Summary
Un modèle murin de pancréatite aiguë sévère est décrit ici. La procédure présentée ici est très rapide, simple et accessible, permettant ainsi potentiellement l’étude des mécanismes moléculaires et des différentes interventions thérapeutiques dans la pancréatite aiguë de manière pratique.
Abstract
La prévalence de la pancréatite aiguë (PA), en particulier de la pancréatite aiguë sévère (SAP), augmente chaque année dans les groupes d’âge plus jeunes. Cependant, il y a un manque de traitements efficaces dans la pratique clinique actuelle. Avec l’accessibilité facile des souches transgéniques et knockout et leur petite taille, qui permet des doses minimales de médicaments nécessaires à l’évaluation in vivo , un modèle expérimental bien établi chez la souris est préféré pour la recherche sur l’AP. De plus, le SAP induit par le taurocholate de sodium (TC) est actuellement l’un des modèles les plus largement utilisés et les mieux caractérisés. Ce modèle a été étudié pour de nouvelles thérapies et des événements moléculaires possibles au cours du processus d’AP. Ici, nous présentons la génération d’un modèle de souris AP utilisant du taurocholate de sodium et un simple microsyringe fait maison. En outre, nous fournissons également la méthodologie pour les tests histologiques et sérologiques ultérieurs.
Introduction
La pancréatite aiguë (AP) est une inflammation aiguë du pancréas caractérisée par une obstruction du canal pancréatique principal avec distension canalaire ultérieure et autodigestion du pancréas par ses enzymes anormalement activées. Ses manifestations cliniques comprennent une inflammation locale ou systémique, des douleurs abdominales et une élévation de l’amylase sérique1,2. Selon la classification de gravité3, l’AP peut se présenter sous des formes légères, modérées et sévères, et parmi elles, la pancréatite aiguë sévère (SAP) est la condition la plus préoccupante en raison de son taux de mortalité élevé de plus de 30 %4. Aux États-Unis, l’AP est l’une des raisons les plus courantes d’hospitalisation, touchant plus de 200 000 patients5. De plus, l’AP, en particulier SAP, augmente chaque année et affecte les groupes d’âge plus jeunes6. Cependant, il y a un manque d’options de traitement efficaces dans la pratique clinique actuelle6,7. Par conséquent, il est nécessaire d’explorer les mécanismes moléculaires impliqués dans l’AP, facilitant ainsi l’amélioration du traitement.
Des modèles animaux expérimentaux bien établis sont nécessaires pour étudier les mécanismes impliqués dans l’AP et évaluer l’efficacité des différentes modalités de traitement. Avec l’accessibilité facile des souches transgéniques et knockout et leur petite taille, qui minimise les doses de médicaments nécessaires à l’évaluation in vivo, les souris sont préférées pour la recherche AP. Par conséquent, plusieurs modèles d’AP ont été développés chez la souris8,9.
Travaillant à partir d’un modèle de rat de pancréatite légère induite par l’administration intraveineuse de caerulein10, Niederau et al. ont développé un modèle murin SAP présenté avec une nécrose à cellules acineuses induite à l’aide du même médicament et de la même voie d’injection11. Bien que ce modèle présente plusieurs avantages, notamment la non-invasivité, l’induction rapide, la reproductibilité étendue et l’applicabilité, l’inconvénient majeur est que seule une forme légère d’AP est développée dans la plupart des cas, limitant ainsi sa pertinence clinique. L’alcool est considéré comme l’un des principaux facteurs étiologiques de l’AP; cependant, Foitzik et coll. ont rapporté qu’il ne cause des lésions pancréatiques que lorsqu’il est associé à d’autres facteurs, comme l’hyperstimulation exocrine12. De plus, bien que des modèles d’AP induits par l’alcool se soient développés par différentes voies d’administration et que des doses de médicaments aient été rapportées13,14,15, leur principal inconvénient est la difficulté de les reproduire. L’administration intrapéritonéale de L-arginine peut également induire l’AP chez la souris16; cependant, sa faible pertinence clinique entrave son application. Le taurocholate, un sel biliaire, a été proposé pour la première fois par Creutzfeld et al. en 1965 pour induire une affection ressemblant à l’AP humaine par perfusion de canal pancréatique17. Bien qu’il existe des controverses quant à sa pertinence clinique en physiopathologie18,19, la pancréatite induite par le taurocholate reste un modèle indispensable pour la SAP.
