Summary
Knaagdieren kunnen geen migrainesymptomen melden. Hier beschrijven we een beheersbaar testparadigma (licht / donker en open veld assays) om lichtaversie te meten, een van de meest voorkomende en hinderlijke symptomen bij patiënten met migraine.
Abstract
Migraine is een complexe neurologische aandoening die wordt gekenmerkt door hoofdpijn en sensorische afwijkingen, zoals overgevoeligheid voor licht, waargenomen als fotofobie. Hoewel het onmogelijk is om te bevestigen dat een muis migraine ervaart, kan lichtaversie worden gebruikt als een gedragssurrogaat voor het migrainesymptoom van fotofobie. Om te testen op lichtaversie, gebruiken we de licht / donker-test om de tijd te meten die muizen vrij kiezen om door te brengen in een lichte of donkere omgeving. De test is verfijnd door twee kritische wijzigingen aan te brengen: pre-blootstelling aan de kamer voorafgaand aan het uitvoeren van de testprocedure en instelbare kamerverlichting, waardoor het gebruik van een reeks lichtintensiteiten van 55 lux tot 27.000 lux mogelijk is. Omdat de keuze om meer tijd in het donker door te brengen ook indicatief is voor angst, gebruiken we ook een lichtonafhankelijke angsttest, de open veldtest, om angst te onderscheiden van licht-aversief gedrag. Hier beschrijven we een aangepast testparadigma voor de licht/donker en open veld assays. De toepassing van deze assays wordt beschreven voor intraperitoneale injectie van calcitonine gen-gerelateerd peptide (CGRP) in twee muizenstammen en voor optogenetische hersenstimulatiestudies.
Introduction
Migraine is een veel voorkomende neurologische ziekte, die ongeveer 17% van de Amerikanen treft1 en is wereldwijd de tweede belangrijkste oorzaak van invaliditeit2,3. Patiënten ervaren hoofdpijn die 4-72 uur aanhoudt, vergezeld van ten minste een van de volgende symptomen: misselijkheid en / of braken, of fotofobie en fonofobie4. Recente ontwikkelingen in de ontwikkeling van calcitonine gen-gerelateerde peptide (CGRP) antilichamen die nu door de FDA zijn goedgekeurd, zijn een nieuw tijdperk begonnen voor de behandeling van migraine5,6,7. Deze antilichamen blokkeren CGRP of de receptor ervan en voorkomen migrainesymptomen bij ongeveer 50% van de migrainepatiënten7. In het afgelopen jaar zijn twee kleinmolecuulantagonisten van de CGRP-receptor ook door de FDA goedgekeurd voor een mislukte behandeling van migraine, en er zijn er nog twee in de pijplijn8. Ondanks deze therapeutische vooruitgang blijven mechanismen waarmee migraineaanvallen optreden nog steeds ongrijpbaar. De sites van CGRP-actie zijn bijvoorbeeld niet bekend. De werkzaamheid van therapeutische antilichamen die de bloed-hersenbarrière niet merkbaar passeren, suggereert dat CGRP werkt op perifere plaatsen, zoals de hersenvliezen en / of trigeminus ganglia. We kunnen echter niet uitsluiten dat centrale acties bij omzeiliculaire organen, die geen bloed-hersenbarrière hebben9. In ieder geval voor fotofobie denken we dat dit minder waarschijnlijk is gezien onze resultaten met lichtaversie met behulp van transgene nestin / hRAMP1-muizen waarbij hRAMP1 overexpressie heeft in het zenuwweefsel10. Het begrijpen van mechanismen van migraine pathofysiologie zal nieuwe wegen bieden voor de ontwikkeling van migraine therapeutica.
Preklinische diermodellen zijn van cruciaal belang voor het begrijpen van ziektemechanismen en de ontwikkeling van nieuwe geneesmiddelen. De beoordeling van migraine bij dieren is echter een uitdaging, omdat dieren hun pijnsensaties niet verbaal kunnen melden. Gezien het feit dat 80-90% van de migrainepatiënten fotofobie vertoont11, wordt lichtaversie beschouwd als een indicator van migraine in diermodellen. Dit leidde tot de noodzaak om een test te ontwikkelen om lichtaversie bij muizen te beoordelen.
De licht/donker assay bevat een lichte zone en een donkere zone. Het wordt veel gebruikt voor het meten van angst bij muizen op basis van hun spontane verkenning van nieuwe omgevingen die wordt tegengegaan door hun aangeboren afkeer van licht12. Sommige studies stellen 1/3 van de kamer in als de donkere zone, terwijl anderen 1/2 van de kamer als de donkere zone instellen. De eerste instelling wordt vaak gebruikt om angst te detecteren13. Hoewel we in eerste instantie kozen voor even grote licht/donkere kamers, hebben we de twee relatieve maten niet vergeleken. We kunnen opmerken dat de totale grootte van beide kamers geen belangrijke factor is, aangezien de eerste testbox14 aanzienlijk groter was dan het daaropvolgende apparaat15, maar de resultaten waren in wezen hetzelfde.
Twee kritische aanpassingen aan deze licht/donker assay om lichtaversie te beoordelen waren: de testconditie en de lichtintensiteit (figuur 1). Ten eerste worden muizen vooraf blootgesteld aan de licht/donkere kamer om de verkennende drive te verminderen16 (figuur 1A). De noodzaak en tijden van pre-blootstellingen zijn afhankelijk van muizenstammen en -modellen. Wildtype C57BL/6J-muizen vereisen meestal twee pre-blootstellingen10, terwijl slechts één pre-blootstelling voor CD1-muizen voldoende is17. Op deze manier kan licht-aversief gedrag worden ontmaskerd in deze twee muizenstammen. Ten tweede is de kamerverlichting aangepast aan een instelbaar bereik van lichtintensiteiten van zwak (55 lux) tot helder (27.000 lux), waarbij 55 lux vergelijkbaar is met een donkere bewolkte dag en 27.000 lux vergelijkbaar is met een heldere zonnige dag in de schaduw10. We hebben ontdekt dat de vereiste lichtintensiteit varieert met de stam en het genetische model. Om deze reden moeten individuen eerst de minimale lichtintensiteit voor hun experimentele paradigma beoordelen.
Zelfs met deze wijzigingen in de test, die een licht-aversief fenotype kan onthullen, is het noodzakelijk om angstachtig gedrag te testen om onderscheid te maken tussen lichte aversie als gevolg van licht alleen versus als gevolg van angst. De open veldtest is een traditionele manier om angst te meten op basis van de spontane verkenning van nieuwe omgevingen. Het verschilt van de licht/donker-assay doordat de verkennende drive wordt tegengegaan door de aangeboren afkeer van onbeschermde open ruimtes. Zowel het midden als de randen van de kamer bevinden zich in het licht, dus de open veldtest is een lichtonafhankelijke angsttest. De combinatie van de licht/donker en open veld assays stelt ons dus in staat om onderscheid te maken tussen lichtaversie als gevolg van het vermijden van licht versus een algehele toename van angst.
