Summary
ヒト膵臓癌細胞の超音波ガイド下注射とその後の超音波画像によるin vivo での腫瘍増殖のモニタリングにより、低侵襲同所性膵臓癌モデルを生成するためのプロトコルを提示します。
Abstract
膵臓がん(PCa)は、世界で最も致命的な種類のがんの1つです。PCa悪性腫瘍の理由は、主にその固有の悪性挙動と治療的治療に対する高い耐性に依存しています。実際、多くの努力にもかかわらず、標準的な化学療法と革新的な標的療法の両方が、前臨床評価から臨床現場に移行したときに実質的に失敗しました。このシナリオでは、PCaの in vivo 特性をよりよく模倣する前臨床マウスモデルの開発が、新たに開発された薬剤を試験するために緊急に必要とされています。本プロトコルは、ヒト膵臓腫瘍細胞の超音波ガイド下注射によって得られる同所性異種移植片によって表されるPCaのマウスモデルを生成する方法を記載する。このような信頼性が高く低侵襲なプロトコルを使用して、超音波(US)イメージングで監視できる in vivo 生着と腫瘍塊の発生の証拠も提供します。ここで説明するPCaモデルの注目すべき側面は、時間の経過とともに腫瘍塊のゆっくりとした発達であり、これにより、薬理学的治療の開始点を正確に特定し、治療的介入の効果をより適切に監視できます。さらに、ここで説明する手法は、痛みや苦痛を最小限に抑え、研究における動物の福祉を直接改善するため、3Rの原則の実装例です。
Introduction
PCa、およびその最も一般的な形態である膵管腺癌(PDAC)は、ステージ1,2に関係なく、1年生存率が20%未満、5年生存率が8%の癌関連死の最も一般的な原因の1つです。この病気はほとんどの場合致命的であり、発生率が低下している他の種類の癌とは異なり、その発生率は今後数年間継続的に増加すると予測されています3。癌の発見の遅れ、急速な進行の傾向、特定の治療法の欠如などの要因は、PCa4の予後不良につながります。より正確な前臨床マウスモデルの開発のおかげで、癌研究の大きな進歩が得られました。これらのモデルは、がんの根底にある分子メカニズムの理解と新しい治療法の開発に適切な洞察を提供しました5。これらの進歩は、最近の大きな努力にもかかわらず、現在の化学療法療法に耐性を維持しているPCaにはほとんど当てはまりません1。これらの理由から、患者の見通しを改善するための新しいアプローチの開発が必須です。
長年にわたり、今日最も広く使用されているモデルである異種移植片を含む多くのPCaマウスモデルが開発されてきました5。異種移植片モデルは、移植された腫瘍細胞の位置に応じて、皮下異所性および同所性として分類される。皮下異所性異所性異種移植片は、達成するのがより簡単で安価ですが、PCaの特定の特徴(すなわち、線維性組織の蓄積、低酸素症、酸性度、および血管新生を特徴とする独特の腫瘍微小環境)を見逃しています6,7。これは、皮下異種移植片が治療のための堅牢なデータを提供できないことが多く、臨床現場に変換されたときに失敗につながる理由を説明しています8。一方、同所性異種移植片は腫瘍微小環境によりよく似ており、疾患の自然な発達をよりよく模倣することにつながります。さらに、同所性異種移植片は、皮下モデルではほとんど起こらない転移過程およびPCaの侵襲的特徴を研究するのにより適している9。全体として、同所性異種移植マウスモデルは、今日では前臨床薬物試験を実施するのに好まれている9,10。同所性異種移植片は通常、細胞または非常に小さな腫瘍組織片のいずれかを膵臓に移植するための外科的処置に依存しています。実際、PCaの手術モデルに基づくいくつかの論文が過去数十年間に発表されています11。しかしながら、同所性腫瘍モデルを確立するための外科的処置の質および結果は、術者の技術的スキルに強く依存する。トランスレーショナルクリニカルアプローチのための同所性PCa異種移植片を成功させるためのもう一つの重要なポイントは、予測可能な成長動態を有する局所疾患を確立する可能性である。
これらの問題に対処するために、ここでは、免疫不全マウスの膵臓の尾部へのヒトPCa細胞の超音波(US)ガイド下注射を利用して、同所性PCa異種移植片を製造する革新的な手順について説明します。この手順により、信頼性の高い PCa マウス モデルが生成されます。腫瘍の成長は、米国のイメージングによって in vivo で追跡されます。
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Protocol
現在のプロトコルは、イタリア保健省から承認番号843/2020-PRで承認を受けました。無菌状態を確保するために、動物はフィレンツェ大学の研究動物ビバリウム(Ce.S.A.L.)のバリアルーム内で維持されました。すべての手順は、マウスがフィレンツェ大学(イタリア)のLIGeMA施設に収容されたのと同じスペースで実施されました。
