Summary
Myokardiell genterapi för ischemisk hjärtsjukdom är mycket lovande för framtida terapier. Här introducerar vi en stordjursmodell för att utvärdera effekten av genterapi i det ischemiska hjärtat.
Abstract
Kranskärlssjukdom är en av de viktigaste orsakerna till dödlighet och sjuklighet över hela världen. Trots utvecklingen av nuvarande terapier förblir en betydande andel av patienterna med kranskärlssjukdom symtomatiska. Genterapimedierad terapeutisk angiogenes erbjuder en ny terapeutisk metod för att förbättra myokardiell perfusion och lindra symtom. Genterapi med olika angiogena faktorer har studerats i ett fåtal kliniska prövningar. På grund av metodens nyhet är utvecklingen av myokardiell genterapi en kontinuerlig väg från bänk till säng. Därför behövs stora djurmodeller för att utvärdera säkerhet och effekt. Ju mer stordjursmodellen identifierar den ursprungliga sjukdomen och de slutpunkter som används i kliniker, desto mer förutsägbara resultat är från kliniska prövningar. Här introducerar vi en stordjursmodell för att utvärdera effekten av genterapin i hjärtat av ischemiskt svin. Vi använder kliniskt relevanta avbildningsmetoder såsom ultraljudsavbildning och 15H2O-PET. För att rikta genöverföringarna till önskat område används elektroanatomisk kartläggning. Syftet med denna metod är: (1) att efterlikna kronisk kranskärlssjukdom, (2) att inducera terapeutisk angiogenes vid hypoxiska områden i hjärtat, och (3) att utvärdera genterapins säkerhet och effekt med hjälp av relevanta effektmått.
Introduction
Kranskärlssjukdom är ansvarig för den stora andelen dödlighet och sjukdomsbörda över hela världen1. Nuvarande behandlingsstrategier är perkutana ingrepp, farmakologisk behandling och bypassoperation2. Trots utvecklingen av dessa nuvarande terapier lider många patienter av så kallad eldfast angina, vilket understryker det ouppfyllda behovet av nya behandlingsmetoder3. Genterapimedierad terapeutisk angiogenes kan rikta sig mot denna patientgrupp.
Myokardiell genterapi levereras oftast med hjälp av olika virala vektorer, oftast replikationsbrist adenovirus4. Som terapeutiska gener används olika angiogena tillväxtfaktorer. De mest väsentligt studerade angiogena tillväxtfaktorerna är de vaskulära endoteltillväxtfaktorerna (VEGF) som förmedlar deras angiogena signalering genom vaskulära endoteltillväxtfaktorreceptorer (VEGFR) och deras koreceptorer5. Flera kliniska prövningar har visat fördelarna och säkerheten med hjärtgenterapi och gjort denna nya behandlingsmetod till ett realistiskt alternativ för behandling av ischemiska hjärtsjukdomar 6,7. Detta koncept behöver dock fortfarande förbättras av de terapeutiska gener och virala vektorer som testas i stora djurmodeller innan de går in i klinikerna. Grisen har ofta använts som försöksdjur eftersom dess hjärta är mycket likt det mänskliga hjärtat. Storleken på hjärt-kärlsystemet hos en gris möjliggör användning av liknande kateteruppfinningar som används hos människor. Alla avbildningsmetoder som är tillgängliga för människor kan användas hos grisar8.
Det finns flera stora djurmodeller för kronisk ischemi. Den vanligaste är ameroid constrictor modell 9,10,11. Nackdelen med denna metod är invasiviteten eftersom thorakotomi behövs för att komma åt koronar vaskulatur. Tidigare i vår grupp har en miniinvasiv flaskhalsstentmodell för kronisk myokardischemi utvecklats12. Denna metod används också i detta manuskript för att inducera myokardischemi.
Användbarheten av ultraljudsavbildning har utvecklats väsentligt trots åldern på bildmodaliteten. Till exempel är myokardstammen fortfarande huvudsakligen i forskningsanvändning på grund av dess nyhet. Myokardiell belastning återspeglar förändringar i hjärtats kontraktila funktion bättre än den traditionella M-mode ejektionsfraktionsmätningen13. Således, här i stordjursmodellen, används myokardiell stammätning. För att utvärdera hjärtats funktion mäts hjärtminutvolymen också genom cine-avbildning av vänster kammare under angiografi. Hjärtminutvolym mäts både i vila och under dobutamininducerad stress för att utvärdera myokardfunktionen under stress.