Comme ce modèle est simple à réaliser et est également efficace chez la souris, il est maintenant l’un des modèles AP les plus utilisés pour les études in vivo sur de petits animaux. Perides et al. ont utilisé le taurocholate de sodium (TC) pour induire la SAP chez la souris20, fournissant des informations pour comprendre sa pathologie. Combiné à des techniques de modification génétique, ce modèle nous a permis de confirmer plusieurs gènes spécifiques impliqués dans l’AP. Par exemple, Bicozo et al. ont montré qu’un knockout du gène CD38 protégeait contre un modèle de pancréatite à perfusion de TC et attribuait les mécanismes à des altérations de la signalisation intracellulaire Ca2+21. Fanczal et coll. ont étudié l’implication physiologique de l’expression de TRPM2 dans la membrane plasmique des cellules acineuses et canalaires pancréatiques de souris, et ont démontré une gravité réduite de la SAP induite par TC chez les souris knock-out TRPM22. En outre, ce modèle fournit également un moyen simple et efficace de tester de nombreux nouveaux médicaments in vivo. Par exemple, cette méthode a permis de valider les effets thérapeutiques de la caféine23, de l’acide déshydrocholique24 et de divers antioxydants et anticoagulants25,26. Ces preuves démontrent la polyvalence du modèle SAP induit par TC. Bien que Wittel et coll. aient décrit un modèle murin similaire27, un manque de détails sur les procédures de mise en œuvre pourrait entraîner une incapacité à reproduire les résultats. Dans cet article, nous nous concentrons sur les méthodes utilisant un simple microsyringe fait maison et étudions la SAP induite par TC, fournissant ainsi des conseils possibles non seulement pour une étude plus approfondie de la pathogenèse et du traitement de l’AP, mais également pour une méthode expérimentale parfaitement adaptable pour de nombreuses autres substances.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Toutes les expériences impliquant des animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Université Soochow. Toutes les interventions chirurgicales ont été effectuées sous anesthésie complète. Les analgésiques n’ont pas été utilisés pour éviter toute interférence avec l’évolution naturelle de la maladie selon la littérature précédente28,29. L’approbation de l’absence d’analgésie a également été accordée par le Comité d’éthique animale de l’Université Soochow.
1. Préparation
- Jeûnez une souris de type sauvage C57BL/6 8-12 h avant la chirurgie.
- Préparer une solution de TC à 5 % (p/v) (93 mM) diluée dans du chlorure de sodium à 0,9 %. Filtrer la solution à travers un filtre de 0,22 μm.
- Autoclavez les instruments et matériaux chirurgicaux, y compris les pinces, les ciseaux, le porte-lame, le porte-aiguille, le clip hémostatique, les pinces vasculaires et les rideaux stériles, à l’aide d’un stérilisateur à pression à une température de 121 ° C pendant 30 min.
- Préparez une microsyringe maison. Pour ce faire, installez manuellement une pointe d’insuline jetable et une pointe de pipette en plastique prolongée sur une seringue Microliter à pointe plate de 25 μL. Stériliser par irradiation.
2. Anesthésie et préparation préopératoire
- Peser des souris mâles de type sauvage C57BL/6 âgées de 6 à 8 semaines (environ 21 à 23 g). Induire une anesthésie générale avec une injection intrapéritonéale de solution de pentobarbital sodique à 1% à une dose de 50 mg/ kg.
- Fixez la souris en position couchée sur une plaque plate en mousse irrirrayonnée avec le ruban adhésif.
- Préparez la région opératoire de chaque animal en retirant sa fourrure avec une crème d’épilation du niveau du processus xiphoïde jusqu’à la ligne de connexion de la colonne iliaque antérieure antérieure bilatérale, avec les côtés gauche et droit parallèles à la ligne axillaire avant.
