Summary
Aquí se describe un modelo de ratón de pancreatitis aguda grave. El procedimiento presentado aquí es muy rápido, simple y accesible, lo que potencialmente permite el estudio de los mecanismos moleculares y las diferentes intervenciones terapéuticas en la pancreatitis aguda de una manera conveniente.
Abstract
La prevalencia de pancreatitis aguda (PA), especialmente pancreatitis aguda grave (PAE), está aumentando en los grupos de edad más jóvenes anualmente. Sin embargo, existe una falta de tratamientos efectivos en la práctica clínica actual. Con la fácil accesibilidad de las cepas transgénicas y knockout y su pequeño tamaño, que permite dosis mínimas de medicamentos requeridas para la evaluación in vivo , se prefiere un modelo experimental bien establecido en ratones para la investigación ap. Además, el SAP inducido a través del taurocolato de sodio (TC) es actualmente uno de los modelos más utilizados y mejor caracterizados. Este modelo ha sido investigado para nuevas terapias y posibles eventos moleculares durante el proceso de AP. Aquí, presentamos la generación de un modelo de ratón AP utilizando taurocolato de sodio y una microjeringa casera simple. Además, también proporcionamos la metodología para las pruebas histológicas y serológicas posteriores.
Introduction
La pancreatitis aguda (PA) es una inflamación aguda del páncreas caracterizada por la obstrucción del conducto pancreático principal con distensión ductal posterior y la autodigestión del páncreas por sus enzimas anormalmente activadas. Sus manifestaciones clínicas incluyen inflamación local o sistémica, dolor abdominal y elevación de la amilasa sérica1,2. De acuerdo con la clasificación de gravedad3, la PA puede presentarse en formas leves, moderadas y graves, y entre ellas, la pancreatitis aguda grave (PAS) es la afección más preocupante debido a su alta tasa de mortalidad de más del 30%4. En los Estados Unidos, la AP es una de las razones más comunes de hospitalización, que afecta a más de 200,000 pacientes5. Además, ap, especialmente SAP, aumenta anualmente y afecta a grupos de edad más jóvenes6. Sin embargo, existe una falta de opciones de tratamiento efectivas en la práctica clínica actual6,7. Por lo tanto, es necesario explorar los mecanismos moleculares involucrados en la PA, facilitando así la mejora del tratamiento.
Se requieren modelos animales experimentales bien establecidos para estudiar los mecanismos involucrados en la PA y evaluar la efectividad de las diferentes modalidades de tratamiento. Con la fácil accesibilidad de las cepas transgénicas y knockout y su pequeño tamaño, que minimiza las dosis de medicamentos requeridas para la evaluación in vivo, los ratones son preferidos para la investigación ap. Por ello, se han desarrollado varios modelos de AP en ratones8,9.
Trabajando a partir de un modelo de pancreatitis leve en rata inducida a través de la administración intravenosa de caerulein10, Niederau et al. desarrollaron un modelo de ratón SAP presentado con necrosis celular acinar inducida utilizando el mismo fármaco y vía de inyección11. Aunque este modelo posee varias ventajas, incluyendo la no invasividad, la inducción rápida, la amplia reproducibilidad y la aplicabilidad, la principal desventaja es que solo se desarrolla una forma leve de AP en la mayoría de los casos, lo que limita su relevancia clínica. El alcohol se considera uno de los principales factores etiológicos de la PA; sin embargo, Foitzik et al. informaron que causa lesión pancreática solo cuando se combina con otros factores, como la hiperestimulación exocrina12. Además, aunque los modelos de PA inducidos por alcohol se desarrollaron a través de diferentes vías de administración, y se han reportado dosis de fármacos13,14,15, su mayor desventaja es la dificultad para reproducirlos. La administración intraperitoneal de L-arginina también puede inducir AP en ratones16; sin embargo, su baja relevancia clínica dificulta su aplicación. El taurocolato, una sal biliar, fue propuesto por primera vez por Creutzfeld et al. en 1965 para inducir una afección similar a la PA humana a través de la infusión del conducto pancreático17. Aunque existen controversias sobre su relevancia clínica en fisiopatología18,19, la pancreatitis inducida por taurocolato sigue siendo un modelo indispensable para la SAP.