Förutom mätningarna av hjärtfunktionen är information om myokardiell perfusion avgörande i genterapistudier som syftar till terapeutisk angiogenes. I denna djurmodell avbildas djur med 15 O-märkta radiovattenpositronemissionstomografi (15H2O-PET) eftersom detta är den gyllene standarden för mätning av myokardiell perfusion. 15H2O-PET har tidigare validerats för mätning av perfusion av ischemiskt svinhjärta14.
Således utgör de metoder och modaliteter som nämns ovan ett utmärkt perspektiv för att utvärdera effekten av genterapi i det ischemiska hjärtat.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Försöken som presenteras här utförs på cirka 10 veckor gamla tamgrisar och är godkända av Djurförsöksnämnden i Finland. Djur väger 30-40 kg i början av protokollet, vilket möjliggör samma procedurutrustning och bildmetoder som möjligt för människor. Kronisk ischemi induceras 14 dagar före genöverföringen, och uppföljningstiden efter genöverföringen beror på vilken viral vektor som används. Studieprotokollet visas i figur 1. Detta protokoll kan användas för att utföra adenovirala eller AAV-medierade genterapiinjektioner. Tidpunkten för provtagningen måste anpassas till transgenuttryckstoppen, som beror på vilken viral vektor som används. Till exempel, vid utförande av adenovirala genöverföringar, är tiden för provsamlingen inställd på 6 dagar efter genöverföringen.
1. Medicinering
- Administrera en daglig dos på 200 mg amiodaron och 2,5 mg bisoprolol för att förhindra dödliga ventrikulära arytmier. Läkemedlet börjar 1 vecka före ischemioperationen och fortsätter dagligen fram till uppföljningen.
- Dessutom administrera perorala doser av klopidogrel (300 mg) och acetylsalicylsyra (300 mg) till djuren 1 dag före ischemioperationen för att förhindra akut in-stenttrombos efter stentplaceringen.
- Administrera 100 mg lidokain och 2,5 ml (246 mg/ml)MgSO4 intravenöst till djuren i början av ischemioperationen för att förhindra ventrikulära arytmier.
- Administrera intramuskulär injektion av cefuroxim (500 mg) i början av varje operation för infektionsprofylax.
- Administrera 30 mg enoxaparin intravenöst i början av ischemioperationerna och subkutant efter operationsproceduren för förebyggande av trombos.
- För anestesi och analgesi, administrera 1,5 ml atropin, 6 ml azaperon (40 mg / ml), propofol 20 mg / ml, med en hastighet av 15 mg / kg / h och fentanyl 50 μg / ml med en hastighet av 10 μg / kg / h. Läkemedelsdoserna var desamma för varje gris. Se lokala riktlinjer för användning av djur för dosadministrering.
- Bedöva djuren under alla operationer. Alla operationer ska utföras i en steril miljö med en steril teknik.
2. Transtorakal ekokardiografi
- Utför transtorakal ekokardiografi före ischemioperation, genöverföring och eutanasi för att utvärdera eventuell detekterbar perikardvätska och bestämma myokardstammen.
- Placera givaren i det tredje eller fjärde interkostala utrymmet under grisens armhåla för att komma åt parasternala kortaxelvyer på mitralventilnivå, papillärmuskel och apikala nivåer (Video 1). Givarens markör ska peka på grisens bröstben. Om du vill spara ett klipp trycker du på Anskaffa.
3. Endovaskulär verksamhet under fluoroskopisk vägledning
- Utför vänster ventrikel cine-avbildning efter koronarangiogram före ischemioperation, genöverföring och vävnadsinsamling.
- Förberedelse av operationen
- Förbered dig för operationerna genom att sedera grisarna med en intramuskulär injektion av 1,5 ml atropin och 6 ml azaperon.
- Efter sederingen induceras allmän propofol och fentanylanestesi för angiografiska procedurer till svinen med doser på 15 mg/kg/timme respektive 10 μg/kg/timme.