- Préparez un champ chirurgical stérile avec un accent particulier sur la zone chirurgicale, composée de la zone préparée sur l’animal et le devant du chirurgien.
- Désinfectez la paillasse.
- Nettoyez le site d’incision avec de multiples applications de solution de gommage chirurgical. Essuyez la peau deux à trois fois avec 0,5% d’iodophore et laissez-la sécher pendant 1 à 2 minutes à chaque fois.
- Couvrez la souris avec des rideaux stériles.
3. Intervention chirurgicale
REMARQUE: La figure 1 illustre l’anatomie et la morphologie du pancréas de la souris avant et après l’injection rétrograde de TC dans le canal biliopancréatique par micro-injection.
- Faites une incision abdominale médiane d’environ 2 à 3 cm de long.
- Localisez le duodénum de gauche à droite le long de l’estomac. Retirez doucement le duodénum et vers le côté gauche à l’aide d’une pince chirurgicale et d’un coton-tige imbibé de désinfectant pour exposer le pancréas, le canal biliopancréatique et la papille duodénale. Veillez à ne pas blesser la paroi intestinale ou les vaisseaux connexes.
- Utilisez 8-0 sutures pour passer à travers la connexion entre le duodénum et le pancréas autour de la papille, et les tirer vers le côté gauche du corps de la souris pour fixer le duodénum.
- Tirez doucement la peau et le bord inférieur du foie de côté. Serrez le canal hépatique commun, en veillant à ne pas serrer la veine porte ou le pancréas. Serrez le canal biliopancréatique proximal.
- Percer le micro-injecteur dans le canal biliopancréatique distal rétrogradement. Fixez la pointe de l’aiguille près de la papille duodénale avec une pince. Infuser 10 μL de TC à 5 % dans le canal pancréatique à raison de 5 μL/min.
- Gardez le canal biliopancréatique fermé pendant 5 minutes pour obtenir une pression stable. Ensuite, retirez le micro-injecteur et retirez les pinces.
- Restaurez le duodénum à la position anatomique d’origine et vérifiez le saignement.
- Fermez la plaie avec 6-0 sutures et désinfectez avec 0,5% d’iodophore.
4. Récupération et prise en charge postopératoire
- Récupérez les animaux de l’anesthésie sur un coussin thermique à 37 °C. N’envoyez pas les animaux opérés dans la salle postopératoire temporelle tant que tous les animaux ne se sont pas réveillés.
- Administrer 0,8 mL de solution saline à 0,9 % par voie sous-cutanée et lentement pour la supplémentation en liquide.
- Surveillez les animaux après l’opération pour leur état général et les signes d’infections ou de maladies.
5. Tests sérologiques et évaluation histologique
- 24 h après l’opération, anesthésier les souris avec du pentobarbital sodique en utilisant la même dose et la même voie d’injection.
- Prélever tout le sang de l’aorte abdominale (environ 0,8 mL par souris) et tourner à 1 500 x g pendant 15 min pour isoler le sérum pour des tests supplémentaires.
- Recueillir les tissus du pancréas.
- Ouvrez la cavité thoracique pour recueillir les tissus pulmonaires.
- Mesurer les indices de fonction biochimique du sérum, y compris l’amylase, la lipase, la fonction hépatique (alanine transaminase (ALT) et aspartate transaminase (AST)) et la fonction rénale (urée et créatine), à l’aide de kits commerciaux conformément aux instructions des fabricants.
- Homogénéiser les tissus du poumon et du pancréas et mesurer le niveau de myéloperoxydase (MPO) à l’aide d’un kit commercial selon les instructions du fabricant.
- Ouvrez la cavité thoracique et perfuser avec 20 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) deux fois, puis collectez le pancréas. Immerger dans une solution de paraformaldéhyde à 4% pendant 24 h. Déshydrater dans une série de concentrations d’alcool et incorporer dans la paraffine.
- Utilisez un microtome pour préparer des coupes de tissu pancréatique de 5 μm d’épaisseur.