CGRP is een multifunctioneel neuropeptide dat vaatverwijding, nociceptie en ontsteking reguleert18. Het wordt op grote schaal uitgedrukt in het perifere en centrale zenuwstelsel. Het speelt een belangrijke rol in migraine pathofysiologie18. Het mechanisme dat ten grondslag ligt aan CGRP-actie bij migraine is echter onduidelijk. Door gebruik te maken van de licht/donker en open veld assays met dit gemodificeerde testparadigma, waren we in staat om licht-aversief gedrag bij muizen te identificeren na perifere10,16 (Figuur 2) en centrale14,15,16,19 CGRP-toediening. Naast neuropeptiden is de identificatie van hersengebieden die betrokken zijn bij lichtaversie ook belangrijk bij het begrijpen van migraine pathofysiologie. De achterste thalamische kernen zijn een integratief hersengebied voor pijn en lichtverwerking19 en de thalamus wordt geactiveerd tijdens migraine20. Daarom richtten we ons op posterieure thalamische kernen door adeno-geassocieerd virus (AAV) met channelrhodopsine-2 (ChR2) of eYFP in dit gebied te injecteren. Door deze optogenetische benadering te combineren met deze twee assays, toonden we aan dat optische stimulatie van ChR2-tot expressie brengende neuronen in de posterieure thalamische kernen lichtaversie veroorzaakte19 (figuur 3). In dit experiment, gezien het dramatische effect op de opgeroepen lichtaversie bij deze optogenetisch gemanipuleerde muizen, werden pre-blootstellingen aan de kamer overgeslagen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dierprocedures werden goedgekeurd door de University of Iowa Animal Care and Use Committee en uitgevoerd in overeenstemming met de normen van de National Institutes of Health.
1. Licht/donker assay
- Opstelling van licht/donker kamerapparatuur (zie Materiaaltabel). Alle apparatuur in deze sectie is in de handel verkrijgbaar.
- Plaats op een plank de geluidsdempende cabine (binnenkant: 59,7 x 38 x 35,6 cm in B x H x D) met daarin een uittrekbare lade voor gemakkelijke toegang tot de kamer en donkere inzet.
- Sluit de DC-voeding en een DC-gereguleerde voeding aan op de geluiddempende cabine.
- Plaats de transparante naadloze open veldkamer (27,31 x 27,31 x 20,32 cm in L x B x H) op de uittrekbare lade van de cabine.
- Plaats de zwarte, infrarood (IR)-transparante kunststof donkere insert (28,7 X 15 X 20,6 cm in L x B x H) in de open veldkamer. Zorg ervoor dat de kamer is verdeeld in twee zones van gelijke grootte: een donkere zone en een lichte zone.
- Sluit drie sets 16-beam IR-arrays op de X-, Y- en Z-as van de open veldkamer via kabels aan op de IR USB-controller.
- Sluit de IR USB-controller aan op een computer.
- Installeer de trackingsoftware op de computer die de locatie en activiteit van de muis kan opnemen en verzamelen.
- Verwijder voor de opstelling van het lichtpaneel eerst het lichtgevende diode (LED) lichtpaneel (27,70 x 27,70 cm in L x B; 360 LED's, daglichtgebalanceerde kleur, 5600K, 60 ° vloedbundelspreiding) uit de originele behuizing.
- Monteer het lichtpaneel met de LED-driver, het koellichaam en de voeding. Meerdere LED-lichtpanelen kunnen worden aangesloten op één voeding, koellichaam en LED-driver om een uniforme lichtpaneelregeling te bereiken.
- Bouw een op maat gemaakt acrylplatform (29,77 x 27,70 x 8,10 cm in L x B x H) bestaande uit 7 identieke planken met intervallen van 0,53 cm (figuur 1B). Bevestig de aangepaste acrylaatplank permanent aan het plafond in de cabine boven de kamer.
- Plaats het LED-lichtpaneel in de sleuf tussen de onderste twee planken. Stel het lichtpaneel indien nodig in op verschillende hoogten (figuur 1B,C) (bijvoorbeeld bij gebruik van optogenetische muizen. Details worden besproken in hoofdstuk 3).
- Schakel het koellichaam, de LED-driver en de voeding in. Bevestig dat de LED-driver de LED-lichtintensiteit kan dicteren door de lichtintensiteit op de kamervloer te meten en te bevestigen dat de vloer gelijkmatig wordt verlicht.
- Gedragstestprocedure
OPMERKING: Muizen worden gehuisvest op een lichtcyclus van 12 uur. Alle gedragsexperimenten worden uitgevoerd tijdens de lichtcyclus. Muizen, waaronder zowel mannetjes als vrouwtjes, in de leeftijd van 10-20 weken oud, worden gebruikt. In dit protocol ervaren naïeve wildtype CD1- en C57BL/6J-muizen twee pre-blootstellingen aan de licht/donkere kamer, gevolgd door blootstelling met behandeling en een blootstelling na de behandeling. Er is een interval van drie dagen tussen elke blootstelling om muizen in staat te stellen te herstellen (dag 1, 4, 7 en 10 zoals hieronder beschreven en figuur 1A). CD1-muizen vereisen echter niet de 2e pre-blootstelling en kunnen worden getest bij weinig licht.- Zet op dag 1 (voorbehandeling 1) het licht/donker testapparaat aan en stel de lichtintensiteit in op 27.000 lux.
- Open de trackingsoftware en stel een nieuw protocol in. Stel in de instelling Nieuw protocol de duur in op 30 minuten. Stel in de instelling Nieuwe analyse gegevensvakken op duur in op 300 s.
- Kies in de instelling Nieuwe zone de optie Vooraf gedefinieerde zones. Kies 2 en vervolgens Horizontaal. Controleer of de kamer horizontaal is verdeeld in twee zones van gelijke grootte voor opname.
- Wen ze 1 uur voorafgaand aan het testen naar de testruimte. Houd tijdens de gewenning het kamerlicht aan om het circadiane ritme van de muis niet te verstoren. Zorg ervoor dat alle apparatuur voor de licht/donker-test is ingeschakeld, zodat de muizen volledig kunnen wennen aan de testomgeving.
- Selecteer Gegevens verzamelen. Voer muis-id's in. Start het protocol.
- Trek de lade uit de geluiddempende cabine om toegang te krijgen tot de licht/donkere kamer en de donkere insert. Pak de muis voorzichtig op bij de basis van de staart, plaats deze in de lichte zone van de kamer en duw de lade in de cabine. Zorg ervoor dat de software de muis onmiddellijk detecteert en begint met het opnemen van activiteit.
- Wacht tot de opname na 30 minuten automatisch stopt. Breng de muis terug naar zijn thuiskooi.
- Reinig de kamer en het donkere inzetstuk met kiemdodende wegwerpdoekjes met alcoholgeur die 55,0% isopropylalcohol, 0,25% alkyl C12-18 dimethyl ethylbenzylammonium en 0,25% alkyl C12-18 dimethylbenymoniumchloride bevatten als antimicrobiële actieve ingrediënten om eventuele olfactorische signalen van de vorige muis uit te roeien.
- Herhaal op dag 4 (voorbehandeling 2) stap 1.2.1 tot en met 1.2.8.
- Herhaal op dag 7 (de behandelingsdag) stap 1.2.1 en 1.2.4. Na de gewenning CGRP (0,1 mg/kg, 10 μl/g op basis van het lichaamsgewicht van de muis, intraperitoneale injectie (i.p.)), het hoofd van de muis naar voren kantelen en injecteren in het kwadrant rechtsonder. Breng de muis terug naar de thuiskooi.
- Start na 30 minuten het protocol en voer de muis uit in de licht/donker-kamer zoals vermeld in stap 1.2.5 tot en met 1.2.7. De hersteltijd in thuiskooien na injecties kan worden verkort of verlengd, afhankelijk van de behandeling21.
- Reinig de kamer en het donkere inzetstuk zoals beschreven in stap 1.2.8.
- Herhaal op dag 10 (dag na de behandeling) stap 1.2.1 tot 1.2.8. Het experiment kan worden gepauzeerd bij stap 1.2.13 voordat de open veldtest wordt gestart.
