Summary
La thérapie génique myocardique pour les cardiopathies ischémiques est très prometteuse pour les thérapies futures. Ici, nous introduisons un grand modèle animal pour évaluer l’efficacité de la thérapie génique dans le cœur ischémique.
Abstract
La maladie coronarienne est l’une des principales causes de mortalité et de morbidité dans le monde. Malgré la progression des traitements actuels, une proportion considérable de patients atteints de coronaropathie restent symptomatiques. L’angiogenèse thérapeutique médiée par thérapie génique offre une nouvelle méthode thérapeutique pour améliorer la perfusion myocardique et soulager les symptômes. La thérapie génique avec différents facteurs angiogéniques a été étudiée dans quelques essais cliniques. En raison de la nouveauté de la méthode, les progrès de la thérapie génique myocardique sont un chemin continu du laboratoire au chevet du patient. Par conséquent, de grands modèles animaux sont nécessaires pour évaluer l’innocuité et l’efficacité. Plus le modèle du grand animal identifie la maladie d’origine et les paramètres utilisés dans les cliniques, plus les résultats des essais cliniques sont prévisibles. Ici, nous introduisons un grand modèle animal pour évaluer l’efficacité de la thérapie génique dans le cœur porcin ischémique. Nous utilisons des méthodes d’imagerie cliniquement pertinentes telles que l’imagerie par ultrasons et 15H2O-PET. Pour cibler les transferts de gènes dans la zone souhaitée, une cartographie électroanatomique est utilisée. L’objectif de cette méthode est : (1) d’imiter la maladie coronarienne chronique, (2) d’induire une angiogenèse thérapeutique dans les zones hypoxiques du cœur et (3) d’évaluer l’innocuité et l’efficacité de la thérapie génique en utilisant des critères d’évaluation pertinents.
Introduction
La maladie coronarienne est responsable de la grande proportion de la mortalité et de la charge de morbidité dans le monde1. Les stratégies de traitement actuelles sont les interventions percutanées, le traitement pharmacologique et le pontagecoronarien 2. Cependant, malgré la progression de ces thérapies actuelles, de nombreux patients souffrent d’angine dite réfractaire, soulignant le besoin non satisfait de nouvelles approches thérapeutiques3. L’angiogenèse thérapeutique médiée par la thérapie génique pourrait cibler ce groupe de patients.
La thérapie génique myocardique est le plus souvent administrée en utilisant différents vecteurs viraux, le plus souvent des adénovirusdéficients en réplication 4. En tant que gènes thérapeutiques, divers facteurs de croissance angiogéniques sont utilisés. Les facteurs de croissance angiogénique les plus étudiés sont les facteurs de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF) qui interviennent dans leur signalisation angiogénique par les récepteurs du facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGFR) et leurs corécepteurs5. Plusieurs essais cliniques ont prouvé les avantages et l’innocuité de la thérapie génique cardiaque et ont fait de cette nouvelle méthode de traitement une option réaliste pour le traitement des cardiopathies ischémiques 6,7. Cependant, ce concept nécessite encore une amélioration des gènes thérapeutiques et des vecteurs viraux mis à l’épreuve dans de grands modèles animaux avant d’entrer dans les cliniques. Le porc a été fréquemment utilisé comme animal de laboratoire car son cœur est très similaire au cœur humain. La taille du système cardiovasculaire d’un porc permet l’utilisation d’inventions de cathéter similaires à celles utilisées chez l’homme. Toutes les modalités d’imagerie disponibles pour l’homme peuvent être utilisées chez les porcs8.
Il existe plusieurs grands modèles animaux pour l’ischémie chronique. Le plus couramment utilisé est le modèle constricteur amérioïde 9,10,11. L’inconvénient de cette méthode est le caractère invasif puisque la thoracotomie est nécessaire pour accéder au système vasculaire coronaire. Auparavant, dans notre groupe, un modèle de stent mini-invasif pour l’ischémie myocardique chronique a été développé12. Cette méthode est également utilisée dans ce manuscrit pour induire une ischémie myocardique.