- Effectuer une coloration H & E pour l’évaluation histologique du pancréas.
- Évaluer les scores pathologiques selon les critères proposés par Schmidt et al.30.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En suivant attentivement les instructions ci-dessus, nous avons obtenu une durée moyenne de chirurgie d’environ 40 min. Les souris étaient légèrement inactives et avaient perdu environ 0,5 à 1,75 g, 0,85 à 1,85 g et 0,5 à 4,73 g de poids à 24 h, 48 h et 72 h après l’opération, respectivement (figure 2).
À partir de la fin de la chirurgie jusqu’à 24 heures après l’opération, au fur et à mesure que la maladie se développait, les souris sont devenues inactives et ont montré des réponses et des actions lentes.
Les taux de survie des souris témoins et SAP étaient de 100 % (8/8) et 72,7 % (8/11), respectivement, à 72 h après l’opération (Figure 3).
Selon les résultats de la coloration H & E (Figure 4) et du score pathologique (Figure 5) des coupes pancréatiques, un œdème évident (score: 3,14 ± 0,51 contre 0,10 ± 0,08), une inflammation (score: 1,41 ± 0,81 contre 0) et une nécrose (score: 3,03 ± 0,77 vs 0) du tissu pancréatique ont pu être observées chez les souris SAP par rapport aux souris témoins. Pendant ce temps, aucun changement significatif n’a pu être trouvé sur l’hémorragie (score: 0,125 ± 0,31 vs 0) dans les deux groupes de souris, ce qui a entraîné un score de pathologie totale considérablement élevé chez les souris SAP (score: 7,72 ± 1,61 contre 0,10 ± 0,08).
De plus, par rapport à ceux des souris témoins, les niveaux significativement accrus d’amylase ([46 740,32 ± 12 801,30] U/L vs [3 324,40 ± 753,66] U/L, p < 0,001), de lipase ([545,02 ± 356,28] U/L vs [18,32 ± 25,22] U/L, p < 0,05) et de MPO pancréas et pulmonaire (pancréas: [5,18 ± 3,26] U/g vs .0,71 ± 0,41] U/g, p < 0,05; poumon: [11,70 ± 1,31] U/g vs [1,56 ± 0,45] U/g, p < 0,001) ont été trouvés chez des souris SAP (Figure 6).
En outre, par rapport aux souris témoins, les souris SAP ont présenté une altération des fonctions hépatiques et rénales, comme l’illustrent les indices suivants : ALT ([164,36 ± 47,66] U/L vs [77,15 ± 31,06] U/L, p < 0,001), AST ([222,35 ± 82,13] U/L vs [116,61 ± 64,79] U/L, p < 0,01), azote uréique sanguin (BUN) ([37,59 ± 16,36] mM vs [14,80 ± 3,74] mM, p < 0,001) et la créatinine ([40,33 ± 11,53] μM vs [28,66 ± 4,53] μM, p < 0,01) (Figure 7).