2. Open veld assay
- De opstelling van het apparaat
- Opstelling van de open veldkamer: gebruik dezelfde geluidsdempende cabine en open veldkamer die worden gebruikt in de licht/donker-test, zonder de donkere insert te gebruiken.
- Lichtpaneel instellen: Gebruik dezelfde opstelling die wordt gebruikt in de licht/donker-test. Zorg ervoor dat de lichtintensiteit hetzelfde is als in de licht/donker-test.
- Gedragstestprocedure
- Zet het apparaat aan. Stel de lichtintensiteit in op 27.000 lux.
- Open de trackingsoftware.
- Stel een nieuw protocol in, hetzelfde als wordt gebruikt in de licht/donker-test, behalve voor de instellingen voor nieuwe zones. Kies 1 gevolgd door het centrum in de instellingen voor nieuwe zone. Stel de periferie in op 3,97 cm van de omtrek en het midden op 19,05 × 19,05 cm.
- Laat muizen wennen aan de testruimte zoals beschreven in stap 1.2.4.
- Dien CGRP toe (0,1 mg/kg, 10 μl/g op basis van het lichaamsgewicht van de muis, i.p.), kantel het hoofd van de muis naar voren en injecteer in het kwadrant rechtsonder. Breng de muis terug naar de thuiskooi.
- Start na 30 minuten het protocol. Trek de uittrekbare lade buiten de geluiddempende cabine en plaats de muis voorzichtig in het midden van de open veldkamer. Duw de lade in de cabine.
- Volg gedrag gedurende 30 minuten. Breng muizen vervolgens terug naar hun thuiskooien.
- Reinig het apparaat zoals beschreven in stap 1.2.8.
3. Gemodificeerde licht/donker assay voor optogenetische muizen
- De opstelling van het apparaat
- Breng twee wijzigingen aan in de donkere insert.
- Wijzig de opening van het donkere inzetstuk in 5,08 x 5,08 cm (B x H) met een kleine spleet van 0,95 x 10,16 cm (B X H) tussen de bovenkant en de opening van de donkere insert (figuur 1D linksboven).
OPMERKING: Met deze wijziging kan een muis zonder problemen naar de donkere zone gaan wanneer de glasvezelcanule op de muiskop aan het patchkoord is bevestigd. - Verleng de bovenkant van de donkere insert over het lichte gebied als een driehoekige veranda (H = 6,5 cm) (figuur 1D rechtsboven en linksonder). Knip een cirkelvormig gat (D = 1,7 cm) uit de veranda en steek een houder in het gat om de roterende verbinding te plaatsen en te stabiliseren, die de laser en de glasvezel patchkabels verbindt (figuur 1D linksboven en linksonder).
OPMERKING: De wijzigingen resulteren in een kleine verandering in de lichtintensiteit die de vloer van de donkere zone bereikt (17 lux met wijzigingen versus 14 lux zonder wijzigingen, gemeten in de rechterachterhoek van de donkere zone onder 27.000 lux).
- Wijzig de opening van het donkere inzetstuk in 5,08 x 5,08 cm (B x H) met een kleine spleet van 0,95 x 10,16 cm (B X H) tussen de bovenkant en de opening van de donkere insert (figuur 1D linksboven).
- Steek de roterende verbinding in de houder op het donkere inzetstuk.
- Sluit het 30,5 cm glasvezel patchkoord aan op de roterende verbinding. Controleer of de roterende verbinding soepel kan draaien, zodat het patchkoord zonder problemen kan draaien terwijl de muis de kamer doorkruist.
- Gebruik voor de rest van de opstelling dezelfde apparaatopstelling als in sectie 1 (licht/donker-test).
- Breng twee wijzigingen aan in de donkere insert.
- Gedragstestprocedure
OPMERKING: In tegenstelling tot de wildtype muizen, ontvangen de optogenetische muizen geen pre-blootstelling (voorbehandeling 1 en 2).- Plaats op de testdag het LED-lichtpaneel in de op een na laagste sleuf (28,23 cm van de vloer van het camber) om ruimte te bieden voor het aansluiten van het patchkabel. Zet het licht/donker testapparaat aan en stel de lichtintensiteit in op 55 lux.
- Gebruik dezelfde protocolinstellingen als die in 1.2.2 en 1.2.3, behalve dat Gegevensbakken op duur is ingesteld op 60 s in de instelling Nieuwe analyse om congruent te zijn met het laserstimulatieprotocol in stap 3.2.3.
- Schakel de aan/uit-laserknop in. Stel de laserpulsregelaar in om gedurende 1 minuut te stimuleren, gevolgd door 1 minuut zonder stimulatie gedurende 30 minuten.
- Wen ze aan muizen naar de testruimte met het licht aan gedurende 1 uur voorafgaand aan het testen.
- Start het protocol. Trek de uittrekbare lade buiten de geluidsdempende cabine om toegang te krijgen tot de licht/donker-kamer en de donkere insert.
- Houd de muis voorzichtig vast en koppel de glasvezelcanule op de muiskop aan het glasvezelpleisterkoord via een paringshuls (figuur 1D rechtsonder). Plaats de muis voorzichtig in de lichtzone en duw de lade in de cabine. Zorg ervoor dat het protocol automatisch het gedrag van muizen begint vast te leggen.
- Schakel na 1 minuut de pulsregelaar in en zet vervolgens de failsafe-toets op AAN. Zorg ervoor dat laserstimulatie van het beoogde hersengebied om de minuut plaatsvindt.
- Na 30 minuten wanneer het protocol automatisch stopt, zet u de failsafe-toets op UIT. Schakel vervolgens de pulsregelaar uit.
- Ontkoppel de muis en het glasvezel patchkoord. Breng de muis terug naar de thuiskooi.
- Reinig de kamer en het donkere inzetstuk zoals beschreven in stap 1.2.8.
4. Gemodificeerde open veldtest voor optogenetische muizen
- De opstelling van het apparaat
- Stabiliseer de roterende verbinding boven de kamer met behulp van een standaard en een klem (figuur 1E).
- Sluit het glasvezel patchsnoer met een lengte van 50 cm aan op de roterende verbinding. Controleer of de draaiverbinding soepel kan draaien.
- Stel de roterende verbinding in op de juiste hoogte op de standaard: zorg ervoor dat het glasvezel patchkoord slechts net elke hoek van de kamer kan bereiken, wat zal helpen om interferentie met muisbewegingen te voorkomen.
- Gebruik voor de rest van de opstelling dezelfde apparaatopstelling als in sectie 1 (licht/donker-assay), maar zonder de donkere insert.
- Gedragstestprocedure
- Zet het licht/donker testapparaat aan en stel de lichtintensiteit in op 55 lux.
- Gebruik dezelfde protocolinstellingen als in de gewijzigde licht/donker-test (sectie 3), behalve voor de instellingen voor nieuwe zone. Kies 1 volgende door Center in New Zone settings. Stel de periferie in op 3,97 cm van de omtrek en het midden op 19,05 × 19,05 cm.
- Schakel de aan/uit-laserknop in. Stel de laserpulsregelaar in om gedurende 1 minuut te stimuleren, gevolgd door 1 minuut zonder stimulatie gedurende 30 minuten.
- Voer gewenning en de rest van de test uit zoals beschreven in de stappen 3.2.4 tot en met 3.2.10, met uitzondering van twee wijzigingen in stap 3.2.6: plaats de muis voorzichtig in het midden van de kamer in plaats van in de lichtzone; houd de uittrekbare lade buiten de cabine vanwege het patchkoord dat op het hoofd van de muis is aangesloten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dit gedragstestparadigma is ontworpen om licht-aversief gedrag te testen. Het kan worden uitgevoerd met behulp van zowel naïeve wildtype muizen als optogenetische muizen om lichtaversie in realtime te onderzoeken tijdens de stimulatie van een gerichte neuronale populatie.