La facilité d’utilisation de l’imagerie par ultrasons a considérablement évolué malgré l’âge de la modalité d’imagerie. Par exemple, la souche myocardique est encore principalement utilisée dans la recherche en raison de sa nouveauté. La déformation myocardique reflète mieux les changements dans la fonction contractile du cœur que la mesure traditionnelle de la fraction d’éjection en mode M13. Ainsi, ici dans le modèle grand animal, la mesure de la déformation myocardique est utilisée. Pour évaluer la fonction du cœur, le débit cardiaque est également mesuré par imagerie cinée du ventricule gauche pendant l’angiographie. Le débit cardiaque est mesuré à la fois au repos et sous stress induit par la dobutamine pour évaluer la fonction myocardique sous stress.
En plus des mesures de la fonction cardiaque, l’information sur la perfusion myocardique est essentielle dans les études de thérapie génique visant l’angiogenèse thérapeutique. Dans ce modèle animal, les animaux sont imagés avec 15 tomographies par émission de positrons radio-eau marquées O (15H2O-PET) car il s’agit de l’étalon-or pour mesurer la perfusion myocardique. 15H2O-PET a déjà été validé pour la mesure de la perfusion du cœur porcin ischémique14.
Ainsi, les méthodes et modalités mentionnées ci-dessus constituent une excellente perspective pour évaluer l’efficacité de la thérapie génique dans le cœur ischémique.
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Protocol
Les expériences présentées ici sont réalisées sur des porcs domestiques femelles âgés d’environ 10 semaines et sont approuvées par le Conseil de l’expérimentation animale en Finlande. Les animaux pèsent entre 30 et 40 kg au début du protocole, ce qui permet aux humains de bénéficier des mêmes équipements procéduraux et modalités d’imagerie que possible. L’ischémie chronique est induite 14 jours avant le transfert de gène, et le temps de suivi après le transfert de gène dépend du vecteur viral utilisé. Le protocole de l’étude est illustré à la figure 1. Ce protocole peut être utilisé pour effectuer des injections de thérapie génique adénovirale ou médiée par AAV. Le moment du prélèvement de l’échantillon doit être ajusté au pic d’expression du transgène, qui dépend du vecteur viral utilisé. Par exemple, lors de l’exécution de transferts de gènes adénoviraux, l’heure du prélèvement de l’échantillon est fixée à 6 jours après le transfert de gènes.
1. Médicaments
- Administrer une dose quotidienne de 200 mg d’amiodarone et 2,5 mg de bisoprolol pour prévenir les arythmies ventriculaires mortelles. Le médicament commence 1 semaine avant l’opération d’ischémie et est poursuivi quotidiennement jusqu’au suivi.
- En outre, administrer des doses perorales de clopidogrel (300 mg) et d’acide acétylsalicylique (300 mg) aux animaux 1 jour avant l’opération d’ischémie pour prévenir la thrombose aiguë dans le stent après la pose de l’endoprothèse.
- Administrer 100 mg de lidocaïne et 2,5 mL de (246 mg/mL) deMgSO4 par voie intraveineuse aux animaux au début de l’opération d’ischémie pour prévenir les arythmies ventriculaires.
- Administrer une injection intramusculaire de céfuroxime (500 mg) au début de chaque opération pour la prophylaxie de l’infection.
- Administrer 30 mg d’énoxaparine par voie intraveineuse au début des opérations d’ischémie et par voie sous-cutanée après la procédure opératoire pour la prévention de la thrombose.
- Pour l’anesthésie et l’analgésie, administrer 1,5 mL d’atropine, 6 mL d’azapérone (40 mg/mL), 20 mg/mL de propofol, à raison de 15 mg/kg/h, et 50 μg/mL de fentanyl à raison de 10 μg/kg/h. Les doses de médicament étaient les mêmes pour chaque porc. Consulter les lignes directrices locales sur l’utilisation des animaux pour l’administration de la dose.
- Anesthésier les animaux pendant toutes les opérations. Toutes les opérations doivent être effectuées dans un environnement stérile en utilisant une technique stérile.