Graphique 1. Anatomie et morphologie du pancréas de la souris avant et après l’injection rétrograde de taurocholate de sodium (TC) dans le canal biliopancréatique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 2. Évolution dans le temps des changements de poids des souris témoins (n = 8) et de la pancréatite aiguë sévère (n = 11). Les barres d’erreur représentent l’écart-type (SD). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 3. Surveillance de la courbe de survie des souris témoins (n = 8) et de la pancréatite aiguë sévère (n = 11). Les nombres en bleu et en rouge représentent le nombre de souris survivantes à un moment précis dans les groupes témoin et SAP, respectivement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 4. Histopathologie des coupes pancréatiques de souris témoins et de pancréatite aiguë sévère (SAP). La flèche noire indique l’infiltration des cellules inflammatoires, la flèche rouge indique le saignement, le triangle noir inversé indique la nécrose acineuse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 5. Scores d’histologie. Scores histologiques (y compris l’œdème, la nécrose, l’inflammation, l’hémorragie et les scores totaux) de la section du pancréas chez les souris témoins et la pancréatite aiguë sévère (SAP). Chaque point noir représente le score correspondant d’une souris. ns : non significatif; **p < 0,01; p < 0,001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 6. Évaluation sérologique de l’amylase et de la lipase et détermination de l’activité du pancréas et de la myéloperoxydase pulmonaire (MPO). Des niveaux significativement accrus d’amylase, de lipase, de pancréas et de MPO pulmonaire ont été trouvés chez les souris SAP par rapport aux souris témoins. Un point noir représente une souris. Les barres d’erreur représentent l’écart-type (SD). *p < 0,05; p < 0,001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 7. Indices de la fonction hépatique (ALT: alanine aminotransférase et AST: aspartate aminotransférase) et indices de la fonction rénale (créatinine et BUN: azote uréique sanguin), chez les souris témoins et pancréatites aiguës sévères (SAP). Des niveaux significativement accrus d’ALT, d’AST, de BUN et de créatinine ont été trouvés chez les souris SAP par rapport aux souris témoins. Un point noir représente une souris. Les barres d’erreur représentent l’écart-type (SD). *p < 0,05; **p < 0,01; p < 0,001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Le modèle SAP induit par TC est un excellent outil de recherche. Comme le montre cette étude, ce modèle est très facilement réalisé dans les laboratoires généraux sans utiliser d’appareils spécifiques. Lorsqu’il est utilisé en combinaison avec l’histologie et l’analyse biochimique, il fournit une approche rentable (réactifs peu coûteux) et rapide (fenêtre de temps de 24 heures) pour induire et évaluer l’AP. L’ajustement de la concentration de TC offre également la possibilité de produire des AP légères et modérées. Perides et al. ont également utilisé TC pour induire SAP chez la souris20, et la principale différence était qu’ils utilisaient une pompe pour la perfusion de TC, qui peut fournir une dose de perfusion plus précise.
Selon notre expérience, au cours du processus chirurgical de l’établissement modèle, les facteurs les plus importants comprenaient l’exposition complète du canal biliopancréatique, la ponction en douceur du micro-injecteur et l’injection de TC dans le canal biliopancréatique et le canal pancréatique à une vitesse relativement constante. Une attention particulière doit être accordée aux points suivants pendant la chirurgie. Tout d’abord, le duodénum doit être retiré doucement pour éviter l’application d’une force excessive, ce qui peut entraîner une nécrose duodénale. L’ouverture du canal biliopancréatique est située le long du bord interne du duodénum (également appelé papille duodénale), et le canal biliopancréatique peut être localisé par la suite. En cas de succès, la papille duodénale blanche et les tubules qui façonnent le canal biliopancréatique et traversent le pancréas en forme de feuille doivent être identifiables. Une exposition adéquate du canal biliopancréatique devrait faciliter les procédures ultérieures. Deuxièmement, une force de traction modérée doit être appliquée lors de la fixation du duodénum sur le côté inférieur gauche de la souris placée en position couchée à l’aide de sutures, redressant ainsi le canal biliopancréatique sans perte de tension. Des forces de traction excessives et insuffisantes pourraient entraîner une déchirure de la paroi du duodénum et une exposition inadéquate du canal biliopancréatique, respectivement, ce qui pourrait nuire à la ponction ultérieure. Un angle vertical est recommandé pour assurer une ponction en douceur lorsque le duodénum est fixé au côté inférieur gauche à l’aide de sutures. Ensuite, pendant la ponction, assurez-vous que la direction de la ponction est parallèle à la direction du canal biliopancréatique. Lors de la perforation, le plan incliné de la pointe de l’aiguille doit être orienté vers le bas pour traverser la paroi du duodénum et ensuite pénétrer dans le canal biliopancréatique, en veillant à utiliser la force appropriée pour éviter de perforer le canal biliopancréatique. Après une ponction réussie, aucune résistance ne doit être ressentie lors de l’entrée dans le canal biliopancréatique, et la tension de la paroi du canal biliopancréatique doit être ressentie en secouant doucement la pointe de l’aiguille. Enfin, pendant la procédure, le duodénum doit être maintenu humide avec une solution saline chaude normale pour maintenir son activité.