Deze procedure is gebruikt om het effect van perifere CGRP-behandeling bij CD1- en C57BL/6J-muizen10,16 en optische stimulatie van neuronen in de posterieure thalamische kernen bij C57BL/6J-muizen19 op licht-aversief gedrag te bestuderen. Muizen, waaronder zowel mannetjes als vrouwtjes, in de leeftijd van 10-20 weken oud, werden gebruikt in de experimenten (figuur 2A, figuur 2B-D en figuur 3). De resultaten toonden aan dat i.p. injectie van CGRP de duur van de tijd doorgebracht in de lichtzone in de licht / donker-test in CD1 (figuur 2A) en C57BL / 6J (figuur 2B) muizen significant verminderde, maar geen invloed had op de tijd die muizen in het midden doorbrachten in de open veldtest in CD1 (gegevens niet getoond) en C57BL / 6J-muizen (figuur 2D) 10, 16. Dit suggereert dat perifere CGRP lichte aversie induceert, maar geen algemene angst. Behandeling met CGRP verhoogde ook de hoeveelheid tijd dat muizen in de donkere zone rustten, maar niet in de lichte zone bij zowel CD1 (gegevens niet getoond) als C57BL / 6J-muizen (figuur 2C).
Voor het optogenetische protocol richtten we ons op calmodulin kinase II alfa (CaMKIIa)-tot expressie brengende neuronen in de posterieure thalamische kernen door AAV2-CaMKIIa-hChR2(E123A)-eYFP of het controlevirus AAV2-CaMKIIa-eYFP19 te injecteren. Tegelijkertijd werd een glasvezelcanule geïmplanteerd in de achterste thalamische kernen. Drie weken na injectie om voldoende tijd te laten voor ChR2-expressie, voerden we optische stimulatie uit van neuronen in de achterste thalamische kernen en merkten we een overeenkomstige afname op in de duur van muizen doorgebracht in de lichtzone in de licht / donkertest in ChR2-geïnjecteerde muizen in vergelijking met controlevirusgeïnjecteerde muizen (eYFP) (Figuur 3A). Er was geen opgemerkt verschil in de tijd in het midden in de open veldtest tussen ChR2 en controle-eYFP-muizen (figuur 3C), wat wijst op een licht-aversieve respons die niet alleen werd aangedreven door angst19. Verder werd ook een toename van de rusttijd in de donkere zone, maar niet in de lichte zone, geconstateerd (figuur 3B). Dezelfde resultaten werden verkregen bij gebruik van 55 lux en 27.000 lux (figuur 3). De 55-lux procedure werd opgenomen omdat migrainepatiënten gevoelig zijn, zelfs voor zwak licht.
Figuur 1: De licht/donker testtijdlijn en -apparatuur. (A) Tijdlijn van het testparadigma: Na twee pre-blootstellingen aan de licht/donkere kamer (Pre 1 en Pre 2) krijgen muizen CGRP (0,1 mg/kg, i.p.) toegediend, gevolgd door een meting na de behandeling (Post). Ten minste één dag na de licht/donker-test krijgen muizen opnieuw CGRP (0,1 mg/kg, i.p.) en worden ze uitgevoerd in de open veldtest. Voor: voorbehandeling; Tx: behandeling; Post: nabehandeling (B) Het LED-paneel wordt aan de bovenkant van de kamer vastgehouden door een acrylaatplank en verlicht het testgebied. De hoogte van het lichtpaneel kan worden aangepast door gebruik te maken van sleuven op verschillende hoogtes. (C) De licht/donkere kamer bevat een donkere insert met een kleine opening. Een LED-lichtpaneel bevindt zich boven de kamer. (D) Voor-, zij- en bovenaanzichten van de gewijzigde donkere insert. De opening in het donkere inzetstuk is verlengd met een klein spleetje voor de beweging van het patchkoord (linksboven). De bovenkant van de donkere insert strekt zich uit over het lichte gebied als een driehoekige veranda met een houder voor de roterende verbinding (rechtsboven en linksonder). Het optiekvezel patchkoord is via een paringshuls (rechtsonder) verbonden met de glasvezelcanule. (E) De gemodificeerde open veldtest. De standaard en klem houden de roterende verbinding vast. De kamer wordt naar de voorkant van de cabine getrokken met de deuren opengelaten om de vrije beweging van de muis mogelijk te maken met het patchkoord bevestigd aan de muiskop. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Perifere CGRP-toediening roept lichtaversie op bij fel licht bij twee stammen van wildtype muizen. CD1- en C57/BL6J-muizen werden getest volgens de tijdlijn beschreven in figuur 1A. (A) De tijd die CD1-muizen in de lichtzone doorbrachten per interval van 5 minuten gedurende 30 minuten (27.000 lux). Tijd in licht gegevens worden weergegeven in de loop van de tijd tijdens de test (linker paneel) en als de gemiddelde tijd per 5 min interval voor individuele muizen (rechter paneel). Er werden vergelijkingen gemaakt tussen voertuig en CGRP op elk tijdstip, en tussen Tx en Pre2 of Post zoals aangegeven door haakjes. (Veh, n=19; 0,1 mg/kg CGRP, n=19) (B) Tijd C57BL/6J muizen doorgebracht in de lichtzone per 5 min interval gedurende 30 min (27.000 lux). Tijd in licht gegevens worden getoond in de loop van de tijd tijdens de test (linker paneel) en als de gemiddelde tijd per 5 min interval voor individuele muizen (rechter paneel) (Veh, n = 42; 0,1 mg / kg CGRP, n = 44). (C) De muizen van paneel B werden ook geanalyseerd op rustgedrag in de donkere en lichte zones tijdens de licht / donker-test. (D) De muizen van paneel B werden vervolgens getest in de open veldtest. Het percentage tijd doorgebracht in het midden van de kamer per interval van 5 minuten gedurende 30 minuten na behandeling met medium of CGRP (0,1 mg/kg, i.p.) (Veh, n=9; 0,1 mg/kg CGRP, n=9). Het percentage tijd in de centrumgegevens wordt weergegeven in de loop van de tijd tijdens de test (linkerpaneel) en als het gemiddelde percentage van de tijd in het midden per interval van 5 minuten voor individuele muizen (rechterpaneel). Voor alle panelen wordt mean±SEM weergegeven, *p<0.05, **p<0.01, ***p<0.001, ****p<0.0001. Dit cijfer is aangepast van Mason et al. 201710. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Optische stimulatie van CaMKIIa-tot expressie brengende neuronen in de achterste thalamische kernen induceert lichtaversie in zowel zwak als fel licht. (A) Posterieure thalamische kernen van C57BL/6J-muizen geïnjecteerd met AAV-codering chR2 of eYFP (bij 55 lux: eYFP n = 8, ChR2 n = 11; bij 27.000 lux: eYFP n = 12, ChR2 n = 18) werden gestimuleerd door blauwe laser (473 nm, 20 Hz, 5 ms pulsbreedte, 10 mW/mm2). Linkerpaneel toont de tijd die muizen in de lichtzone doorbrachten per interval van 5 minuten gedurende 30 minuten bij 55 of 27.000 lux. Op elk tijdstip werden vergelijkingen gemaakt tussen eYFP- en ChR2-groepen. Het rechterdeelvenster toont de gemiddelde tijd per interval van 5 minuten voor individuele muizen. (B) De muizen van paneel A werden ook geanalyseerd op rustgedrag in de lichte (linkerpaneel) en donkere (rechterpaneel) zones tijdens de licht / donker test. (C) De muizen van paneel A werden vervolgens getest in de open veldtest. Gemiddeld percentage van de tijd doorgebracht in het midden van de open veldkamer per interval van 5 minuten gedurende 30 minuten (Laser: 473 nm, 20 Hz, 5 ms pulsbreedte, 10 mW/mm2). (eYFP n = 8, ChR2 n = 9). Voor alle panelen wordt mean±SEM weergegeven, *p<0,05, **p<0,01, ***p<0,001, ****p<0,0001. Dit cijfer is aangepast van Sowers et al. 202019. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De licht/donker-test wordt veel gebruikt om angstachtig gedrag te beoordelen12. De test is gebaseerd op de aangeboren afkeer van muizen tegen licht en hun drang om te verkennen wanneer ze in een nieuwe omgeving (lichtzone) worden geplaatst. Zoals we hier echter melden, kan deze test ook worden gebruikt om licht-aversief gedrag te beoordelen.
