not simply a degenerative process: A review and agenda for research from the National Heart and Lung and Blood Institute Aortic Stenosis Working Group. Executive summary: Calcific aortic valve disease-2011 update. Circulation. 124, 1783-1791 (2011).
- Wang, H., Leinwand, L. A., Anseth, K. S. Cardiac valve cells and their microenvironment--insights from in vitro studies. Nature Reviews Cardiology. 11, 715-727 (2014).
- Yutzey, K. E., et al. Calcific aortic valve disease: a consensus summary from the Alliance of Investigators on Calcific Aortic Valve Disease. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34, 2387-2393 (2014).
- Raddatz, M. A., Madhur, M. S., Merryman, W. D. Adaptive immune cells in calcific aortic valve disease. American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 317, 141-155 (2019).
- Liu, A. C., Joag, V. R., Gotlieb, A. I. The emerging role of valve interstitial cell phenotypes in regulating heart valve pathobiology. American Journal of Pathology. 171, 1407-1418 (2007).
- Liu, A. C., Gotlieb, A. I. Characterization of cell motility in single heart valve interstitial cells in vitro. Histology and Histopathology. 22, 873-882 (2007).
- Yip, C. Y., Chen, J. H., Zhao, R., Simmons, C. A. Calcification by valve interstitial cells is regulated by the stiffness of the extracellular matrix. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 29, 936-942 (2009).
- Song, R., Fullerton, D. A., Ao, L., Zhao, K. S., Meng, X. An epigenetic regulatory loop controls pro-osteogenic activation by TGF-beta1 or bone morphogenetic protein 2 in human aortic valve interstitial cells. Journal of Biological Chemistry. 292, 8657-8666 (2017).
- Xu, M. H., et al. Absence of the adenosine A2A receptor confers pulmonary arterial hypertension and increased pulmonary vascular remodeling in mice. Journal of Vascular Research. 48, 171-183 (2011).
- Jian, B., Narula, N., Li, Q. Y., Mohler, E. R., Levy, R. J. Progression of aortic valve stenosis: TGF-beta1 is present in calcified aortic valve cusps and promotes aortic valve interstitial cell calcification via apoptosis. Annals of Thoracic Surgery. 75, 465 (2003).
- Bogdanova, M., et al. Interstitial cells in calcified aortic valves have reduced differentiation potential and stem cell-like properties. Science Reports. 9, 12934 (2019).
- Gendron, N., et al. Human aortic valve interstitial cells display proangiogenic properties during calcific aortic valve disease. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (1), 415-429 (2021).
- Wirrig, E. E., Yutzey, K. E. Conserved transcriptional regulatory mechanisms in aortic valve development and disease. Arteriosclerosis, Thrombosis and Vascular Biology. 34, 737-741 (2014).
- Honda, S., et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arteriosclerosis, Thrombosis and Vascular Biology. 34, 270-278 (2014).
- Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).
- Gould, R. A., Butcher, J. T.
- Miller, L. J., Lincoln, J. Isolation of murine valve endothelial cells. Journal of Visualized Experiments. (90), e51860 (2014).
- Selig, J. I., et al. Impact of hyperinsulinemia and hyperglycemia on valvular interstitial cells - A link between aortic heart valve degeneration and type 2 diabetes. Biochimica Biophysica Acta Molecular Basis of Disease. 1865, 2526-2537 (2019).
- Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Paraffin embedding tissue samples for sectioning. CSH Protocols. 2008, (2008).
- Martinsson, A., et al. Temporal trends in the incidence and prognosis of aortic stenosis: A nationwide study of the Swedish population. Circulation. 131, 988-994 (2015).
- Rabkin-Aikawa, E., Farber, M., Aikawa, M., Schoen, F. J. Dynamic and reversible changes of interstitial cell phenotype during remodeling of cardiac valves. Journal of Heart Valve Diseases. 13, 841-847 (2004).
- St Hilaire, C., Carroll, S. H., Chen, H., Ravid, K. Mechanisms of induction of adenosine receptor genes and its functional significance. Journal of Cell Physiology. 218, 35-44 (2009).
- Xu, K., et al. Cell-type transcriptome atlas of human aortic valves reveal cell heterogeneity and endothelial to mesenchymal transition involved in calcific aortic valve disease. Arteriosclerosis, Thrombosis and Vascular Biology. 40, 2910-2921 (2020).