Como este modelo es fácil de realizar y también es efectivo en ratones, ahora es uno de los modelos AP más utilizados para estudios in vivo en animales pequeños. Perides et al. emplearon taurocolato de sodio (CT) para inducir SAP en ratones20, proporcionando información para comprender su patología. Combinado con técnicas de modificación genética, este modelo nos ha permitido confirmar varios genes específicos implicados en la PA. Por ejemplo, Bicozo et al. demostraron que un knockout del gen CD38 protegía frente a un modelo de pancreatitis por infusión de TC y atribuían los mecanismos a alteraciones en la señalización intracelular de Ca2+21. Fanczal et al. investigaron la implicación fisiológica de la expresión de TRPM2 en la membrana plasmática de células acinares y ductales pancreáticas de ratón, y demostraron una gravedad reducida de la SAP inducida por TC en ratones knockout TRPM22. Además, este modelo también proporciona una forma simple y efectiva de probar muchos medicamentos nuevos in vivo. Por ejemplo, este método permitió validar los efectos terapéuticos de la cafeína23, el ácido deshidrocólico24 y diversos antioxidantes y anticoagulantes25,26. Esta evidencia demuestra la versatilidad del modelo SAP inducido por TC. Aunque Wittel et al. describieron un modelo de ratón similar27, la falta de detalles sobre los procedimientos de implementación podría resultar en una incapacidad para reproducir los hallazgos. En este artículo, nos centramos en los métodos que utilizan una microjeringa casera simple y estudiamos la SAP inducida por TC, proporcionando así una posible orientación no solo para un mayor estudio de la patogénesis y el tratamiento de la AP, sino también para un método experimental perfectamente adaptable para muchas otras sustancias.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todos los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Soochow. Todos los procedimientos quirúrgicos se realizaron bajo anestesia completa. No se utilizaron analgésicos para evitar interferencias con el curso natural de la enfermedad según literaturas previas28,29. La aprobación por la falta de analgesia también fue otorgada por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Soochow.
1. Preparación
- Rápido un ratón de tipo salvaje C57BL/6 8-12 h antes de la cirugía.
- Preparar una solución de TC al 5% (p/v) (93 mM) diluida en cloruro de sodio al 0,9%. Filtre la solución a través de un filtro de 0,22 μm.
- Autoclave los instrumentos y materiales quirúrgicos, incluyendo fórceps, tijeras, portapaspas, portaagujas, clip hemostático, pinzas vasculares y cortinas estériles, utilizando un esterilizador a presión a una temperatura de 121 °C durante 30 min.
- Prepara una microjeringa casera. Para hacer esto, instale manualmente una punta de insulina desechable y una punta de pipeta de plástico prolongada en una jeringa Microlitro de punta plana de 25 μL. Esterilizar mediante irradiación.
2. Anestesia y preparación preoperatoria
- Pesan ratones machos C57BL/6 de tipo salvaje de 6 a 8 semanas de edad (aproximadamente 21-23 g). Inducir anestesia general con una inyección intraperitoneal de solución de pentobarbital sódico al 1% a una dosis de 50 mg/kg.
- Fije el ratón en posición supina sobre una placa plana de espuma anirradiada con la cinta.
- Prepare la región de operación de cada animal retirando su pelaje con una crema depilación desde el nivel del proceso xifoideo hasta la línea de conexión de la columna ilíaca superior anterior bilateral, con los lados izquierdo y derecho paralelos a la línea axilar frontal.
- Prepare un campo quirúrgico estéril con un enfoque particular en el área quirúrgica, que consiste en el área preparada en el animal y la parte frontal del cirujano.
- Desinfecte la mesa de trabajo.