1.細胞調製
- 2%のL-グルタミンと10%のウシ胎児血清(FBS)を添加したダルベッコ改変イーグル培地(DMEM)を含む100 mmのペトリ皿で、PCa細胞株のPCa細胞を培養します。
- 正常酸素状態の細胞を5%CO2を含む37°Cでインキュベートします。
- トリプシンで細胞を剥離します。接種1時間前に、1 x 106 細胞を20 μLのPBSにカウントし、再懸濁します。
2.超音波ガイド下注射(US-GI)のためのマウスの準備
注:以下の手順は無菌条件下で実行しました。麻酔の開始からマウスが動物プラットフォームから取り除かれるまでの米国誘導注射の全手順は、マウスの完全な回復のために約10〜12分プラス5分かかります。
- 介入の直前に、カルプロフェン(NSAID)を5 mg / kgの最終用量で皮下投与するか、27 G針を備えたツベルクリン注射器を使用して5 mg / kgの最終用量でトラマドールを投与します。.
注:本プロトコルでは、20匹の無胸腺ヌードフォックス1nu 雌マウスが使用されました。マウスは8週齢で、体重は20〜22 gでした。 - イメージャーの電源を入れ、トランスデューサーパネルのアプリケーションメニューで マウス(小)腹部 を選択します。Bモード(輝度モード)イメージングウィンドウが表示され、システムがBモードデータを取得する準備ができていることを確認します。
メモ: B モードは、システムのデフォルトのイメージングモードです。システムは、エコー信号の振幅に基づいて輝度レベルを割り当てることにより、エコーを2次元(2D)ビューで表示します。Bモードは、解剖学的構造を見つけるための最も効果的なモードです。- 試験ブラウザに移動します。
- 新規スタディを選択し、スタディ名と情報( スタディ の日付など)を入力します。
- シリーズ名に必要なすべての情報(動物系統、ID、生年月日など)を入力します。
- [ 完了]をタップします。プログラムはBモードイメージングの準備ができています。
- 麻酔導入チャンバーでマウスを麻酔し、4%イソフルランを使用し、ガス流は2 L / minのO2です。
注:適切な麻酔には約4分で十分です(毎分約50〜60回の呼吸)。 - マウスに麻酔をかけたら、麻酔器の接続を変更して、イソフルランをマウスハンドリングテーブルに向けます。
- 麻酔をかけたマウスを右側面のハンドリングテーブル(37°Cで加熱)に置き、鼻をノーズコーンに入れ、マウスが2%イソフルランを使用して麻酔され、ガス流量が0.8 L/minのO2 であることを確認します(図1A)。
- 麻酔下での乾燥を防ぐために、マウスの目に人工涙液を一滴塗ります。
- 右手、右足、尾を粘着ガーゼで動物プラットフォームの電極パッドにしっかりとテープで固定します。
注意: マウスの呼吸数と心電図(ECG)は、電極パッドを介して記録されます。
3. US-GI法による膵臓へのPANC1細胞の注入
- マウスの皮膚を70%エタノールで消毒し、粘着ガーゼを使用して左脇腹の皮膚を伸ばしたままにします。
注意: 針の挿入に対する抵抗を減らし、針の変形を防ぐために、皮膚を伸ばしたままにすることが重要です。 - 20 mLシリンジ(針なし)を使用して、マウスの腹部と左脇腹に超音波ゲルを適用します。
- USトランスデューサーの高さ制御ノブを使用して、トランスデューサーを下げてマウスの左脇腹に触れ、動物の体に横方向に置きます。
- トランスデューサを動かして、Bモードイメージングを使用してトランスデューサーディスプレイに膵臓を視覚化します(図1B)。
- 20 μLのPBSに懸濁した1 x 106 PANC1細胞を含む50 μLのハミルトンシリンジを30 mm 28 Gの針で準備し、シリンジを適切なホルダーに置きます(図1C)。
注意: 使用する前に、シリンジ針を70%エタノールで5〜10分間消毒してください。 - ホルダーマイクロマニピュレーターを使用して、針のベベルを上にして超音波トランスデューサーと同じ平面に置き、シリンジをマウスの皮膚に下げ、トランスデューサーと45°の角度を形成します(図1D)。
注意: このステップ以降、ディスプレイ上の米国の画像を監視して続行します。 - マイクロマニピュレーターを使用して、皮膚に穴を開け、注射針を膵臓に挿入し、ディスプレイ上のUS画像を観察して、その軌跡を追跡します(図1E)。
注:注射する前に、脾臓の後ろで左腎臓の近くにある基準として膵臓の尾を取ります。 - 針を膵臓に挿入したら、シリンジプランジャーに一定の圧力を加えて、細胞を含む20 μLのボーラスを直接膵臓に注入します(図1F)。
注:正しい注射手順は、膵臓内の小さな泡の存在と、針先からほとんど見えない低エコー性流体の流れによってチェックされます。 - ボーラス全体を注入した後、針を5〜10秒間そのままにしておき、ゆっくりと引っ込めます。