OBS: Grisarna bedövas under hela proceduren. - Stödja ventilationen genom intubation och ventilator och övervaka de vitala fysiologiska parametrarna, såsom EKG och andningsparametrar.
- Placering av introtarmantel
- Placera en introducerarmantel i den högra lårbensartären för alla operationer som standardpraxis inom kardiologi. Använd ultraljud för att spåra lårbensartären och genomborra den med en ingångsnål (18 G).
OBS: Använd en 8F introducerslida för intramyokardiell genöverföring och en 6F-mantel för alla andra operationer. För in mantelns styrtråd genom nålen för att trä artären och håll guidekabeln stilla medan du tar bort nålen. - Sätt in introducerarmanteln längs guidetråden och ta bort styrtråden när den placeras och administrera 1,25 mg sublingualt dinitrat till grisen för att inducera koronar vasodilatation.
- Placera en introducerarmantel i den högra lårbensartären för alla operationer som standardpraxis inom kardiologi. Använd ultraljud för att spåra lårbensartären och genomborra den med en ingångsnål (18 G).
- Koronarangiografi
- Utför koronarangiografi direkt före ischemioperation, genöverföring och vävnadsinsamling. De maskiner som behövs för angiogrammen visas i figur 2.
- Använd en 6F-kateter under fluoroskopisk vägledning med ett jodkontrastmedel för att avbilda den högra kransartären och den vänstra stigande kransartären (Video 2).
- Vänster kammare cine avbildning under vila och dobutamin stress
- Administrera en 21 ml bolus av jodkontrastmedel i vänster kammare via en 5F pigtailkateter med hjälp av en autoinjektor. Ställ först in bolusvaraktigheten på 3 s och den totala volymen för 21 ml. Tryck sedan på Singel och Ja.
- Beräkna ejektionsfraktionen med mätprogramvaran på den angiografiska arbetsstationen. För att utföra beräkningen, välj Ventrikulär analys av bilden i fråga. Bläddra i bilden för att välja en tidsram, en i diastole och en i systole. Välj ett verktyg för att rita ventrikulära konturer för varje tidsram.
OBS: Programvaran beräknar nu ejektionsfraktionen och slagvolymen med Simpsons metod. Ejektionsfraktionsmätningen utförs under vila och under dobutamininducerad stress.
- Stressavbildning
- Dosera dobutamin intravenöst i ökande doser från 10 μg/kg/min till 20 μg/kg/min för dobutamininducerad stressavbildning tills målpulsen på 160 slag/min har uppnåtts. Utför sedan cine-avbildningen.
- Ischemi operation
- Placera en flaskhalsstent i vänster kranskärl (LAD) 14 dagar före genöverföringen för att inducera kronisk myokardischemi. Efter flaskhalsstentplaceringen, kontrollera om flaskhalsstenten är korrekt placerad, vilket begränsar koronar blodflöde.
OBS: Flaskhalsstenten placeras på en dilatationskateter och består av en barmetallstent täckt av ett polytetrafluoretylenrör bildat i en flaskhalsform för att minska koronar blodflöde9.
- Placera en flaskhalsstent i vänster kranskärl (LAD) 14 dagar före genöverföringen för att inducera kronisk myokardischemi. Efter flaskhalsstentplaceringen, kontrollera om flaskhalsstenten är korrekt placerad, vilket begränsar koronar blodflöde.
- Definiera stentstorleken
- Välj stentens storlek, antingen 3,0/3,5/4,0 x 8 mm, beroende på storleken på den vänstra stigande kransartären i angiogrammet med hjälp av den automatiska mätprogramvaran i den angiografiska arbetsstationen (Video 3)12.
- Stent placering
- Placera en spole till vänster kransartär och glid flaskhalsstenten till LAD, placera den distalt till den första diagonalen.
- Blås upp stenten till nominellt tryck i artären med hjälp av en in-deflator med ett stent-till-lumen-förhållande på 1,3, förankra flaskhalsen på plats. Efter ytterligare 15 s, töm stenten och dra tillbaka utrustningen från artären.