Het is van cruciaal belang om rekening te houden met het aantal en de noodzaak van pre-blootstellingen voorafgaand aan het testen. Dit is afhankelijk van de muisspanning of het model. In ons licht/donker-testprotocol worden naïeve wildtype CD1- en C57BL/6J-muizen bijvoorbeeld twee keer vooraf blootgesteld aan de licht/donkere kamer voordat ze de behandelingstestprocedure ondergaan, terwijl optogenetische muizen geen pre-blootstelling ondergaan. Een recente publicatie meldde dat één pre-blootstelling voldoende is voor CD1-muizen om lichtaversie te vertonen na i.p. CGRP-toediening17. Bijgevolg zal de significantie van de nieuwheidsparameter zijn afgenomen bij aankomst van de behandelingsdag10,16. Pre-blootstellingen kunnen licht-aversieve fenotypen ontmaskeren door de verkennende drive te verminderen en zo de balans tussen exploratie en aversie te veranderen. In sommige gevallen is pre-blootstelling niet nodig. Bij genetisch veranderde muizen met verhoogde CGRP-receptoren in het zenuwstelsel was pre-blootstelling bijvoorbeeld niet nodig14. Evenzo was bij optogenetisch gemanipuleerde muizen, waarbij CaMKIIa-tot expressie brengende neuronen in de achterste thalamische kernen het doelwit waren voor optische stimulatie, pre-blootstelling niet nodig, vermoedelijk omdat de licht-aversieve respons zo robuust was bij directe stimulatie van de hersenen19. Het aantal en de noodzaak van pre-blootstelling aan de kamer moet dus zorgvuldig worden overwogen bij het gebruik van verschillende muizenstammen of -modellen. Inderdaad, overmatige blootstelling van muizen aan de kamer kan verkennend gedrag verminderen. Dit zal ertoe leiden dat de muizen bij voorkeur de donkere zone bezetten, ongeacht de behandeling, waardoor het vermogen om een licht-aversieve reactie waar te nemen wordt verminderd. Omgekeerd kan onvoldoende voorafgaande blootstelling aan de test leiden tot verkennend gedrag dat potentieel licht-aversief gedrag maskeert.
Een blootstelling na de behandeling dient om te bepalen of een muis volledig is hersteld van de CGRP-injectie die 2 dagen eerder is toegediend. Dit is essentieel voorafgaand aan het uitvoeren van de open veldtest of een andere test om te bevestigen dat er geen langdurig behandelingseffect aanwezig is dat toekomstige gedragstests zal beïnvloeden.
We kozen voor een protocolduur van 30 minuten op basis van eerdere waarnemingen10. We hebben muizen getest in de licht/donker test gedurende 10 min15, 20 min16 en 30 min10 afzonderlijk. CGRP verminderde de hoeveelheid tijd die muizen in het licht doorbrachten tussen 0-30 minuten, maar na 30 minuten gaven de controlemuizen er de voorkeur aan meer tijd in het donker door te brengen in vergelijking met 0-30 minuten, wat leidde tot de beslissing om 30 minuten te testen. Op een vergelijkbare manier kan de testduur worden aangepast met betrekking tot de tijd-responscurve voor verschillende muismodellen. Opgemerkt moet worden dat het verlengen van de blootstellingstijd aan de licht / donkere kamer de motivatie om de lichtzone te verkennen kan verminderen.
We analyseerden veel verschillende parameters om het gedrag van het dier te beoordelen. Een essentieel kenmerk van de licht/donker-test is een meting van de tijd die een muis in de lichtzone doorbrengt, waarbij lichtaversie direct wordt gereflecteerd. Het percentage van de rusttijd, het aantal verticale bundelonderbrekingen (om de opvoedingsactiviteit te meten) in lichte of donkere zones en het aantal overgangen tussen de twee zones worden gebruikt om de beweeglijkheid te beoordelen. Rusttijd en verticale bundelonderbrekingen worden genormaliseerd naar de tijd die in elke zone wordt doorgebracht om verkeerde conclusies met betrekking tot beweging te voorkomen. We nemen alle muizen op in de analyses, behalve: muizen die de hele 30 minuten testen in de lichtzone blijven, muizen die in totaal meer dan 90% van de tijd rusten (zowel lichte als donkere zones) en statistische uitschieters (>3 SSD's van het gemiddelde). Het aantal muizen dat wordt uitgesloten is over het algemeen minder dan 1%. Voor de open veldtest is het percentage tijd in het midden de belangrijkste meting die wordt gebruikt om angstachtig gedrag te beoordelen.
In de gemodificeerde licht/donker-test kan de positionering van de glasvezelcanule in sommige hersengebieden de beweging van de muis sterk beperken en in sommige gevallen voorkomen dat de muis de donkere zone bereikt. Bijgevolg zal de toegang tot de donkere zone negatief worden versterkt en na meerdere pogingen kan de muis een aangeleerde voorkeur voor het licht vertonen, zelfs gedurende de hele testperiode in de lichtzone blijven. Dit kan worden verholpen door de grootte en vorm van de opening in de donkere insert aan te passen. Als voorbeeld, toen glasvezel canules werden geïnstalleerd in het cerebellum van wildtype C57BL / 6J muizen, hadden de muizen moeite om de opening van de donkere insert te passeren. Na het veranderen van de breedte van de opening naar 6,10 cm in plaats van 5,08 cm, konden de muizen de opening vrij doorkruisen.
Een 30,5 cm glasvezel patchkabel wordt gebruikt in de gemodificeerde licht / donker assay, gebaseerd op de grootte van de open veldkamer, waardoor de muis vrij kan bewegen. Een kortere snoerlengte voorkomt dat een muis naar de hoeken beweegt, terwijl een langere kabel in de knoop kan raken en beweging kan belemmeren. De lengte van het glasvezel patchkoord dat wordt gebruikt voor de gemodificeerde open veldtest is 50 cm. De lengte is niet zo strikt als die in de licht / donker-test, omdat de hoogte van de roterende verbinding kan worden aangepast aan de lengte van de glasvezel patchkabel, zodat de muis net de hoeken van de kamer kan bereiken.