2. Échocardiographie transthoracique
- Effectuer une échocardiographie transthoracique avant l’opération d’ischémie, le transfert de gènes et l’euthanasie pour évaluer tout liquide péricardique détectable et déterminer la souche myocardique.
- Placez le transducteur dans le troisième ou quatrième espace intercostal sous l’aisselle du porc pour accéder aux vues parasternales à axe court au niveau de la valve mitrale, du muscle papillaire et de l’apical (vidéo 1). Le marqueur du transducteur doit pointer vers le sternum du porc. Pour enregistrer un clip, appuyez sur Acquérir.
3. Opérations endovasculaires sous guidage fluoroscopique
- Effectuer l’imagerie du cinciné du ventricule gauche après des angiogrammes coronaires avant l’opération d’ischémie, le transfert de gènes et le prélèvement de tissus.
- Préparation de l’opération
- Préparez-vous aux opérations en sédatif les porcs avec une injection intramusculaire de 1,5 mL d’atropine et de 6 mL d’azapérone.
- Après la sédation, induire une anesthésie générale au propofol et au fentanyl pour les procédures angiographiques chez les porcs avec des doses de 15 mg / kg / h et 10 μg / kg / h, respectivement.
REMARQUE: Les porcs sont anesthésiés pendant toute la procédure. - Soutenir la ventilation par intubation et ventilateur et surveiller les paramètres physiologiques vitaux, tels que l’ECG et les paramètres respiratoires.
- Placement de la gaine d’introduction
- Placez une gaine d’introduction dans l’artère fémorale droite pour toutes les opérations comme pratique standard en cardiologie. Utilisez des ultrasons pour suivre l’artère fémorale et percez-la avec une aiguille d’entrée (18 G).
REMARQUE: Utilisez une gaine d’introduction 8F pour les transferts de gènes intramyocardiques et une gaine 6F pour toutes les autres opérations. Introduisez le fil guide de la gaine à travers l’aiguille pour enfiler l’artère et maintenez le fil guide immobile tout en retirant l’aiguille. - Insérez la gaine d’introduction le long du fil guide et, une fois placé, retirez le fil guide et administrez 1,25 mg de dinitrate sublingual au porc pour induire une vasodilatation coronaire.
- Placez une gaine d’introduction dans l’artère fémorale droite pour toutes les opérations comme pratique standard en cardiologie. Utilisez des ultrasons pour suivre l’artère fémorale et percez-la avec une aiguille d’entrée (18 G).
- Angiographie coronarienne
- Effectuer une angiographie coronarienne directement avant l’opération d’ischémie, le transfert de gènes et la collecte de tissus. La machinerie nécessaire pour les angiographies est représentée à la figure 2.
- Utilisez un cathéter 6F sous guidage fluoroscopique avec un agent de contraste iodé pour imager l’artère coronaire droite et l’artère coronaire ascendante gauche (vidéo 2).
- Imagerie du ciné du ventricule gauche au repos et stress à la dobutamine
- Administrer un bolus de 21 mL d’agent de contraste iodé dans le ventricule gauche à l’aide d’un cathéter 5F en queue de cochon à l’aide d’un auto-injecteur. Tout d’abord, réglez la durée du bolus à 3 s et le volume total pour 21 mL. Ensuite, appuyez sur Single et Yes.
- Calculer la fraction d’éjection par le logiciel de mesure du poste de travail angiographique. Pour effectuer le calcul, sélectionnez Analyse ventriculaire de l’image en question. Faites défiler l’image pour sélectionner une période, une en diastole et une en systole. Sélectionnez un outil pour dessiner les contours ventriculaires de chaque période.
REMARQUE: Le logiciel calcule maintenant la fraction d’éjection et le volume de course par la méthode de Simpson. La mesure de la fraction d’éjection est effectuée pendant le repos et sous contrainte induite par la dobutamine.
- Imagerie du stress
- Administrer la dobutamine par voie intraveineuse à des doses croissantes de 10 μg/kg/min à 20 μg/kg/min pour l’imagerie du stress induite par la dobutamine jusqu’à ce que la fréquence cardiaque cible de 160 bpm soit atteinte. Ensuite, effectuez l’imagerie cinématographique.