OBS: Bekräfta korrekt placering av flaskhalsstenten med angiogram.
4. PET-avbildning
OBS: En dag före genöverföringen, utför vila och stress 15O-märkta radiovatten PET / CT-skanningar (kräver sjukhusmiljö och radiologiska tekniker).
- Referens bildbehandling
- Utför datortomografi (CT) skanningar före vila och stressavbildning. Använd CT-informationen för dämpningskorrigering.
- 15O-märkt radiovattenavbildning
- Utför vilo- och stressavbildning med en 800 MBq 15H2Obolus.
- Stressavbildning
- Utför stressavbildning med ytterligare 800 MBq 15 O-vattenbolus efter ett lämpligt radioaktivt sönderfall på 12min.
OBS: Hyperemi induceras av adenosin (200 μg / kg / min intravenös), som beskrivits tidigare12.
- Utför stressavbildning med ytterligare 800 MBq 15 O-vattenbolus efter ett lämpligt radioaktivt sönderfall på 12min.
5. Genöverföring
- Elektroanatomisk kartläggning
- Fortsätt till elektroanatomisk kartläggning efter ett koronarangiogram och funktionella mätningar (ekokardiografi, LV-cineavbildning).
- Introducera en kartläggningskateter till vänster kammare via lårbensskidan i fluoroskopisk vägledning.
OBS: Registrera cirka 100-150 punkter runt vänster kammare med mappningskatetern för att skapa den elektroanatomiska kartan.
- Avsluta den elektroanatomiska kartan
- Ta bort avvikande punkter för att säkerställa en mer tillförlitlig elektroanatomisk karta över vänster kammare.
- Gör detta genom att välja Klippplan på kartan och ta bort de punkter som skiljer sig från de punkter som bildar kammarformen. Välj sedan Banor för kartvyn och ta bort de punkter som har färdats horisontellt under punktregistreringen.
OBS: Se till att de återstående punkterna täcker vänster kammare och registrera fler poäng om det behövs.
- Injektioner av genöverföring
- För in en intramyokardiell injektionskateter i vänster kammare via lårbensmanteln under fluoroskopisk vägledning. Ställ in injektionsnålens längd på 3 mm.
- Kriterier för intramyokardiella injektioner
- Styra genöverföringarna genom elektroanatomiskt kartläggningssystem och rikta injektionerna till livskraftiga men hypokinetiska områden i vänster kammare.
OBS: För livskraft, använd en unipolär spänning över 5 mV som kriterium. För hypokinesi, välj en lokal linjär förkortning (LLS) så låg som tillgänglig, åtminstone under 12% men helst under 6%13.
- Styra genöverföringarna genom elektroanatomiskt kartläggningssystem och rikta injektionerna till livskraftiga men hypokinetiska områden i vänster kammare.
- Intramyokardiella injektioner
- Under 30 s injiceras vektormaterialet i urvalspunkten (steg 5.4) och håll injektionsnålen inne i hjärtmuskeln i ytterligare 5 s innan den dras tillbaka för att förhindra återflöde till vänster kammare.
6. Eutanasi och provtagning
Observera: Efter mätningarna av koronarangiogram och ejektionsfraktion som beskrivs i steg 3.4.1 respektive 3.5.2 administreras 50 ml mättad kaliumklorid intravenöst till det bedövade svinet.
- Perfusionsfixering av hjärtat
- Skörda hjärtat från brösthålan. Skölj med vatten. Placera en 18 G nål ovanför aortaklaffen och fäst nålen på en perfusionspump. Perfusera hjärtat med 750 ml 1% paraformaldehyd (PFA).
- Insamling av prover
- Skär hjärtat i 1 cm tjocka skivor med en vass kökskniv. Samla proverna från genöverföringsområdet till 4% PFA och flytande kväve.
OBS: För att skörda negativa kontroller, samla ett kontrollprov från vänster kammares bakre vägg.
- Skär hjärtat i 1 cm tjocka skivor med en vass kökskniv. Samla proverna från genöverföringsområdet till 4% PFA och flytande kväve.
- Insamling av säkerhetspapper
- Skörda prover från avlägsna vävnader, såsom lunga, lever, njure, mjälte och äggstockar. Ta prover på 4% PFA och flytande kväve.