Cependant, cette méthode présente également certaines limites. Tout d’abord, la reproductibilité peut être affectée par différentes réactions au TC de chaque souris. Par conséquent, une comparaison appariée des résultats correspondants de chaque souris pourrait être effectuée afin de minimiser ces impacts. Deuxièmement, la lésion de la papille duodénale est un phénomène courant pendant le processus de ponction, qui peut également provoquer une pancréatite aiguë. Par conséquent, un temps de formation plus long peut être nécessaire pour développer des compétences chirurgicales adéquates pour remplir cette méthode de modélisation. De plus, garder les souris d’une taille appropriée pourrait être bénéfique pour assurer les résultats chirurgicaux.
Malgré ces limites, ce modèle est l’un des modèles les plus largement utilisés et les mieux caractérisés à ce jour pour induire l’AP et étudier de nouvelles thérapies et des événements moléculaires possibles au cours du processus de PA. Selon des études antérieures, le SAP induit par TC a également été décrit comme convenant à l’évaluation du traitement cible, car la gravité obtenue avec ce modèle est similaire à celle d’une maladie humaine et peut être facilement reproduite. Une intervention sur la quercétine a été rapportée pour atténuer les dommages pathologiques pancréatiques et iléaux dans ce modèle SAP via l’inhibition de TLR4 / MyD88 / p38 MAPK et l’activation du stress réticulum endoplasmique (ERS)31. L’administration de CM4620, un bloqueur sélectif de canaux Orai1, pourrait réduire considérablement la gravité de ce modèle SAP ; il a été démontré que la prévention de l’activation des trypsinogènes, de la mort des cellules acineuses, de la NF-κB, de l’activation et des réponses inflammatoires du facteur nucléaire des lymphocytes T activés (NFAT) servait de mécanismes sous-jacents32. En plus du TC, l’acide taurolithocholique 3-sulfate (TLCS) est un autre acide biliaire fréquemment utilisé dans l’induction AP. Comme l’ont examiné Petersen et al.33, des concentrations élevées d’ions calcium induites par le TLCS dans les cellules acineuses pourraient affecter non seulement la production intracellulaire mitochondriale d’ATP, mais aussi d’autres cellules (acineuses, stellaires et macrophages) situées dans le pancréas via l’exocytose des ions calcium; tandis que TC pourrait causer des dommages indirects aux cellules acineuses via son effet sur les cellules stellaires périacinaires.
Par conséquent, le modèle SAP induit par TC fournit d’excellentes informations sur la pathogenèse de l’AP et constitue un outil très pertinent pour la validation préclinique de nouveaux médicaments. De plus, ce modèle peut être adapté aux grands animaux pour évaluer davantage les effets désagréables et inattendus résultant des thérapies pour le traitement de la PA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Aucun.
Acknowledgments
Nous sommes reconnaissants du soutien des subventions suivantes: une subvention de recherche translationnelle de NCRCH [2020WSA01], une subvention scientifique KJXW de la Commission de la santé de Suzhou pour les jeunes chercheurs [KJXW2020002], un plan scientifique et technologique de la ville de Suzhou (SKY2021038 et SKJY2021050), une subvention du programme académique prioritaire de développement des établissements d’enseignement supérieur du Jiangsu (PAPD) et un plan de recherche et de développement social primaire de la province du Jiangsu (BE2018659).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5% iodophor | Shanghai Likang Disinfectant | 310102 | 4 mL/mouse |
| 0.9% sodium chloride | Sinopharm Group Co., Ltd. | 10019318 | 0.8 mL/mouse |
| 1% Pentobarbital sodium | Sigma | P3761 | 0.2 -0.25 mL/mouse |