Op basis van vermogensanalyses zijn 10-12 muizen per groep nodig voor CD1- en C57BL/6J-muizen met i.p. CGRP, en voor optogenetische C57BL/6J-muizen om significante lichtaversie te detecteren. De C57BL/6J-groepsgrootte was echter aanzienlijk groter dan de CD1-groepsgrootte (figuur 2A,B) omdat de C57BL/6J-muizen niet reageerden op CGRP in een subset van de tests10, wat betekent dat meerdere tests werden uitgevoerd om rekening te houden met deze hoge variabiliteit in licht-aversief gedrag bij deze muizen. Concreet werden twee experimenten gecombineerd voor de CD1-muizen en vier experimenten werden gecombineerd voor C57BL/6J-muizen met i.p. CGRP (Figuur 2A,B)10. De reden voor deze variabiliteit is niet bekend, maar mensen vertonen ook variabiliteit in hun reacties op CGRP en licht. Intraveneuze (i.v.) injectie van CGRP veroorzaakte migraineaanvallen bij ongeveer 63 ~ 75% van de migrainepatiënten, met 70 ~ 90% van de patiënten die migraineaanvallen vertoonden die fotofobie vertoonden22,23,24,25. Al met al heeft de test een aanzienlijke variabiliteit en naast het aantal muizen is het essentieel om ten minste twee en bij voorkeur drie volledig onafhankelijke experimenten uit te voeren met verschillende cohorten muizen.
Beddengoed is niet vereist in de licht/donker kamer en de experimentator hoeft de muizen niet voor te hanteren of te wennen. Als voorzorgsmaatregel dienen de twee pre-blootstellingsprocedures om de muizen te laten wennen aan de reuk- en fysieke signalen van de experimentator; Ueno H. et al. toonden echter aan dat er geen verschil is in tijd in licht in de licht/donker-test of tijd in het midden in de open veldtest tussen muizen na herhaalde hantering en muizen zonder hantering26.
De open veldtest kan de bijdrage van angst aan een licht-aversief fenotype beoordelen. Er zijn andere goed gevalideerde angstgerelateerde testen, zoals het verhoogde nuldoolhof en het verhoogde plusdoolhof27; de open veldtest is echter de meest procedureel relevante controle voor het licht/donker-protocol, omdat dezelfde testkamer voor beide testen wordt gebruikt. Toch kan een beoordeling van angst worden versterkt door meerdere testen te gebruiken of door meerdere parameters in een enkele test te meten, aangezien angst een gecompliceerd en veelzijdig gedrag is. Belangrijk is dat zelfs als er geen angstfenotype is in de open veldtest, dit een angstcomponent van het licht-aversieve fenotype niet uitsluit. Licht kan bijvoorbeeld een angstreactie veroorzaken. De open veldtest geeft alleen aan dat angst alleen niet de reactie op licht drijft. Hoewel een anxiolytisch medicijn, zoals benzodiazepame, in deze test kan worden gebruikt, zou een dergelijke aanpak complicaties hebben, bijvoorbeeld anxiolytische geneesmiddelen beïnvloeden de voortbeweging. In plaats daarvan kozen we ervoor om klinische anti-migraine medicijnen te gebruiken, waaronder sumatriptan, om de migraine-achtige status van het licht-aversieve fenotype te valideren. Sumatriptan keerde met succes CGRP-geïnduceerde lichtaversie om bij zowel CD1- als C57BL/6J-muizen10.
In tegenstelling tot de gemodificeerde licht/donker-assay, bevindt de kamer op de uittrekbare lade zich buiten de cabine met kastdeuren open in de gemodificeerde open veldtest vanwege het patchsnoer dat op de kop van de muis is aangesloten. In plaats van 55 lux bereikt het kamerlicht de vloer van de kamer bij ~ 1000 lux. Hoewel de lichtintensiteit anders is, is de open veldtest een lichtonafhankelijke test. In detail resulteerde het verhogen van de lichtintensiteit van 55 naar 27.000 lux in de open veldtest in een trend van een afname van de tijd in het centrum bij C57BL / 6J-muizen, wat suggereert dat de lichtintensiteit het gedrag van muizen kan beïnvloeden28. Het verschil tussen de controle- en experimentele groepen was echter niet significant onder 55 noch 27.000 lux28. Bovendien is het verschil in lichtintensiteit tussen 55 en 1000 lux veel subtieler dan tussen 55 en 27.000 lux. Draadloze optogenetica kan dit probleem oplossen, omdat er geen patchkabel zou zijn, waardoor de open veldkamer in de geluiddempende cabine kan worden geduwd.
Bovendien beperkt het patchkabel nog steeds de beweging van de muis, ondanks het selecteren van een optimale lengte. In de toekomst zal draadloze optogenetica een niet-invasief alternatief bieden voor kabelgebaseerde optogenetische technieken.
Opgemerkt moet worden dat we acute injectie van CGRP gebruikten, die slechts gedeeltelijk de langdurige CGRP-afgifte repliceert die gepaard gaat met migraineaanvallen. Hoewel we CGRP in muizen injecteerden om migraine te modelleren op basis van de veronderstelling dat de plasma-CGRP-niveaus verhoogd waren29 en dat i.v. CGRP migraineaanvallen veroorzaakte bij migrainepatiënten22,23,24,25,30, zal dit de aandoening niet repliceren bij de patiënt waarbij CGRP relatief lang op hoge niveaus wordt gehouden (patiëntmetingen werden genomen op een mediane 3 uur nadat de migraine begon29 ), noch repliceert het chronische migraine waarbij de niveaus naar verluidt verhoogd zijn, zelfs tussen aanvallen31. Bovendien zijn andere door pijn geïnduceerde mediators niet getest in ons paradigma.
De Mogil-groep paste het verhoogde plusdoolhof aan om lichtaversie bij muizen te meten, waarbij de gesloten armen werden verlicht door fel licht en de open armen donker bleven32. Het standaard verhoogde plus doolhof is vaak gebruikt om angstgerelateerd gedrag bij dieren te detecteren. Deze test is gebaseerd op het conflict tussen het aangeboren verlangen van een muis om een nieuwe omgeving te verkennen en in een compromitterende positie te worden geplaatst in de open onbeschermde doolhofarmen. In het aangepaste protocol worden muizen gedwongen om te kiezen tussen de gesloten armen, die worden verlicht met fel licht, en de open onbeschermde armen, die donker zijn. De voorkeur voor de eerste suggereert dat angst lichte aversie overruled, terwijl de voorkeur voor de laatste suggereert dat lichte aversie voorrang heeft op angst. De Mogil-groep voerde ook een standaard verhoogd plus doolhof uit om angstachtig gedrag te evalueren32. Het doel is hetzelfde als het uitvoeren van de open veld assay in ons protocol. Cacna1a-mutante muizen, een familiaal hemiplegisch migrainemodel, vertoonden fotofobie wanneer de gesloten armen helder waren. Angstachtig gedrag werd daarentegen niet gedetecteerd wanneer het standaard verhoogde plusdoolhof werd uitgevoerd32. Bij ratten werd, door gebruik te maken van zowel het gemodificeerde verhoogde plus doolhof als de licht/donker-test, aangetoond dat nitroglycerine (NTG) fotofobie33,34 kon induceren, dat werd gered door sumatriptan34. In de standaard verhoogde plus doolhofinstelling waar licht afwezig is in de gesloten armen, veroorzaakte NTG angstachtig gedrag bij ratten34, wat suggereert dat NTG-geïnduceerde lichtaversie gepaard gaat met angst. Voor zover wij weten, zijn er geen publicaties die de licht /donker-assay en het gemodificeerde verhoogde doolhof in hetzelfde muismodel gebruiken. Al met al zijn zowel het gemodificeerde verhoogde plus doolhof als de licht / donker-assay die in dit protocol wordt voorgesteld, aangetoond als effectieve metingen van licht-aversief gedrag bij muizen.