- Opération de l’ischémie
- Placez un stent goulot d’étranglement dans l’artère coronaire gauche (DAL) 14 jours avant le transfert de gène pour induire une ischémie myocardique chronique. Après la mise en place de l’endoprothèse goulotte, vérifiez si l’endoprothèse goulot est placée correctement, limitant ainsi le flux sanguin coronaire.
REMARQUE: L’endoprothèse goulot est placée sur un cathéter de dilatation et consiste en une endoprothèse métallique nue recouverte d’un tube en polytétrafluoroéthylène formé en forme de goulot d’étranglement pour réduire le flux sanguin coronaire9.
- Placez un stent goulot d’étranglement dans l’artère coronaire gauche (DAL) 14 jours avant le transfert de gène pour induire une ischémie myocardique chronique. Après la mise en place de l’endoprothèse goulotte, vérifiez si l’endoprothèse goulot est placée correctement, limitant ainsi le flux sanguin coronaire.
- Définition de la taille du stent
- Choisissez la taille de l’endoprothèse, soit 3,0/3,5/4,0 x 8 mm, en fonction de la taille de l’artère coronaire ascendante gauche dans l’angiographie en utilisant le logiciel de mesure automatique du poste de travail angiographique (vidéo 3)12.
- Pose de l’endoprothèse
- Placez une bobine sur l’artère coronaire gauche et faites glisser l’endoprothèse goulot vers le DAL, en la plaçant distalement à la première diagonale.
- Gonfler l’endoprothèse à la pression nominale dans l’artère à l’aide d’un déflateur avec un rapport stent/lumen de 1,3, en ancrant le goulot d’étranglement en place. Après 15 s supplémentaires, dégonflez l’endoprothèse et retirez l’équipement de l’artère.
REMARQUE: Confirmer l’emplacement correct de l’endoprothèse goulot par angiographie.
4. Imagerie TEP
REMARQUE: Un jour avant le transfert de gène, effectuez 15TEP / TDM radio-marquées O marquées (nécessite l’environnement hospitalier et des techniciens en radiologie).
- Imagerie de référence
- Effectuer des tomodensitogrammes (TDM) avant le repos et l’imagerie du stress. Utilisez les informations CT pour la correction de l’atténuation.
- 15Imagerie radioeau marquée O
- Effectuez une imagerie du repos et du stress à l’aide d’un bolus de 800 MBq 15H2O.
- Imagerie du stress
- Effectuer une imagerie de contrainte avec un bolus d’eau O supplémentaire de 800 MBq 15 après une désintégration radioactive appropriée de 12min.
NOTE: L’hyperémie est induite par l’adénosine (200 μg / kg / min par voie intraveineuse), comme décrit précédemment12.
- Effectuer une imagerie de contrainte avec un bolus d’eau O supplémentaire de 800 MBq 15 après une désintégration radioactive appropriée de 12min.
5. Transfert de gènes
- Cartographie électroanatomique
- Procéder à la cartographie électroanatomique après une angiographie coronaire et des mesures fonctionnelles (échocardiographie, imagerie cinématographique BT).
- Introduire un cathéter de cartographie dans le ventricule gauche via une gaine fémorale dans le guidage fluoroscopique.
REMARQUE: Enregistrez environ 100-150 points autour du ventricule gauche avec le cathéter de cartographie pour créer la carte électroanatomique.
- Terminer la carte électroanatomique
- Supprimer les points aberrants pour assurer une carte électroanatomique plus fiable du ventricule gauche.
- Pour ce faire, sélectionnez Clip Planes de la carte et supprimez les points qui diffèrent des points formant la forme ventriculaire. Ensuite, sélectionnez Trajectoires pour la vue cartographique et supprimez les points qui ont parcouru horizontalement lors de l’enregistrement des points.
REMARQUE: Assurez-vous que les points restants couvrent le ventricule gauche et enregistrez plus de points si nécessaire.