| 25 μL flat tip Microliter syringe | Gaoge, Shanghai | A124019 | |
| 4% Paraformaldehyde | Beyotime, Nantong, China | P0099-500ml | |
| 5% sodium taurocholate (TC) | Aladdin | S100834-5g | 10 μL/SAP mouse |
| 6-0 Sterile nylon microsuture with threaded needle (1/2 circle) | Cheng-He | 20093 | |
| 75% alcohol | Sinopharm Group Co., Ltd. | 10009218 | 4 mL/mouse |
| 8-0 Sterile nylon microsuture with threaded needle (3/8 circle) | Cheng-He | 19064 | |
| ALT Activity Assay Kit | EPNK, Anhui, China | ALT0012 | |
| Amylase Assay Kit | EPNK, Anhui, China | AMY0012 | |
| Angled small bulldog clamp with 12 mm jaw (3 cm) | Cheng-He | HC-X022 | |
| aspen shavings or shreds for mouse bedding | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology | VR03015 | |
| AST Activity Assay Kit | EPNK, Anhui, China | AST0012 | |
| Blood Urea Nitrogen (BUN) Assay Kit | EPNK, Anhui, China | BUN0011 | |
| C57BL/6 mouse | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology | 213 | |
| Creatine Assay Kit | EPNK, Anhui, China | CRE0012 | |
| Feature microtome blade | Beyotime, Nantong, China | E0994 | |
| Hemostatic Forceps (9.5 cm, Curved) | JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd. | JC3901 | |
| Lipase Assay Kit | Jiancheng, Nanjing, China | A054-2-1 | |
| Microtome | Leica biosystem, Germany | RM2245 | |
| Mindray biochemistry analyzer | Mindray, Shenzhen, China | BS-420 | |
| MPO Assay Kit | Jiancheng, Nanjing, China | A044-1-1 | |
| Normal mouse chow | Trophic, Nantong, China | LAD 1000 | |
| Phosphate buffered saline | Beyotime, Nantong, China | C0221A | |
| Straight micro-bulldog clamp with 5 mm jaw (1.5 cm) | JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd. | W40130 | |
| Straight or curved forceps (11.0 cm) | Cheng-He | HC-X091A or HC-X090A | |
| Straight Scissors (10.0 cm) | Cheng-He, Ningbo, China | HC-J039102 | |
| Thermo Scientific Centrifuge | Thermo Scientific, USA | Multifuge X1R |
References
- Lee, P. J., Papachristou, G. I. New insights into acute pancreatitis. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 16 (8), 479-496 (2019).
- Mandalia, A., Wamsteker, E. J., DiMagno, M. J. Recent advances in understanding and managing acute pancreatitis. F1000Research. 7, 959 (2018).
- Banks, P. A., et al. Classification of acute pancreatitis-2012: revision of the Atlanta classification and definitions by international consensus. Gut. 62 (1), 102-111 (2013).
- Munir, F., et al. Advances in immunomodulatory therapy for severe acute pancreatitis. Immunology Letters. 217, 72-76 (2020).
- Peery, A. F., et al. Burden of gastrointestinal disease in the United States: 2012 update. Gastroenterology. 143 (5), 1179-1187 (2012).
- Hines, O. J., Pandol, S. J.
- James, T. W., Crockett, S. D. Management of acute pancreatitis in the first 72 hours. Current Opinion in Gastroenterology. 34 (5), 330-335 (2018).
- Silva-Vaz, P., et al. Murine models of acute pancreatitis: a critical appraisal of clinical relevance. International Journal of Molecular Sciences. 20 (11), 2794 (2019).
- Hyun, J. J., Lee, H. S.
- Renner, I. G., Wisner, J. R., Rinderknecht, H. Protective effects of exogenous secretin on ceruletide-induced acute pancreatitis in the rat. Journal of Clinical Investigation. 72 (3), 1081-1092 (1983).
- Niederau, C., Ferrell, L. D., Grendell, J. H. Caerulein-induced acute necrotizing pancreatitis in mice: protective effects of proglumide, benzotript, and secretin. Gastroenterology. 88 (5), 1192-1204 (1985).
- Foitzik, T., et al. Exocrine hyperstimulation but not pancreatic duct obstruction increases the susceptibility to alcohol-related pancreatic injury. Archives in Surgery. 129 (10), 1081-1085 (1994).