- Limpie el sitio de la incisión con múltiples aplicaciones de solución de exfoliación quirúrgica. Limpie la piel dos o tres veces con yodóforo al 0,5% y déjela secar durante 1-2 minutos cada vez.
- Cubra el ratón con cortinas estériles.
3. Procedimiento quirúrgico
NOTA: La Figura 1 muestra la anatomía y morfología del páncreas del ratón antes y después de la inyección retrógrada de TC en el conducto biliopancreático por microinyección.
- Haga una incisión abdominal mediana de aproximadamente 2 a 3 cm de largo.
- Localice el duodeno de izquierda a derecha a lo largo del estómago. Tire suavemente del duodeno hacia afuera y hacia el lado izquierdo usando fórceps quirúrgicos y un hisopo de algodón empapado en desinfectante para exponer el páncreas, el conducto biliopancreático y la papila duodenal. Tenga cuidado de no lesionar la pared intestinal o los vasos relacionados.
- Usar 8-0 suturas para pasar a través de la conexión entre el duodeno y el páncreas alrededor de la papila, y tirar de ellas hacia el lado izquierdo del cuerpo del ratón para fijar el duodeno.
- Tire suavemente de la piel y el borde inferior del hígado a un lado. Pinte el conducto hepático común, asegurándose de no sujetar la vena porta o el páncreas. Pinza el conducto biliopancreático proximal.
- Perfore el microinyector en el conducto biliopancreático distal retrógradamente. Fije la punta de la aguja cerca de la papila duodenal con una pinza. Infundir 10 μL de TC al 5% en el conducto pancreático a una velocidad de 5 μL/min.
- Mantenga el conducto biliopancreático cerrado durante 5 min para lograr una presión estable. Luego, saque el microinyector y retire las abrazaderas.
- Restaure el duodeno a la posición anatómica original y verifique el sangrado.
- Cierre la herida con suturas 6-0 y desinfecte con yodóforo al 0,5%.
4. Recuperación y gestión postoperatoria
- Recuperar a los animales de la anestesia en una almohadilla térmica de 37 °C. No envíe a los animales operados a la sala de postoperatorio temporal hasta que todos los animales se hayan despertado.
- Administrar 0,8 ml de solución salina al 0,9% por vía subcutánea y lenta para la suplementación con líquidos.
- Controlar a los animales después de la operación para su estado general y signos de infecciones o enfermedades.
5. Pruebas serológicas y evaluación histología
- A las 24 h después de la operación, anestesiar a los ratones con pentobarbital sódico utilizando la misma dosis y vía de inyección.
- Recoger toda la sangre de la aorta abdominal (aproximadamente 0,8 ml por ratón) y girar a 1.500 x g durante 15 minutos para aislar el suero para pruebas adicionales.
- Recoger los tejidos del páncreas.
- Abra la cavidad torácica para recoger los tejidos pulmonares.
- Mida los índices de función bioquímica del suero, incluida la amilasa, la lipasa, la función hepática (alanina transaminasa (ALT) y aspartato transaminasa (AST)) y la función renal (urea y creatina), utilizando kits comerciales de acuerdo con las instrucciones de los fabricantes.
- Homogeneice los tejidos pulmonares y pancreáticos y mida el nivel de mieloperoxidasa (MPO) utilizando un kit comercial de acuerdo con las instrucciones del fabricante.
- Abra la cavidad torácica y perfunda con 20 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) dos veces, luego recoja el páncreas. Sumergir en solución de paraformaldehído al 4% durante 24 h. Deshidratar en una serie de concentraciones de alcohol e incrustar en parafina.
- Use un microtomo para preparar secciones de tejido pancreático de 5 μm de espesor.
- Realizar tinción de H&E para la evaluación histológica del páncreas.
- Evaluar las puntuaciones patológicas según los criterios propuestos por Schmidt et al.30.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Siguiendo cuidadosamente las instrucciones anteriores, obtuvimos una duración media de la cirugía de aproximadamente 40 min. Los ratones estaban ligeramente inactivos y habían perdido aproximadamente 0,5-1,75 g, 0,85-1,85 g y 0,5-4,73 g de peso a las 24 h, 48 h y 72 h después de la operación, respectivamente (Figura 2).