- USトランスデューサーを取り外し、側面からゲルをきれいにし、マウスを新しいケージに入れます。胸骨横臥を維持するのに十分な意識を取り戻すまで動物を観察します。
4.3Dマウスの膵臓腫瘍を監視するための米国のイメージング
注:腫瘍発生の評価は、細胞注射の8日後に、米国ガイド下注射に使用したのと同じ機器を使用して実施しました( 資料の表に記載されています)。したがって、システム点火(ステップ2.2)、麻酔(ステップ2.3〜2.6)、および動物プラットフォームへのマウスの配置(ステップ2.7)などのいくつかの手順は、プロトコルで前述されたものと完全に一致します。
- US イメージングを開始する前に、 図 2A に示すようにワークステーションをセットアップします。
- トランスデューサーを3Dモーターシステムに固定します(図2A)。
- イメージャーをオンにして、スタディブラウザで新しいスタディを選択します。
- マウスを麻酔導入室(4%イソフルラン)に入れる。
- 麻酔をかけたマウスを、麻酔チューブに鼻を入れて37°Cに加熱したハンドリングテーブルに右脇腹に置き、イソフルランを2%に減らします(図2B)。
注:同じ解剖学的参照を維持するために、マウスを米国ガイド下注射と同じ位置に配置することが重要です。 - マウスの目に獣医軟膏を一滴塗ります。
- マウスの腹部と左脇腹に超音波ゲルの層を適用します。
- 55 MHzトランスデューサを横向きに配置し、膵臓がほぼ中央になるように左脇腹の皮膚に触れます(図2C)。
- 3Dモーターを使用して、膵臓全体の画像を横方向に取得し、理想的には取得ごとに90〜100フレームを収集します(フレーム数は個人の選択によって異なる場合があります)。
- イメージャーのタッチパッドで 3Dモーターの位置 を選択します。
- カーソルを動かしてスキャン距離を示し、両端から膵臓全体の画像を取得します。
- [ フレームをスキャン] を選択し、3D取得を開始します。
- 3Dイメージングが完了したら、トランスデューサーを取り外し、皮膚からゲルを取り除き、マウスを新しいケージに入れて回復させます。胸骨横臥を維持するのに十分な意識を取り戻すまで動物を観察します。
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Representative Results
上記のプロトコールに従って、マウスを最初にイソフルランチャンバー内で麻酔し、動物プラットフォーム上に配置した(図1A)。膵臓を超音波画像で視覚化した(図1B)。50 μLのハミルトンシリンジに、20 μLのPBSに懸濁した1 x 106 PANC1細胞を装填し、ニードルホルダーに置きました(図1C)。シリンジとUSトランスデューサーの間の最適な角度は45°でした(図1D)。マイクロマニピュレーターを使用して、注射針を膵臓に挿入し、その軌跡をUSイメージャーディスプレイで観察しました(図1E)。次に、腫瘍細胞の20 μLボーラスを膵臓に注入し(図1F)、10秒後に針を引っ込めました。接種中に一定の圧力をかける、細胞注入後に一時停止する、30°のベベル角の細い針を使用するなど、細胞の反跳とそれに続く腹腔への漏出を防ぐための適切なアクションを追求しました。米国誘導注射後、マウスの体重を毎日監視して、手順によるストレスの兆候を評価しました。注射されたマウスの体重に有意な変化は観察されなかった。
次に、3D USイメージングを適用して、腫瘍細胞の生着と腫瘍の発生を監視しました。最初の画像取得は細胞注入後8日目に実行され、その後毎週取得されました(合計6回の取得)。イメージング中、動物を加温(37°C)プラットフォーム上の右側面に置き、イソフルランガスの吸入によって麻酔をかけました(誘導用量は4%、維持用量は2%)(図2)。3D取得は、トランスデューサーがその軸に垂直なさまざまなセクションで腹部をスキャンできるようにする3Dモーターを使用してBモードで実行されました。一連の2D画像が得られ、それを分析ソフトウェアによって組み立てて、臓器の3D解剖学的画像を再構築しました(3D再レンダリング)。3Dイメージングを実行するには、マウスの呼吸相を3Dスキャンの取得と同期させる必要がありました。プロトコルの再現性は、20匹中16匹(80%)の動物において、8日目から膵臓の尾部にある低エコー発生構造(暗い色で表される)である腫瘍塊の存在によって確認されました(図3A)。4匹のマウス(動物の20%)において、注射の2週間後に腫瘍塊の発生が観察された。この潜伏期は、膵臓への針挿入の最適ではない手順にまでさかのぼることができ、それが腹膜への細胞の漏出を引き起こした。
図3Bは、USガイド下注射マウスモデルのUSイメージングによって評価された平均腫瘍体積(n=16)を示す。最後の米国買収の翌日、マウスは最初にCO2吸入によって安楽死させられ、次に頸部脱臼によって安楽死させた。腹腔を検査し、組織学的分析のために腫瘍塊を移植した(図3C-E)。