- Injections de transfert de gènes
- Introduire un cathéter d’injection intramyocardique dans le ventricule gauche via la gaine fémorale sous guidage fluoroscopique. Réglez la longueur de l’aiguille d’injection sur 3 mm.
- Critères pour les injections intramyocardiques
- Guider les transferts de gènes par système de cartographie électroanatomique et cibler les injections dans les zones viables mais hypokinétiques du ventricule gauche.
REMARQUE: Pour la viabilité, utilisez une tension unipolaire supérieure à 5 mV comme critère. Pour l’hypokinésie, choisir un raccourcissement linéaire local (LLS) aussi bas que possible, au moins inférieur à 12% mais de préférence inférieur à 6%13.
- Guider les transferts de gènes par système de cartographie électroanatomique et cibler les injections dans les zones viables mais hypokinétiques du ventricule gauche.
- Injections intramyocardiques
- Pendant 30 s, injecter le matériau vecteur au point de sélection (étape 5.4) et maintenir l’aiguille d’injection à l’intérieur du myocarde pendant 5 s supplémentaires avant de se rétracter pour éviter le reflux vers le ventricule gauche.
6. Euthanasie et prélèvement d’échantillons
REMARQUE : Après l’angiographie coronaire et les mesures de la fraction d’éjection décrites aux étapes 3.4.1 et 3.5.2, respectivement, administrer 50 mL de chlorure de potassium saturé par voie intraveineuse au porc anesthésié.
- Fixation par perfusion du cœur
- Récoltez le cœur de la cavité thoracique. Rincer à l’eau. Placez une aiguille de 18 G au-dessus de la valve aortique et fixez l’aiguille à une pompe de perfusion. Perfuser le cœur avec 750 mL de paraformaldéhyde (PFA) à 1 %.
- Prélèvement d’échantillons
- Trancher le cœur en tranches de 1 cm d’épaisseur à l’aide d’un couteau de cuisine tranchant. Prélever les échantillons de la zone de transfert de gènes dans 4% PFA et azote liquide.
REMARQUE : Pour prélever des témoins négatifs, prélever un échantillon témoin sur la paroi postérieure du ventricule gauche.
- Trancher le cœur en tranches de 1 cm d’épaisseur à l’aide d’un couteau de cuisine tranchant. Prélever les échantillons de la zone de transfert de gènes dans 4% PFA et azote liquide.
- Collecte de tissus de sécurité
- Prélever des échantillons dans des tissus éloignés, tels que les poumons, le foie, les reins, la rate et les ovaires. Prélever des échantillons dans 4 % de PFA et d’azote liquide.
7. Stockage des échantillons
- Conserver les échantillons pour les colorer dans du PFA à 4 % pendant 48 h à 4 °C.
REMARQUE: Remplacez le PFA quotidiennement par un liquide frais.- Après 48 h, remplacer le PFA par 15% de saccharose dans de l’eau désionisée. Conserver pendant au moins 24 heures avant d’incorporer les échantillons dans des blocs de paraffine. Les échantillons congelés sont conservés à -70 °C.
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Representative Results
Le succès de l’opération d’ischémie peut être confirmé par ce protocole par angiographie coronaire et par détermination de la zone hypokinétique par échographie transthoracique (Figure 1) avant de procéder à l’administration du gène. L’état de l’occlusion coronaire peut être évalué par angiographie coronaire, et la cartographie électroanatomique assure les zones ischémique et hibernante.
L’efficacité de la thérapie génique peut être analysée en mesurant la déformation circonférentielle, la fraction d’éjection et la perfusion myocardique par 15H2O-PET (Figure 3). Les échantillons de tissus peuvent être prélevés directement dans la zone de transfert de gènes en comparant le cœur à la carte électroanatomique. L’expression transgénique et l’angiogenèse thérapeutique (Figure 4) peuvent être évaluées par analyse immunohistologique en analysant le nombre de cellules positives après coloration de la bêta-galactosidase et en analysant la zone capillaire myocardique après coloration CD31. En outre, l’innocuité de la thérapie génique peut être évaluée par imagerie diagnostique (évaluation de l’épanchement du péricarde par échocardiographie), immunohistologie et analyse de distribution.