Desde el momento de la finalización de la cirugía hasta las 24 horas después de la operación, a medida que se desarrollaba la enfermedad, los ratones se volvieron inactivos y mostraron respuestas y acciones lentas.
Las tasas de supervivencia de los ratones control y SAP fueron del 100% (8/8) y del 72,7% (8/11), respectivamente, a las 72 h después de la operación (Figura 3).
De acuerdo con los resultados de tinción de H&E (Figura 4) y patológica (Figura 5) de las secciones de páncreas, se pudo observar edema obvio (puntuación: 3,14 ± 0,51 frente a 0,10 ± 0,08), inflamación (puntuación: 1,41 ± 0,81 frente a 0) y necrosis (puntuación: 3,03 ± 0,77 frente a 0) del tejido del páncreas en ratones SAP en relación con los ratones control. Mientras tanto, no se pudieron encontrar cambios significativos en la hemorragia (puntuación: 0,125 ± 0,31 vs. 0) en ambos grupos de ratones, lo que resultó en una puntuación de patología total sustancialmente elevada en ratones SAP (puntuación: 7,72 ± 1,61 vs. 0,10 ± 0,08).
Además, en comparación con los de los ratones control, aumentaron significativamente los niveles de amilasa ([46,740.32 ± 12,801.30] U / L vs. [3,324.40 ± 753.66] U / L, p < 0.001), lipasa ([545.02 ± 356.28] U / L vs. [18.32 ± 25.22] U / L, p < 0.05) y MPO de páncreas y pulmón (páncreas: [5.18 ± 3.26] U / g vs. [0.71 ± 0.41] U / g, p < 0.05; pulmón: [11.70 ± 1.31] U/g vs. [1,56 ± 0,45] U/g, p < 0,001) se encontraron en ratones SAP (Figura 6).
Además, en comparación con los ratones control, los ratones SAP demostraron funciones hepáticas y renales deterioradas, como lo ilustran los siguientes índices: ALT ([164.36 ± 47.66] U / L vs. [77.15 ± 31.06] U / L, p < 0.001), AST ([222.35 ± 82.13] U / L vs. [116.61 ± 64.79] U / L, p < 0.01), nitrógeno ureico en sangre (BUN) ([37.59 ± 16.36] mM vs. [14.80 ± 3.74] mM, p < 0,001) y creatinina ([40,33 ± 11,53] μM vs. [28,66 ± 4,53] μM, p < 0,01) (Figura 7).
Figura 1. La anatomía y morfología del páncreas del ratón antes y después de la inyección retrógrada de taurocolato de sodio (TC) en el conducto biliopancreático. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Curso temporal de los cambios de peso de los ratones control (n = 8) y pancreatitis aguda grave (n = 11). Las barras de error representan la desviación estándar (DE). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3. Monitorización de la curva de supervivencia de los ratones control (n = 8) y pancreatitis aguda grave (n = 11). Los números en azul y rojo representan el número de ratones sobrevivientes en un punto de tiempo específico en los grupos de control y SAP, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4. Histopatología de las secciones pancreáticas de ratones control y pancreatitis aguda grave (SAP). La flecha negra indica infiltración de células inflamatorias, la flecha roja indica sangrado, el triángulo invertido negro indica necrosis acinar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5. Puntuaciones histológicas. Puntuaciones histológicas (incluyendo edema, necrosis, inflamación, hemorragia y puntuaciones totales) de la sección de páncreas de ratones control y pancreatitis aguda grave (SAP). Cada punto negro representa la puntuación correspondiente de un ratón. ns: no significativo; **p < 0,01; p < 0,001. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6. Evaluación serológica de la amilasa y la lipasa y determinación de la actividad de la mieloperoxidasa del páncreas y el pulmón (MPO). Se encontró un aumento significativo de los niveles de amilasa, lipasa y MPO de páncreas y pulmón en ratones SAP en relación con ratones de control. Un punto negro representa un ratón. Las barras de error representan la desviación estándar (DE). *p < 0,05; p < 0,001. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7. Índices de función hepática (ALT: alanina aminotransferasa, y AST: aspartato aminotransferasa) e índices de función renal (creatinina y BUN: nitrógeno ureico en sangre), en ratones control y pancreatitis aguda severa (SAP). Se encontraron niveles significativamente mayores de ALT, AST, BUN y creatinina en ratones SAP en relación con los ratones control. Un punto negro representa un ratón. Las barras de error representan la desviación estándar (DE). *p < 0,05; **p < 0,01; p < 0,001. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
El modelo SAP inducido por TC es una excelente herramienta de investigación. Como se muestra en este estudio, este modelo se realiza muy fácilmente en laboratorios generales sin emplear dispositivos específicos. Cuando se usa en combinación con histología y análisis bioquímicos, proporciona un enfoque de costo (reactivos de bajo costo) y ahorro de tiempo (ventana de tiempo de 24 h) para inducir y evaluar AP. Ajustar la concentración de TC también ofrece la posibilidad de producir AP leve y moderado. Perides et al. también emplearon TC para inducir SAP en ratones20, y la principal diferencia fue que utilizaron una bomba para la infusión de TC, que puede proporcionar una dosis de perfusión más precisa.
De acuerdo con nuestra experiencia, durante el proceso quirúrgico del establecimiento del modelo, los factores más importantes incluyeron la exposición completa del conducto biliopancreático, la punción suave del microinyector y la inyección de TC en el conducto biliopancreático y el conducto pancreático a una velocidad relativamente constante. Se debe prestar atención a los siguientes puntos durante la cirugía. Primero, el duodeno debe extraerse suavemente para evitar la aplicación de fuerza excesiva, lo que puede provocar necrosis duodenal. La abertura del conducto biliopancreático se encuentra a lo largo del borde interno del duodeno (también llamado papila duodenal), y el conducto biliopancreático se puede localizar posteriormente. Si tiene éxito, la papila duodenal blanca y los túbulos que dan forma al conducto biliopancreático y pasan a través del páncreas en forma de hoja deben ser identificables. La exposición adecuada del conducto biliopancreático debe facilitar los procedimientos posteriores. En segundo lugar, se debe aplicar una fuerza de tracción moderada al fijar el duodeno en la parte inferior izquierda del ratón colocado en posición supina utilizando suturas, enderezando así el conducto biliopancreático sin pérdida de tensión. Las fuerzas de tracción excesivas e insuficientes podrían provocar el desgarro de la pared del duodeno y la exposición inadecuada del conducto biliopancreático, respectivamente, lo que podría afectar negativamente a la punción posterior. Se recomienda un ángulo vertical para asegurar una punción suave cuando el duodeno se fija al lado inferior izquierdo con suturas. Luego, durante la punción, asegúrese de que la dirección de la punción sea paralela a la dirección del conducto biliopancreático. Al perforar, el plano inclinado de la punta de la aguja debe orientarse hacia abajo para pasar a través de la pared del duodeno y posteriormente ingresar al conducto biliopancreático, asegurándose de usar la fuerza adecuada para evitar perforar el conducto biliopancreático. Después de una punción exitosa, no se debe sentir resistencia al ingresar al conducto biliopancreático, y la tensión de la pared del conducto biliopancreático se debe sentir al agitar suavemente la punta de la aguja. Finalmente, durante el procedimiento, el duodeno debe mantenerse húmedo con solución salina normal caliente para mantener su actividad.