図1:同所性PCaマウスモデルを確立するための米国誘導法 。 (A)マウスを37°Cで加熱した特別な支持体の右側脇腹に置く。 (B)USトランスデューサーは脾臓の高さで動物の体に対して横方向に配置され、膵臓はBモードで視覚化されます。マウス腹部の側面図は、脾臓(2)と左腎臓(3)の間の膵臓(1)を示しています。スケールバー:2 mm。 (C)ハミルトンシリンジを適切なホルダーに置きます。(D)この状況では、トランスデューサ(2)とシリンジ(1)は45°の角度を形成して配置されています。(E)注射器(1)の針を膵臓の尾部、脾臓のすぐ下に挿入する。スケールバー:2 mm。 (F)20 μLのPBSに1 x 106 PANC1細胞を含むボーラスを、28 G針付きのハミルトンシリンジを使用して膵臓の尾部に注入します。スケールバー:2 mm。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:マウスの膵臓腫瘍を監視するために使用されるイメージングワークステーション 。 (A)米国のイメージングのための職場。(1) 55 MHzトランスデューサ;(2)マウスハンドリングテーブル;(3)3Dモーター;(4)米国のトランスデューサーの高さ制御ノブ。(B)マウスを麻酔チューブ(1)に鼻を入れてハンドリングテーブルの右側腹に置き、皮膚を伸ばし、USジェルを右側面に塗布します。(C)トランスデューサーを下げてマウスの皮膚に触れ、動物の体に対して横方向に配置します。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図3:マウス膵臓における同所性PCa異種移植片の開発 。 (A)エコーガイド下細胞注入後に発症した腫瘍塊の2D US画像取得。腫瘍の発生は、細胞注入の8日後にUSイメージングで監視され、その後、44日目まで週に1回の取得が行われ、合計6回の取得が行われます。腫瘍は膵実質の低エコー源構造によって表される。低エコー源構造は、周囲の実質または隣接する構造と比較して、強度の低いエコーを有する領域によってエコー的に表される。スケールバー:2mm。 (B)PANC1細胞に由来する同所性PDACの腫瘍体積の経時変化。(C)細胞注入後43日目の腫瘍塊のUS画像取得。スケールバー:2 mm.3D腫瘍塊の再レンダリングが挿入図に示されています。(D)イメージング後、動物を安楽死させ、剖検検査を行う。(1)腫瘍塊;(2)健康な膵臓のごく一部;(3)脾臓;(4)胃;(5)肝臓。スケールバー:5mm。 (E)4倍の倍率での腫瘍塊のヘマトキシリンおよびエオジン染色。スケールバー:200μm。パネルの右上に、膵臓腺房細胞がまだ見える腫瘍塊の挿入図。40倍の倍率。スケールバー:100μm。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
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Discussion
US画像の使用は臨床において広く行われているが、多くの前臨床マウスモデルにおける腫瘍発生は、通常、生物発光画像を用いて説明される11。後者は、腫瘍の生着および拡大を評価する間接的な方法であり、また、信頼できる腫瘍増殖動態を提供しない。本研究では、細胞注入の実施と腫瘍発生のモニタリングにUSイメージングを適用しました。私たちが説明したプロトコルと私たちが提供した結果は、PCa研究における関連するブレークスルーを表しています。
膵臓腫瘍細胞の注入のためにここで説明する米国誘導法は、低侵襲であり、同所性PCaマウスモデルを確立するために通常適用される外科的処置によって引き起こされる多くの欠点を克服することを可能にする。外科的処置による死亡率または副作用に関する徴候は文献に欠けているが、我々の経験によれば、外科的方法は低い割合の症例(約10%)で術後死亡率が高く、頻繁に動物が苦しみ、ある程度の回復時間が必要であることが示唆されている12。さらに、手術後に適用されるステッチは、画像診断手順の正しい適用を妨げます。これにより、非常に低品質の米国の画像が取得され、残響や影の領域などのアーティファクトによって引き起こされる不正確なデータ外挿につながります。これらすべての事実を考慮すると、同所性マウスモデルの確立のための外科的処置を必要としない方法が好ましく、前臨床研究目的で強く推奨されます。さらに、侵襲性が低いため、細胞接種からの回復時間が速く、動物の苦痛は米国誘導法で最小限に抑えられます。大きな利点は、米国ガイド法がイソフルラン麻酔の使用と互換性があり、他の麻酔方法(すなわち、ケタミン/キシラジン溶液)と比較して、より速い誘導と回復を可能にし、心血管機能と脳血流の自動調節に対する比較的少ない節約効果を可能にすることです。全体として、イソフルランの代謝はごくわずかであるため、麻酔薬管理に特に有用です13。実際、処置の終了後約5分で、動物は胸骨横臥を維持するのに十分な意識を取り戻します。さらに、マウスは痛みを最小限に抑えるために鎮痛剤(カルプロフェン)で事前に投薬されており、迅速かつ完全に回復するため、術後の治療は必要ありません。