Figure 1 : Protocole de l’étude. L’ischémie est induite 14 jours avant le transfert de gène. 15L’imagerie H2O-PET est réalisée 1 jour avant le transfert de gènes et avant l’euthanasie et le prélèvement d’échantillons. Le moment du prélèvement de l’échantillon dépend du vecteur viral et du gène thérapeutique utilisé. Lors de l’utilisation de vecteurs adénoviraux, le deuxième 15H2O-PET est le 5 ème jour, et le moment du prélèvement de l’échantillon est le 6ème jour, respectivement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Configuration de l’angiolaboratoire. Les machines nécessaires aux interventions coronaires : appareil à ultrasons, ventilateur et station angiographique, de gauche à droite. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Image représentative de la déformation circonférentielle, et 15H2O-PET et une carte électroanatomique du cœur ischémique. 15H2O-PET : la couleur rouge représente la zone de perfusion maximale, et le bleu indique la zone d’hypoperfusion. Carte électroanatomique: Les points bruns dans la carte électroanatomique représentent les sites d’injection. La couleur rouge indique les zones hypokinétiques du ventricule gauche, tandis que le violet indique la zone de contractabilité normale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Image représentative des colorations à la β-galactosidase et au PECAM-1. La β-galactosidase est exprimée dans les cœurs transduits AdLacZ et peut être utilisée pour montrer l’expression transgénique. La coloration PECAM-1 est utilisée pour détecter les capillaires myocardiques et analyser la zone capillaire. La rangée inférieure représente la zone éloignée du transfert de gènes. Barre d’échelle dans les colorations β-galactosidase : 200 μm. Barre d’échelle dans les colorations PECAM-1: 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Vidéo 1 : Échocardiographie transthoracique vue à axe court. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
Vidéo 2 : Angiographie coronaire du DAL avant transfert de gènes. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
Vidéo 3 : Mesure du diamètre de l’artère descendante antérieure gauche. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
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Discussion
Les points temporels de ce protocole peuvent être modifiés en fonction du vecteur viral utilisé. Aussi, les analyses immunohistologiques peuvent être sélectionnées en fonction du gène thérapeutique. Il est également possible d’ajouter d’autres points de temps et points de terminaison au protocole si nécessaire.
Ce protocole comporte des étapes, essentielles pour réussir et impossibles à corriger par la suite. Premièrement, si l’on ne parvient pas à provoquer une ischémie appropriée, l’animal doit être exclu des procédures et analyses ultérieures. La standardisation des méthodes et de l’imagerie est cruciale pour que les résultats soient comparables entre les points temporels et les animaux. Deuxièmement, les échantillons doivent être prélevés dans la zone exacte de transfert de gènes et traités avec succès pour effectuer d’autres analyses. En outre, ce protocole nécessite une connaissance approfondie des procédures angiographiques et des différentes modalités d’imagerie. Par exemple, l’angiographie coronaire et les injections virales dans un cœur battant nécessitent une formation approfondie ainsi qu’une échocardiographie transthoracique correcte. Néanmoins, ces modalités d’imagerie mesurent la fonction myocardique et la perfusion afin de fournir des informations essentielles pour d’autres études.
Le système cardiovasculaire d’un porc ressemble à celui de l’homme en raison de ses similitudes anatomiques et physiologiques et, par conséquent, les porcs sont souvent utilisés pour modéliser la mécanique et les procédures des maladies cardiovasculaires. Cependant, le temps de suivi est limité à environ 6 mois en raison de la croissance rapide de l’animal. Après 6 mois, la manipulation de l’animal devient difficile et la qualité de l’imagerie se détériore.