7. Lagring av prover
- Förvara proverna för färgning i 4 % PFA i 48 timmar vid 4 °C.
OBS: Byt ut PFA dagligen med en ny vätska.- Efter 48 timmar, ersätt PFA med 15% sackaros i avjoniserat vatten. Förvaras i minst 24 timmar innan proverna bäddas in i paraffinblock. Snäppfrysta prover förvaras vid -70 °C.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Framgången av ischemioperationen kan bekräftas med detta protokoll med koronarangiogram och genom att bestämma det hypokinetiska området med transtorakal ultraljud (figur 1) innan man fortsätter till genleveransen. Tillståndet för koronar ocklusion kan utvärderas med koronarangiogram, och den elektroanatomiska kartläggningen säkerställer de ischemiska och dvalande områdena.
Genterapins effekt kan analyseras genom att mäta omkretsstammen, ejektionsfraktionen och myokardiell perfusion med 15H2O-PET (figur 3). Vävnadsproverna kan samlas in direkt från genöverföringsområdet genom att jämföra hjärtat med den elektroanatomiska kartan. Transgenuttrycket och terapeutisk angiogenes (figur 4) kan utvärderas genom immunhistologisk analys genom att analysera antalet positiva celler efter beta-galaktosidasfärgning och genom att analysera myokardkapillärområdet efter CD31-färgning. Dessutom kan genterapins säkerhet bedömas genom diagnostisk avbildning (perikardiumeffusionsbedömning genom ekokardiografi), immunohistologi och distributionsanalys.
Figur 1: Studieprotokoll. Ischemi induceras 14 dagar före genöverföringen. 15H2O-PET-avbildning utförs 1 dag före genöverföring och före avlivning och provinsamling. Tidpunkten för provsamlingen beror på den virala vektorn och den terapeutiska genen som används. Vid användning av adenovirala vektorer är den andra 15H2O-PETden 5: e dagen och tiden för provinsamling är den 6:e dagen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Uppställning av angiolaboratorium. De maskiner som behövs för koronarinterventioner: ultraljudsmaskin, ventilator och angiografisk station, från vänster till höger. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Representativ bild av omkretsstam och 15H2O-PET och en elektroanatomisk karta från det ischemiska hjärtat. 15H2O-PET: röd färg representerar området för maximal perfusion och blått indikerar området för hypoperfusion. Elektroanatomisk karta: Bruna prickar i den elektroanatomiska kartan representerar injektionsställena. Den röda färgen indikerar hypokinetiska områden i vänster kammare, medan lila indikerar området med normal kontrakterbarhet. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Representativ bild av β-galaktosidas och PECAM-1-färgningar. β-galaktosidas uttrycks i AdLacZ-transducerade hjärtan och kan användas för att visa transgent uttryck. PECAM-1-färgning används för att detektera myokardkapillärer och för att analysera kapillärområdet. Den nedre raden representerar det område som är avlägset från genöverföringen. Skalstång i β-galaktosidasfärgningar: 200 μm. Skalstång i PECAM-1-färgningar: 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Video 1: Transthoracic ekokardiografi kortaxelvy. Klicka här för att ladda ner den här videon.
Video 2: Koronarangiogram av LAD före genöverföring. Klicka här för att ladda ner den här videon.
Video 3: Mätning av vänster främre nedåtgående artärdiameter. Klicka här för att ladda ner den här videon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Tidpunkterna för detta protokoll kan ändras beroende på vilken virusvektor som används. De immunhistologiska analyserna kan också väljas utifrån den terapeutiska genen. Det är också möjligt att lägga till fler tidpunkter och slutpunkter i protokollet om det behövs.
Detta protokoll består av steg som är nödvändiga för att lyckas och omöjliga att korrigera efteråt. För det första, om man inte framkallar lämplig ischemi, måste djuret uteslutas från ytterligare försök och analyser. Standardisering av metoder och avbildning är avgörande så att resultaten är jämförbara mellan tidpunkter och djur. För det andra måste proverna samlas in från det exakta genöverföringsområdet och bearbetas framgångsrikt för att utföra ytterligare analyser. Detta protokoll kräver också djup förtrogenhet med angiografiska procedurer och olika avbildningsmetoder. Till exempel kräver koronarangiogram och virala injektioner till ett slående hjärta omfattande träning samt att utföra korrekt transtorakal ekokardiografi. Ändå mäter dessa avbildningsmetoder myokardfunktion och perfusion för att ge viktig information för vidare studier.