それにもかかわらず、手順には考慮しなければならないいくつかの重要なトラブルシューティング手順があります。膵臓からの細胞漏出のリスクを回避するために、接種する細胞の数は1 x 106 細胞を超えてはならず、細胞接種材料の体積は20μLを超えてはなりません。細胞注入は、細胞の活力の低下を避けるために、剥離直後に実行する必要があります。細胞注入後、膵臓からの細胞の漏れを避けるために、針を外す前に少なくとも10秒間待つ必要があります。
本プロトコルの最も重要な側面の1つは、動物プラットフォーム上のマウスの位置に関するものです。マウスは動物ハンドリングテーブルの右側に横たわり、皮膚を伸ばす必要があります。注射中に皮膚が適切に伸びていないと、針が膵臓に突き刺さって入るのに苦労し、細胞が膵臓からこぼれるリスクがあります。PCaマウスモデルを作製するための超音波ガイド下注射は、2011年にHuynhらによって最初に記載された14。ここでは、そのようなモデルを作成するのに適した方法論に焦点を当て、それを再現可能にするためのすべてのステップを詳細に説明しました。さらに、Huynhら14と比較して、過去5年間に発生した米国の技術の進歩を中心にいくつかのイノベーションを導入しました。現在のプロトコルでは、細胞注入中の精度を高め、細胞漏れを最小限に抑えるために、針が硬く、ベベル角度が30°のハミルトンシリンジを使用することを強くお勧めします。最後に、米国誘導注射の間、マウスはその右側を動物プラットフォームに固定し、Huynhらでは14 マウスを背側横臥状態に置いた。マウスの側面位置は、脾臓のすぐ下の膵臓の尾部を視覚化することを可能にし、これは細胞注入中に視覚的基準(図1B)として作用し、技術の再現性を確実にする。
他の手法と同様に、米国ガイド付き手順にもいくつかの制限があります。最大の限界は、体と頭が他の臓器で覆われており、針で届きにくいため、注射は膵臓の尾部でのみ行うことができることです。さらに、腫瘍の成長を監視するためのUSイメージングの使用に関連する別の制限は、接種6週間後に腫瘍塊全体が大きくなりすぎると、腫瘍塊全体を視覚化できないことです(図3C-E)。しかし、そのような大量は病気の臨床経過を模倣しません。
ここで記載されるプロトコルを用いて得られるPCaモデルの別の利点は、腫瘍塊の遅い細胞生着および増殖である(図3B)。これは、薬理学的介入の開始点を正確に特定し、治療的介入の効果を経時的により適切に監視するのに理想的です。
最後に、説明されている技術は、技術の洗練と、痛み、苦痛、苦痛、または永続的な危害を最小限に抑え、研究における動物の福祉を直接改善する手順の開発を含む3R原則の実装の例です。
米国ガイド下注射によって得られたPCaモデルの将来の用途には、適切な治療法または治療の組み合わせの開発を目的とした研究が含まれます。実際、このような革新的な in vivo 技術の使用は、抗体、抗体フラグメント、抗体薬物複合体(ADC)などの小分子の使用と、治療的アプローチを組み合わせることができます。後者は、私たちのグループが最近の研究15 で実証したように、または腫瘍の成長を監視することを目的として、適切な蛍光色素結合後に、治療目的で単独で使用できます。
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Disclosures
著者は開示するものは何もありません。
Acknowledgments
この研究は、イタリア大学研究省(MIUR)のAAへのAssociazione Italiana per la Ricerca sul Cancro(AIRC、助成金番号15627、IG 21510、およびIG 19766)の支援を受けました。革新的な治療戦略のための癌におけるイオンチャネルネットワークの基礎知識を活用する(LIONESS)20174TB8KWからAA、pHioniC:欧州連合のホライズン2020助成金AAへの813834。CDは、イタリアID24020のAIRCフェローシップによってサポートされました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 100 mm Petri dish | Sarstedt, Germany | P5856 | |
| 3D-Mode package | Visualsonics Fujifilm, Italy | Includes the 3D Motor; necessary for volumetric imaging | |