We gebruiken het daglicht LED-paneel met een daglicht-gebalanceerde kleur (5600K), met een 60 ° vloedstraalspreiding, die geen schaduw oplevert op een hoogte van ~ 30 cm van de vloer van de kamer bij 55 lux of 27.000 lux. Andere studies die lichtaversie onderzoeken, hebben de licht / donker-assay met verschillende wijzigingen gebruikt. Studies hebben bijvoorbeeld verschillende lichtintensiteiten gebruikt voor de lichtzone, variërend van honderden tot duizenden lux35,36,37; gebruikt licht op verschillende golflengten (bv. blauw en geel)38; of verschillende lichttemperaturen (koud en warm) gebruikten39. Voorzichtigheid is geboden voor de warmte die door het licht wordt geproduceerd, omdat dit de temperatuur van de donkere en lichte zones kan beïnvloeden en het gedrag van de muizen kan verstoren, waardoor mogelijk een voorkeur voor een specifieke zone ontstaat. Daarnaast is het ook belangrijk om het licht met een goede kijkhoek te gebruiken om schaduw op de vloer van de kamer te voorkomen. Lichtintensiteit is ook belangrijk voor de test. 25.000 -27.000 lux komt ongeveer overeen met helder daglicht. Door de licht/donker test met zo'n hoge lichtintensiteit uit te voeren, is het mogelijk om het behandeleffect te versterken; het is echter essentieel om rekening te houden met de schade aan het netvlies40 en het negatieve effect van zo'n hoge lichtintensiteit op de bereidheid van een muis om in het licht te gaan. Sommige studies meldden dat muizenogen blootgesteld aan direct licht41 en muizen blootgesteld aan fel licht gedurende enkele uren (bijv. 30.000 lux gedurende 4 uur42) netvliesschade ervoeren. In de licht/donker-test is er een donkere zone voor de muis om te ontsnappen aan het felle licht als de muis dat wenst. Bovendien bleek uit eerdere studies dat muizen in de controlegroep (C57BL / 6J-muizen) een vergelijkbare hoeveelheid tijd doorbrachten in de lichtzone onder 55, 1000 en 27.000 lux28. Voor CD1-muizen bracht de controlegroep ongeveer 1/3 van de tijd door in het licht onder 27.000 lux10 en ongepubliceerde gegevens hadden vergelijkbare resultaten laten zien bij 55 lux. Het suggereert dat 27.000 lux licht op zichzelf CD1- en C57BL / 6J-muizen niet van streek maakt. Niettemin moet voorzichtigheid worden betracht bij het kiezen voor een hogere lichtintensiteit.
Naast verschillen in lichtinstelling, hebben onderzoekers gekozen voor verschillende benaderingen bij het analyseren van de licht / donker-gegevens. Bij het beoordelen van lichtaversie wordt de hoeveelheid tijd doorgebracht in de lichtzone met het licht uitgeschakeld (of met roodlichtverlichting van de lichtzone, aangezien muizenogen minder ontvankelijk zijn voor rood licht) meegenomen in de berekening. Zo werd aversie-index= (tijd in licht0 lux-tijd in lichtste lux)/ tijd in licht0 lux door de Gorin-groep gebruikt om lichtaversie te beoordelen43. Hier zijn de 'light off' of 'red light'-omstandigheden opgenomen om te bevestigen dat het vermijden van de lichtzone afhankelijk is van de aanwezigheid van licht in tegenstelling tot eenvoudige plaatsvoorkeur. We voerden deze procedure uit met i.p. injectie van CGRP en ontdekten dat muizen die CGRP kregen geen plaatsvoorkeur hadden met licht uit in de lichtzone, wat bevestigt dat CGRP-geïnduceerde aversie lichtafhankelijk is16. Ten slotte gebruikte de Gorin-groep de tijd die muizen doorbrachten in de periferie van de lichtzone in de licht / donker-test als een maat voor angst36. We gebruiken een traditionele test voor angst, de open veldtest. Het maakt niet uit welke analysemethode wordt gekozen, opgemerkt moet worden dat de bijdrage van angst aan lichtaversie niet kan worden genegeerd. Dit protocol probeert angstachtig en licht-aversief gedrag te verdelen door de licht / donker en open veld-assays tegelijkertijd te gebruiken.
Dit protocol richt zich op het gebruik van de licht/donker en open veld assays voor de detectie van licht-aversief gedrag bij muizen. Dit biedt een nuttig hulpmiddel om de mechanismen van neurale circuits en hersengebieden te identificeren die fotofobie veroorzaken. Het testparadigma kan migrainespecifiek zijn of kan worden uitgebreid naar andere aandoeningen met fotofobie. Met betrekking tot migraine hebben we twee andere neuropeptiden getest die geassocieerd zijn met migraine pathogenese: hypofyse-adenylaat cyclase-activerend polypeptide (PACAP) en vasoactief intestinaal peptide (VIP). Van PACAP en VIP werd aangetoond dat ze lichtaversie induceren bij CD1-muizen17,21. Naast migraine is fotofobie ook een symptoom van vele andere aandoeningen, waaronder bradyopsie, acuut oogletsel of ontsteking, traumatische hersensyndromen, de ziekte van Lyme, albinisme en kegeldystrofie36. Dit testparadigma biedt dus een hulpmiddel om mechanismen te onderzoeken die ten grondslag liggen aan fotofobie-gerelateerde stoornissen. Bovendien zal de combinatie van optogenetische methoden met conventionele farmacologische benaderingen ongetwijfeld helpen bij de ontwikkeling van nieuwe therapieën voor fotofobie-gerelateerde aandoeningen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten te melden.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door subsidies van de NIH NS R01 NS075599 en RF1 NS113839. De inhoud vertegenwoordigt niet de standpunten van VA of de regering van de Verenigde Staten.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Activity monitor | Med Assoc. Inc | Software tracking mouse behavior | |
| Customized acrylic shelf | For adjusting the height of the LED panel | ||
| Dark box insert | Med Assoc. Inc | ENV-511 | |
| DC power supply | Med Assoc. Inc | SG-500T | |
| DC regulated power supply | Med Assoc. Inc | SG-506 | |
| Fiber-optic cannula | Doric | MFC_200/ 240-0.22_4.5mm_ZF1.25_FLT | |
| Germicidal disposable wipes | Sani-Cloth | SKU # Q55172 | |
| Heat Sink | Wakefield | 490-6K | Connecting to LED panel |
| IR controller power cable | Med Assoc. Inc | SG-520USB-1 | |
| IR USB controller | Med Assoc. Inc | ENV-520USB | |
| Mating sleeve | Doric | SLEEVE_ZR_1.25 | |
| Modified LED light panel | Genaray Spectro | SP-E-360D | Daylight-balanced color (5600K) |
| Power supply | MEAN WELL USA | SP-320-12 | Connecting to LED panel |
| Seamless open field chamber | Med Assoc. Inc | ENV-510S | |
| Sound-attenuating cubicle | Med Assoc. Inc | ENV-022MD-027 | |
| Stand and clamp | |||
| Three 16-beam IR arrays | Med Assoc. Inc | ENV-256 |
References
- Loder, S., Sheikh, H. U., Loder, E. The prevalence, burden, and treatment of severe, frequent, and migraine headaches in US minority populations: statistics from National Survey studies. Headache. 55 (2), 214-228 (2015).
- Collaborators, G. B. D. H. Global, regional, and national burden of migraine and tension-type headache, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet Neurology. 17 (11), 954-976 (2018).
- GBD 2017 Disease and Injury Incidence and Prevalence Collaborators. Global, regional, and national incidence, prevalence, and years lived with disability for 354 diseases and injuries for 195 countries and territories, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. 392 (10159), 1789-1858 (2018).
- international headache society. Headache classification committee of the international headache society (IHS). The international classification of headache disorders, 3rd edition. Cephalalgia. 38 (1), 1 (2018).