Sin embargo, este método también tiene algunas limitaciones. En primer lugar, la reproducibilidad puede verse afectada por diferentes reacciones al TC de cada ratón. Por lo tanto, se podría realizar una comparación emparejada de los resultados correspondientes de cada ratón para minimizar estos impactos. En segundo lugar, la lesión de la papila duodenal es un fenómeno común durante el proceso de punción, que también puede causar pancreatitis aguda. Por lo tanto, se puede requerir un tiempo de entrenamiento más largo para desarrollar habilidades quirúrgicas adecuadas para cumplir con este método de modelado. Además, mantener a los ratones con un tamaño adecuado podría ser beneficioso para garantizar los resultados quirúrgicos.
A pesar de estas limitaciones, este modelo es uno de los modelos más utilizados y mejor caracterizados hasta la fecha para inducir ap e investigar nuevas terapias y posibles eventos moleculares durante el proceso de AP. Según estudios previos, la SAP inducida a través de tc también se ha descrito como adecuada para la evaluación de la terapia objetivo porque la gravedad lograda con este modelo es similar a la enfermedad humana y se puede reproducir fácilmente. Se ha informado que la intervención con quercetina atenúa el daño patológico pancreático e ileal en este modelo SAP mediante la inhibición de TLR4/MyD88/p38 MAPK y la activación del estrés del retículo endoplásmico (ERS)31. La administración de CM4620, un bloqueador selectivo del canal Orai1, podría disminuir significativamente la gravedad de este modelo SAP; se demostró que la prevención de la activación del tripsinógeno, la muerte de las células acinares, nf-κB y la activación del factor nuclear de las células T activadas (NFAT) y las respuestas inflamatorias sirven como mecanismos subyacentes32. Además de la TC, el ácido taurolitocólico 3-sulfato (TLCS) es otro ácido biliar utilizado con frecuencia en la inducción de AP. Según lo revisado por Petersen et al.33, las concentraciones elevadas de iones de calcio inducidas por TLCS en células acinares podrían afectar no solo a la producción intracelular de ATP mitocondrial, sino también a otras células (acinares, estrelladas y macrófagos) ubicadas en el páncreas a través de la exocitosis de iones de calcio; mientras que la CT podría ejercer un daño indirecto a las células acinares a través de su efecto sobre las células estrelladas periacinares.
Por lo tanto, el modelo SAP inducido por TC proporciona una excelente comprensión de la patogénesis de la AP y es una herramienta muy relevante para la validación preclínica de nuevos fármacos. Además, este modelo se puede adaptar a animales grandes para evaluar aún más los efectos desagradables e inesperados resultantes de las terapias para el tratamiento de la PA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ninguno.
Acknowledgments
Agradecemos el apoyo de las siguientes subvenciones: una Subvención de Investigación Traslacional de NCRCH [2020WSA01], una Subvención Científica KJXW de la Comisión de Salud de Suzhou para Jóvenes Académicos [KJXW2020002], un Plan de Ciencia y Tecnología de la Ciudad de Suzhou (SKY2021038 y SKJY2021050), una subvención del Desarrollo del Programa Académico Prioritario de las Instituciones de Educación Superior de Jiangsu (PAPD) y un Plan de Investigación Primaria y Desarrollo Social de la Provincia de Jiangsu (BE2018659).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5% iodophor | Shanghai Likang Disinfectant | 310102 | 4 mL/mouse |
| 0.9% sodium chloride | Sinopharm Group Co., Ltd. | 10019318 | 0.8 mL/mouse |
| 1% Pentobarbital sodium | Sigma | P3761 | 0.2 -0.25 mL/mouse |
| 25 μL flat tip Microliter syringe | Gaoge, Shanghai | A124019 | |
| 4% Paraformaldehyde | Beyotime, Nantong, China | P0099-500ml | |