| Aquasonic 100, Sonypack 5 lt Ultrasound Transmission Gel | PARKER LABORATORIES, INC. | 150 | Gel for ultrasound |
| Athymic Mice (Nude-Foxn1nu) | ENVIGO, Italy | 69 | 20 females, 8 weeks old, Athymic Nude-Foxn1nu, 20-22 g body weight |
| CO2 Incubator Function Line | Heraeus Instruments, Germany | BB16-ICN2 | |
| Display of ECG, Respiration Waveform and body temperature | Visualsonics Fujifilm, Italy | 11426 | |
| DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium) | Euroclone Spa, Italy | ECM0101L | |
| DPBS (Dulbecco’s Phosphate Buffered Saline) | Euroclone Spa, Italy | ECB4004L | |
| Eppendorf (1.5mL) | Sarstedt, Germany | 72.690.001 | |
| FBS (Fetal Bovine Serum) | Euroclone Spa, Italy | ECS0170L | |
| Hamilton Needle Pointstyle 4, lenght 30 mm, 28 Gauge | Permax S.r.l., Italy | 7803-02 | |
| Hamilton Syringe 705RM 50 µL | Permax S.r.l., Italy | 7637-01 | |
| Isoflo (250 mL) | Ecuphar | 7081219 | |
| L-glutamine 100X | Euroclone Spa, Italy | ECB3000D | |
| Mouse Handling table II | Visualsonics Fujifilm, Italy | 50249 | |
| MX550D: 55 MHz MX Series Transducer | Visualsonics Fujifilm, Italy | 51069 | Ultrasound Transducers |
| Oxygen/isofluorane mixer | Angelo Franceschini S.r.l. | LFY-I-5A | |
| PANC1 cell line | American Type Culture Collection (ATCC), USA | CRL-1469 | |
| Rimadyl (carprofen) | Pfizer | 11319 | 20 mL, injection solution |
| Trypsin-EDTA 1X in PBS | Euroclone Spa, Italy | ECB3052D | |
| Vet ointment for eyes, Systane nighttime | Alcon | 509/28555-1 | |
| Vevo Compact Dual Anesthesia System (Tabletop Version) | Visualsonics Fujifilm, Italy | VS-12055 | complete with gas chamber |
| Vevo Imaging Station 2 | Visualsonics Fujifilm, Italy | VS-11983 | Imaging WorkStation 1 plus Imaging Station Extension with injection mount |
| Vevo Lab | Visualsonics Fujifilm, Italy | VS-20034 | Data Analysis Software |
| Vevo LAZR-X Photoacoustic Imaging System | Visualsonics Fujifilm, Italy | VS-20054 | Includes analytic software package for B-mode |
| Vevo Photoacoustic Enclosure | Visualsonics Fujifilm, Italy | 53157 |
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