- Edvinsson, L., Haanes, K. A., Warfvinge, K., Krause, D. N. CGRP as the target of new migraine therapies - successful translation from bench to clinic. Nature Reviews Neurology. 14 (6), 338-350 (2018).
- Rapoport, A. M., McAllister, P. The headache pipeline: Excitement and uncertainty. Headache. 60 (1), 190-199 (2020).
- Maasumi, K., Michael, R. L., Rapoport, A. M. CGRP and Migraine: The role of blocking calcitonin gene-related peptide ligand and receptor in the management of Migraine. Drugs. 78 (9), 913-928 (2018).
- Caronna, E., Starling, A. J. Update on calcitonin gene-related peptide antagonism in the treatment of migraine. Neurologic Clinics. 39 (1), 1-19 (2021).
- Eftekhari, S., Edvinsson, L. Possible sites of action of the new calcitonin gene-related peptide receptor antagonists. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 3 (6), 369-378 (2010).
- Mason, B. N., et al. Induction of migraine-like photophobic behavior in mice by both peripheral and central cgrp mechanisms. Journal of Neuroscience. 37 (1), 204-216 (2017).
- Russell, M. B., Rasmussen, B. K., Fenger, K., Olesen, J. Migraine without aura and migraine with aura are distinct clinical entities: A study of four hundred and eighty-four male and female migraineurs from the general population. Cephalalgia. 16 (4), 239-245 (1996).
- Crawley, J. N. Exploratory behavior models of anxiety in mice. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 9 (1), 37-44 (1985).
- Crawley, J., Goodwin, F. K. Preliminary report of a simple animal behavior model for the anxiolytic effects of benzodiazepines. Pharmacology, Biochemistry and Behavior. 13 (2), 167-170 (1980).
- Recober, A., et al. Role of calcitonin gene-related peptide in light-aversive behavior: implications for migraine. Journal of Neuroscience. 29 (27), 8798-8804 (2009).
- Recober, A., Kaiser, E. A., Kuburas, A., Russo, A. F. Induction of multiple photophobic behaviors in a transgenic mouse sensitized to CGRP. Neuropharmacology. 58 (1), 156-165 (2010).
- Kaiser, E. A., Kuburas, A., Recober, A., Russo, A. F. Modulation of CGRP-induced light aversion in wild-type mice by a 5-HT(1B/D) agonist. Journal of Neuroscience. 32 (44), 15439-15449 (2012).
- Kuburas, A., et al. PACAP induces light aversion in mice by an inheritable mechanism independent of CGRP. Journal of Neuroscience. , (2021).
- Russo, A. F. Calcitonin gene-related peptide (CGRP): a new target for migraine. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55, 533-552 (2015).
- Sowers, L. P., et al. Stimulation of Posterior Thalamic Nuclei Induces Photophobic Behavior in Mice. Headache. 60 (9), 1961-1981 (2020).
- Afridi, S. K., et al. A positron emission tomographic study in spontaneous migraine. Archives of Neurology. 62 (8), 1270-1275 (2005).
- Mason, B. N., et al. Vascular actions of peripheral CGRP in migraine-like photophobia in mice. Cephalalgia. 40 (14), 1585-1604 (2020).
- Guo, S., Vollesen, A. L. H., Olesen, J., Ashina, M. Premonitory and nonheadache symptoms induced by CGRP and PACAP38 in patients with migraine. Pain. 157 (12), 2773-2781 (2016).
- Christensen, C. E., et al. Migraine induction with calcitonin gene-related peptide in patients from erenumab trials. Journal of Headache and Pain. 19 (1), 105 (2018).
- Younis, S., et al. Investigation of distinct molecular pathways in migraine induction using calcitonin gene-related peptide and sildenafil. Cephalalgia. 39 (14), 1776-1788 (2019).
- Asghar, M. S., et al. Evidence for a vascular factor in migraine. Annals of Neurology. 69 (4), 635-645 (2011).
- Ueno, H., et al. Effects of repetitive gentle handling of male C57BL/6NCrl mice on comparative behavioural test results. Scientific Reports. 10 (1), 3509 (2020).
- Campos, A. C., Fogaca, M. V., Aguiar, D. C., Guimaraes, F. S. Animal models of anxiety disorders and stress. Revista Brasileira De Psiquiatria. 35, 101-111 (2013).
- Kuburas, A., Thompson, S., Artemyev, N. O., Kardon, R. H., Russo, A. F. Photophobia and abnormally sustained pupil responses in a mouse model of bradyopsia. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (10), 6878-6885 (2014).
- Goadsby, P. J., Edvinsson, L., Ekman, R. Vasoactive peptide release in the extracerebral circulation of humans during migraine headache. Annals of Neurology. 28 (2), 183-187 (1990).
- Lassen, L. H., et al. CGRP may play a causative role in migraine. Cephalalgia. 22 (1), 54-61 (2002).
- Cernuda-Morollon, E., et al. Interictal increase of CGRP levels in peripheral blood as a biomarker for chronic migraine. Neurology. 81 (14), 1191-1196 (2013).
- Chanda, M. L., et al. Behavioral evidence for photophobia and stress-related ipsilateral head pain in transgenic Cacna1a mutant mice. Pain. 154 (8), 1254-1262 (2013).
- Mahmoudi, J., et al. Cerebrolysin attenuates hyperalgesia, photophobia, and neuroinflammation in a nitroglycerin-induced migraine model in rats. Brain Research Bulletin. 140, 197-204 (2018).
- Farajdokht, F., Babri, S., Karimi, P., Mohaddes, G. Ghrelin attenuates hyperalgesia and light aversion-induced by nitroglycerin in male rats. Neuroscience Letters. 630, 30-37 (2016).
- Jacob, W., et al. Endocannabinoids render exploratory behaviour largely independent of the test aversiveness: Role of glutamatergic transmission. Genes, Brain, and Behavior. 8 (7), 685-698 (2009).
- Thiels, E., Hoffman, E. K., Gorin, M. B. A reliable behavioral assay for the assessment of sustained photophobia in mice. Current Eye Research. 33 (5), 483-491 (2008).
- Ramachandran, R., et al. Role of Toll-like receptor 4 signaling in mast cell-mediated migraine pain pathway. Molecular Pain. 15, 1744806919867842 (2019).
- Marek, V., et al. Implication of Melanopsin and Trigeminal Neural Pathways in Blue Light Photosensitivity in vivo. Frontiers in Neuroscience. 13, 497 (2019).
- Christensen, S. L. T., Petersen, S., Sorensen, D. B., Olesena, J., Jansen-Olesen, I. Infusion of low dose glyceryl trinitrate has no consistent effect on burrowing behavior, running wheel activity and light sensitivity in female rats. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 80, 43-50 (2016).
- De Vera Mudry, M. C., Kronenberg, S., Komatsu, S., Aguirre, G. D. Blinded by the light: retinal phototoxicity in the context of safety studies. Toxicologic Pathology. 41 (6), 813-825 (2013).
- White, D. A., Fritz, J. J., Hauswirth, W. W., Kaushal, S., Lewin, A. S. Increased sensitivity to light-induced damage in a mouse model of autosomal dominant retinal disease. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (5), 1942-1951 (2007).
- Song, D., et al. Retinal pre-conditioning by CD59a knockout protects against light-induced photoreceptor degeneration. PloS One. 11 (11), 0166348 (2016).
- Matynia, A., et al. Light aversion and corneal mechanical sensitivity are altered by intrinscally photosensitive retinal ganglion cells in a mouse model of corneal surface damage. Experimental Eye Research. 137, 57-62 (2015).