| 5% sodium taurocholate (TC) | Aladdin | S100834-5g | 10 μL/SAP mouse |
| 6-0 Sterile nylon microsuture with threaded needle (1/2 circle) | Cheng-He | 20093 | |
| 75% alcohol | Sinopharm Group Co., Ltd. | 10009218 | 4 mL/mouse |
| 8-0 Sterile nylon microsuture with threaded needle (3/8 circle) | Cheng-He | 19064 | |
| ALT Activity Assay Kit | EPNK, Anhui, China | ALT0012 | |
| Amylase Assay Kit | EPNK, Anhui, China | AMY0012 | |
| Angled small bulldog clamp with 12 mm jaw (3 cm) | Cheng-He | HC-X022 | |
| aspen shavings or shreds for mouse bedding | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology | VR03015 | |
| AST Activity Assay Kit | EPNK, Anhui, China | AST0012 | |
| Blood Urea Nitrogen (BUN) Assay Kit | EPNK, Anhui, China | BUN0011 | |
| C57BL/6 mouse | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology | 213 | |
| Creatine Assay Kit | EPNK, Anhui, China | CRE0012 | |
| Feature microtome blade | Beyotime, Nantong, China | E0994 | |
| Hemostatic Forceps (9.5 cm, Curved) | JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd. | JC3901 | |
| Lipase Assay Kit | Jiancheng, Nanjing, China | A054-2-1 | |
| Microtome | Leica biosystem, Germany | RM2245 | |
| Mindray biochemistry analyzer | Mindray, Shenzhen, China | BS-420 | |
| MPO Assay Kit | Jiancheng, Nanjing, China | A044-1-1 | |
| Normal mouse chow | Trophic, Nantong, China | LAD 1000 | |
| Phosphate buffered saline | Beyotime, Nantong, China | C0221A | |
| Straight micro-bulldog clamp with 5 mm jaw (1.5 cm) | JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd. | W40130 | |
| Straight or curved forceps (11.0 cm) | Cheng-He | HC-X091A or HC-X090A | |
| Straight Scissors (10.0 cm) | Cheng-He, Ningbo, China | HC-J039102 | |
| Thermo Scientific Centrifuge | Thermo Scientific, USA | Multifuge X1R |
References
- Lee, P. J., Papachristou, G. I. New insights into acute pancreatitis. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 16 (8), 479-496 (2019).
- Mandalia, A., Wamsteker, E. J., DiMagno, M. J. Recent advances in understanding and managing acute pancreatitis. F1000Research. 7, 959 (2018).
- Banks, P. A., et al. Classification of acute pancreatitis-2012: revision of the Atlanta classification and definitions by international consensus. Gut. 62 (1), 102-111 (2013).
- Munir, F., et al. Advances in immunomodulatory therapy for severe acute pancreatitis. Immunology Letters. 217, 72-76 (2020).
- Peery, A. F., et al. Burden of gastrointestinal disease in the United States: 2012 update. Gastroenterology. 143 (5), 1179-1187 (2012).
- Hines, O. J., Pandol, S. J.
- James, T. W., Crockett, S. D. Management of acute pancreatitis in the first 72 hours. Current Opinion in Gastroenterology. 34 (5), 330-335 (2018).
- Silva-Vaz, P., et al. Murine models of acute pancreatitis: a critical appraisal of clinical relevance. International Journal of Molecular Sciences. 20 (11), 2794 (2019).
- Hyun, J. J., Lee, H. S.
- Renner, I. G., Wisner, J. R., Rinderknecht, H. Protective effects of exogenous secretin on ceruletide-induced acute pancreatitis in the rat. Journal of Clinical Investigation. 72 (3), 1081-1092 (1983).
- Niederau, C., Ferrell, L. D., Grendell, J. H. Caerulein-induced acute necrotizing pancreatitis in mice: protective effects of proglumide, benzotript, and secretin. Gastroenterology. 88 (5), 1192-1204 (1985).
- Foitzik, T., et al. Exocrine hyperstimulation but not pancreatic duct obstruction increases the susceptibility to alcohol-related pancreatic injury. Archives in Surgery. 129 (10), 1081-1085 (1994).
- Schneider, L., Dieckmann, R., Hackert, T., Gebhard, M. M., Werner, J. Acute alcohol-induced pancreatic injury is similar with intravenous and intragastric routes of alcohol administration. Pancreas. 43 (1), 69-74 (2014).