En outre, les porcs sont considérablement résistants à l’athérosclérose, ce qui rend l’athérosclérose induite par l’alimentation compliquée à modéliser chez les porcs17. Cependant, des modèles d’ischémie chronique ont été développés pour imiter la maladie d’origine. L’avantage significatif du modèle d’ischémie de goulot d’étranglement utilisé dans ce protocole est que l’occlusion progressive de l’endoprothèse représente mieux la maladie coronarienne que l’occlusion soudaine. Comparée au modèle constricteur améride, cette méthode est moins invasive. Deuxièmement, la mise en place d’un stent percutané est une procédure rapide à effectuer. L’utilisation du système de cartographie électroanatomique permet de cibler le transfert de gènes vers le myocarde en hibernation, et non vers la zone de l’infarctus, ce qui est un résultat possible lorsque le guidage échographique est utilisé pour cibler les injections. Cependant, l’inconvénient de la cartographie électroanatomique est la longueur de la procédure. De plus, comme le cœur du porc est très sensible aux arythmies ventriculaires, la cartographie peut induire une fibrillation ventriculaire pendant la procédure de cartographie. Cependant, ces arythmies sont facilement défibrillées.
Les paramètres utilisés dans ce modèle de grand animal identifient ceux utilisés dans les essais cliniques, ce qui facilite la transition vers les cliniques. De plus, ces méthodes sont applicables aux études sur les grands animaux évaluant l’efficacité de la thérapie génique myocardique avec différents temps de suivi et d’autres critères d’évaluation complémentaires en plus de ceux décrits dans ce modèle. Ce protocole a été standardisé après une vaste expérience d’expériences sur de grands animaux. À l’avenir, ce protocole s’appliquera à l’évaluation de l’innocuité et de l’efficacité de la thérapie génique myocardique avant sa traduction dans les cliniques.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier Maria Hedman, Tiina Laitinen, Tomi Laitinen, Pekka Poutiainen, Annika Viren et Severi Sormunen pour leur aide et leur autorisation d’effectuer 15examens d’imagerie O-PET à l’hôpital universitaire de Kuopio; et Heikki Karhunen, Minna Törrönen et Riikka Venäläinen du National Laboratory Animal Center pour leur aide dans le travail animal.
Cette étude est financée par des subventions de l’Académie finlandaise, de l’ERC et de la subvention Horizon 2020 de l’UE CardioReGenix.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1% PFA | VWR | VWRC28794.295 | Prepared from paraformaldehyde powder |
| 15 % sucrose | VWR | VWRC27480.294 | Prepared from solid sucrose |
| 4% PFA | VWR | VWRC28794.295 | Prepared from paraformaldehyde powder |
| 5 F pigtail catheter | Cordis | 534-550S | |
| 6 F catheter AR2 | Cordis | 670-112-00 | |
| 6 F introducer sheath | Cordis | 504-606X | |
| 8 F introducer sheath | Cordis | 504-608X | |
| Acetylsalicylic acid | Varying producer | ||
| Amiodarone | Varying producer | ||
| Angiographic station | GE Healthcare | ||
| Angiolaboratory set | Mölnlycke | designed for the needs of our angiolaboratory, contains sterile drapes, cups and swabs | |
| Bisoprolol | Varying producer | ||
| Cefuroxime | Varying producer | ||
| Clopidogrel | Varying producer | ||
| Coroflex Blue stent | B.Braun Medical | 5029012 | Catalog number depends on stent size |
| Crile forceps | |||
| Cyclotron | GE Healthcare | ||
| Dobutamine | Varying producer | ||
| Electroanatomical mapping system | Biologics Delivery Systems, Johnson & Johnson company | ||
| Enoxaparin | Varying producer | ||
| Fentanyl | Varying producer | ||
| Intramyocardial injection catheter | Johnson & Johnson | ||
| Iodine contrast agent | Iomeron | ||
| Kitchen knife | Varying producer | ||
| Lidocaine | Varying producer | ||
| Liquid nitrogen | Varying producer | ||
| MgSO4 | Varying producer | ||
| Needle 18 G | Cordis | 12-004943 | |
| Perfusion pump | |||
| PET-CT scanner | Siemens Healthcare | ||
| Polytetrafluoroethylene tube | |||
| Propofol | Varying producer | ||
| Scalpel no 11 | VWR | SWAN0503 | |
| Sublingual dinitrate | Takeda | ||
| Ultrasound machine | Philips |
References
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