Det kardiovaskulära systemet hos en gris liknar den mänskliga på grund av dess anatomiska och fysiologiska likheter, och därför används grisar ofta för att modellera kardiovaskulär sjukdomsmekanik och procedurer. Uppföljningstiden är dock begränsad till cirka 6 månader på grund av djurets snabba tillväxt. Efter 6 månader blir hanteringen av djuret utmanande och bildkvaliteten försämras.
Dessutom är grisar avsevärt resistenta mot åderförkalkning, vilket gör dietinducerad ateroskleros komplicerad att modellera hos grisar17. Modeller för kronisk ischemi har dock utvecklats för att efterlikna den ursprungliga sjukdomen. Den betydande fördelen med flaskhalsstentischemimodellen som används i detta protokoll är att den gradvisa ocklusionen av stenten representerar kranskärlssjukdom bättre än plötslig ocklusion. Jämfört med ameroidkonstriktormodellen är denna metod mindre invasiv. För det andra är perkutan flaskhalsstentplacering en snabb procedur att utföra. Genom att använda det elektroanatomiska kartläggningssystemet kan genöverföringen riktas till det dvalande myokardiet, inte till infarktområdet, vilket är ett möjligt resultat när ultraljudsvägledning används för att rikta injektionerna. Nackdelen med den elektroanatomiska kartläggningen är emellertid procedurens längd. Dessutom, eftersom grishjärtat är mycket känsligt för ventrikulära arytmier, kan kartläggning inducera ventrikelflimmer under kartläggningsproceduren. Dessa arytmier defibrilleras emellertid lätt.
Effektmåtten som används i denna stordjursmodell identifierar de som används i kliniska prövningar, vilket förbättrar övergången till klinikerna. Dessutom är dessa metoder tillämpliga för stora djurstudier som utvärderar effekten av myokardgenterapi med olika uppföljningstider och andra tilläggseffektmått utöver de som beskrivs i denna modell. Detta protokoll har standardiserats efter en stor erfarenhet av stora djurförsök. I framtiden gäller detta protokoll för att utvärdera säkerheten och effekten av myokardiell genterapi före översättning till klinikerna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna deklarerar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Författarna vill tacka Maria Hedman, Tiina Laitinen, Tomi Laitinen, Pekka Poutiainen, Annika Viren och Severi Sormunen för hjälpen och tillåtandet av 15O-PET-avbildningar vid Kuopio universitetssjukhus; och Heikki Karhunen, Minna Törrönen och Riikka Venäläinen från Statens försöksdjurcenter för deras hjälp med djurarbete.
Studien stöds av anslag från Finlands Akademi, ERC och CardioReGenix EU Horizon 2020-bidrag.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1% PFA | VWR | VWRC28794.295 | Prepared from paraformaldehyde powder |
| 15 % sucrose | VWR | VWRC27480.294 | Prepared from solid sucrose |
| 4% PFA | VWR | VWRC28794.295 | Prepared from paraformaldehyde powder |
| 5 F pigtail catheter | Cordis | 534-550S | |
| 6 F catheter AR2 | Cordis | 670-112-00 | |
| 6 F introducer sheath | Cordis | 504-606X | |
| 8 F introducer sheath | Cordis | 504-608X | |
| Acetylsalicylic acid | Varying producer | ||
| Amiodarone | Varying producer | ||
| Angiographic station | GE Healthcare | ||
| Angiolaboratory set | Mölnlycke | designed for the needs of our angiolaboratory, contains sterile drapes, cups and swabs | |
| Bisoprolol | Varying producer | ||
| Cefuroxime | Varying producer | ||
| Clopidogrel | Varying producer | ||
| Coroflex Blue stent | B.Braun Medical | 5029012 | Catalog number depends on stent size |
| Crile forceps | |||
| Cyclotron | GE Healthcare | ||
| Dobutamine | Varying producer | ||
| Electroanatomical mapping system | Biologics Delivery Systems, Johnson & Johnson company | ||
| Enoxaparin | Varying producer | ||
| Fentanyl | Varying producer | ||
| Intramyocardial injection catheter | Johnson & Johnson | ||
| Iodine contrast agent | Iomeron | ||
| Kitchen knife | Varying producer | ||
| Lidocaine | Varying producer | ||
| Liquid nitrogen | Varying producer | ||
| MgSO4 | Varying producer | ||
| Needle 18 G | Cordis | 12-004943 | |
| Perfusion pump | |||
| PET-CT scanner | Siemens Healthcare | ||
| Polytetrafluoroethylene tube | |||
| Propofol | Varying producer | ||
| Scalpel no 11 | VWR | SWAN0503 | |
| Sublingual dinitrate | Takeda | ||
| Ultrasound machine | Philips |
References
- Naghavi, M., et al. Global, regional, and national age-sex specifc mortality for 264 causes of death, 1980-2016: A systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
- Knuuti, J., et al. 2019 ESC Guidelines for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes: The Task Force for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 41 (3), 407-477 (2020).