- Huang, W., et al. Fatty acid ethyl ester synthase inhibition ameliorates ethanol-induced Ca2+-dependent mitochondrial dysfunction and acute pancreatitis. Gut. 63 (8), 1313-1324 (2014).
- Sun, J., et al. NRF2 mitigates acute alcohol-induced hepatic and pancreatic injury in mice. Food and Chemical Toxicology. 121, 495-503 (2018).
- Kui, B., et al. New insights into the methodology of L-arginine-induced acute pancreatitis. PLoS One. 10 (2), 0117588 (2015).
- Creutzfeldt, W., Schmidt, H., Horbach, I. Studies on the effects of a trypsin inhibitor (Trasylol) on Enzyme activities and morphology in taurocholate and calciphylaxis pancreatitis of the rat (a contribution to the pathogenesis of pancreatitis). Klin Wochenschr. 43, 15-22 (1965).
- Liu, Z. H., et al. A simple taurocholate-induced model of severe acute pancreatitis in rats. World Journal of Gastroenterology. 15 (45), 5732-5739 (2009).
- Cavdar, F., et al. Controversial issues in biliary pancreatitis: when should we perform MRCP and ERCP. Pancreatology. 14 (5), 411-414 (2014).
- Perides, G., van Acker, G. J., Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5 (2), 335-341 (2010).
- Orabi, A. I., et al. Cluster of differentiation 38 (CD38) mediates bile acid-induced acinar cell injury and pancreatitis through cyclic ADP-ribose and intracellular calcium release. Journal of Biological Chemistry. 288 (38), 27128-27137 (2013).
- Fanczal, J., et al. TRPM2-mediated extracellular Ca(2+) entry promotes acinar cell necrosis in biliary acute pancreatitis. Journal of Physiology. 598 (6), 1253-1270 (2020).
- Huang, W., et al. Caffeine protects against experimental acute pancreatitis by inhibition of inositol 1,4,5-trisphosphate receptor-mediated Ca2+ release. Gut. 66 (2), 301-313 (2017).
- Zhang, X., et al. Dehydrocholic acid ameliorates sodium taurocholate-induced acute biliary pancreatitis in mice. Biology and Pharmaceutical Bulletin. 43 (6), 985-993 (2020).
- Hagiwara, S., et al. Antithrombin III prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Pancreas. 38 (7), 746-751 (2009).
- Hagiwara, S., et al. Danaparoid sodium prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Shock. 32 (1), 94-99 (2009).
- Wittel, U. A., et al. Taurocholate-induced pancreatitis: a model of severe necrotizing pancreatitis in mice. Pancreas. 36 (2), 9-21 (2008).
- Barlass, U., et al. Morphine worsens the severity and prevents pancreatic regeneration in mouse models of acute pancreatitis. Gut. 67 (4), 600-602 (2018).
- Wu, D., et al. A systematic review of NSAIDs treatment for acute pancreatitis in animal studies and clinical trials. Clinical Research in Hepatology and Gastroenterology. 44, 100002 (2020).
- Schmidt, J., et al. A better model of acute pancreatitis for evaluating therapy. Annals in Surgery. 215 (1), 44-56 (1992).
- Junyuan, Z., et al. Quercetin protects against intestinal barrier disruption and inflammation in acute necrotizing pancreatitis through TLR4/MyD88/p38MAPK and ERS inhibition. Pancreatology. 18 (7), 742-752 (2018).
- Waldron, R. T., et al. The Orai Ca(2+) channel inhibitor CM4620 targets both parenchymal and immune cells to reduce inflammation in experimental acute pancreatitis. Journal of Physiology. 597 (12), 3085-3105 (2019).
- Petersen, O. H., Gerasimenko, J. V., Gerasimenko, O. V., Gryshchenko, O., Peng, S. The roles of calcium and ATP in the physiology and pathology of the exocrine pancreas. Physiological Reviews. 101 (4), 1691-1744 (2021).