- Schneider, L., Dieckmann, R., Hackert, T., Gebhard, M. M., Werner, J. Acute alcohol-induced pancreatic injury is similar with intravenous and intragastric routes of alcohol administration. Pancreas. 43 (1), 69-74 (2014).
- Huang, W., et al. Fatty acid ethyl ester synthase inhibition ameliorates ethanol-induced Ca2+-dependent mitochondrial dysfunction and acute pancreatitis. Gut. 63 (8), 1313-1324 (2014).
- Sun, J., et al. NRF2 mitigates acute alcohol-induced hepatic and pancreatic injury in mice. Food and Chemical Toxicology. 121, 495-503 (2018).
- Kui, B., et al. New insights into the methodology of L-arginine-induced acute pancreatitis. PLoS One. 10 (2), 0117588 (2015).
- Creutzfeldt, W., Schmidt, H., Horbach, I. Studies on the effects of a trypsin inhibitor (Trasylol) on Enzyme activities and morphology in taurocholate and calciphylaxis pancreatitis of the rat (a contribution to the pathogenesis of pancreatitis). Klin Wochenschr. 43, 15-22 (1965).
- Liu, Z. H., et al. A simple taurocholate-induced model of severe acute pancreatitis in rats. World Journal of Gastroenterology. 15 (45), 5732-5739 (2009).
- Cavdar, F., et al. Controversial issues in biliary pancreatitis: when should we perform MRCP and ERCP. Pancreatology. 14 (5), 411-414 (2014).
- Perides, G., van Acker, G. J., Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5 (2), 335-341 (2010).
- Orabi, A. I., et al. Cluster of differentiation 38 (CD38) mediates bile acid-induced acinar cell injury and pancreatitis through cyclic ADP-ribose and intracellular calcium release. Journal of Biological Chemistry. 288 (38), 27128-27137 (2013).
- Fanczal, J., et al. TRPM2-mediated extracellular Ca(2+) entry promotes acinar cell necrosis in biliary acute pancreatitis. Journal of Physiology. 598 (6), 1253-1270 (2020).
- Huang, W., et al. Caffeine protects against experimental acute pancreatitis by inhibition of inositol 1,4,5-trisphosphate receptor-mediated Ca2+ release. Gut. 66 (2), 301-313 (2017).
- Zhang, X., et al. Dehydrocholic acid ameliorates sodium taurocholate-induced acute biliary pancreatitis in mice. Biology and Pharmaceutical Bulletin. 43 (6), 985-993 (2020).
- Hagiwara, S., et al. Antithrombin III prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Pancreas. 38 (7), 746-751 (2009).
- Hagiwara, S., et al. Danaparoid sodium prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Shock. 32 (1), 94-99 (2009).
- Wittel, U. A., et al. Taurocholate-induced pancreatitis: a model of severe necrotizing pancreatitis in mice. Pancreas. 36 (2), 9-21 (2008).
- Barlass, U., et al. Morphine worsens the severity and prevents pancreatic regeneration in mouse models of acute pancreatitis. Gut. 67 (4), 600-602 (2018).
- Wu, D., et al. A systematic review of NSAIDs treatment for acute pancreatitis in animal studies and clinical trials. Clinical Research in Hepatology and Gastroenterology. 44, 100002 (2020).
- Schmidt, J., et al. A better model of acute pancreatitis for evaluating therapy. Annals in Surgery. 215 (1), 44-56 (1992).
- Junyuan, Z., et al. Quercetin protects against intestinal barrier disruption and inflammation in acute necrotizing pancreatitis through TLR4/MyD88/p38MAPK and ERS inhibition. Pancreatology. 18 (7), 742-752 (2018).
- Waldron, R. T., et al. The Orai Ca(2+) channel inhibitor CM4620 targets both parenchymal and immune cells to reduce inflammation in experimental acute pancreatitis. Journal of Physiology. 597 (12), 3085-3105 (2019).
- Petersen, O. H., Gerasimenko, J. V., Gerasimenko, O. V., Gryshchenko, O., Peng, S. The roles of calcium and ATP in the physiology and pathology of the exocrine pancreas. Physiological Reviews. 101 (4), 1691-1744 (2021).