- Davies, A., et al. Management of refractory angina: An update. European Heart Journal. 42 (3), 269-283 (2021).
- Ylä-Herttuala, S., Baker, A. H. Cardiovascular gene therapy: Past, present, and future. Molecular Therapy. 25 (5), 1095-1106 (2017).
- Lähteenvuo, J., Ylä-Herttuala, S. Advances and challenges in cardiovascular gene therapy. Human Gene Therapy. 28 (11), 1024-1032 (2017).
- Hammond, H. K., et al. Intracoronary gene transfer of adenylyl cyclase 6 in patients with heart failure: A randomized clinical trial. JAMA Cardiology. 1 (2), 163-171 (2016).
- Hartikainen, J., et al. Adenoviral intramyocardial VEGF-DDNDC gene transfer increasesmyocardial perfusion reserve in refractory angina patients: A phase I/IIa study with 1-year follow-up. European Heart Journal. 38 (33), 2547-2555 (2017).
- Laakkonen, J. P., Ylä-Herttuala, S. Recent advancements in cardiovascular gene therapy and vascular biology. Human Gene Therapy. 26 (8), 518-524 (2015).
- Roth, D. M., et al. Effects of left circumflex Ameroid constrictor placement on adrenergic innervation of myocardium. The American Journal of Physiology. 253 (6), Pt 2 1425-1434 (1987).
- White, F. C., Carroll, S. M., Magnet, A., Bloor, C. M. Coronary collateral development in swine after coronary artery occlusion. Circulation Research. 71 (6), 1490-1500 (1992).
- Liu, C. -B., et al. Human umbilical cord-derived mesenchymal stromal cells improve left ventricular function, perfusion, and remodeling in a porcine model of chronic myocardial ischemia. Stem Cells Translational Medicine. 5 (8), 1004-1013 (2016).
- Rissanen, T. T., et al. The bottleneck stent model for chronic myocardial ischemia and heart failure in pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (9), 1297-1308 (2013).
- Greenberg, N. L., et al. Doppler-derived myocardial systolic strain rate is a strong index of left ventricular contractility. Circulation. 105 (1), 99-105 (2002).
- Grönman, M., et al. Assessment of myocardial viability with [15O]water PET: A validation study in experimental myocardial infarction. Journal of Nuclear Cardiology. , 1-10 (2019).
- Tarkia, M., et al. Evaluation of 68Ga-labeled tracers for PET imaging of myocardial perfusion in pigs. Nuclear Medicine and Biology. 39 (5), 715-723 (2012).
- Gyöngyösi, M., Dib, N. Diagnostic and prognostic value of 3D NOGA mapping in ischemic heart disease. Nature Reviews. Cardiology. 8 (7), 393-404 (2011).
- Shim, J., Al-Mashhadi, R. H., Sørensen, C. B., Bentzon, J. F. Large animal models of atherosclerosis - New tools for persistent problems in cardiovascular medicine. Journal of Pathology. 238 (2), 257-266 (2016).
