Summary
L’évaluation clinique de la spasticité basée sur le réflexe de Hoffmann (réflexe H) et utilisant la stimulation électrique des nerfs périphériques est une méthode établie. Ici, nous fournissons un protocole pour une stimulation nerveuse terminale et directe pour la quantification du réflexe H dans la patte avant de la souris.
Abstract
Le réflexe de Hoffmann (réflexe H), en tant qu’analogue électrique du réflexe d’étirement, permet une validation électrophysiologique de l’intégrité des circuits neuronaux après des lésions telles que des lésions de la moelle épinière ou un accident vasculaire cérébral. Une augmentation de la réponse réflexe H, ainsi que des symptômes tels que des contractions musculaires non volontaires, un réflexe d’étirement pathologiquement augmenté et une hypertonie dans le muscle correspondant, est un indicateur de spasticité post-AVC (PSS).
Contrairement aux mesures transcutanées plutôt non spécifiques aux nerfs, nous présentons ici un protocole pour quantifier le réflexe H directement au niveau des nerfs ulnaire et médian de la patte antérieure, qui est applicable, avec des modifications mineures, au nerf tibial et sciatique de la patte postérieure. Basée sur la stimulation directe et l’adaptation à différents nerfs, la méthode représente un outil fiable et polyvalent pour valider les changements électrophysiologiques dans les modèles de maladies liées à la spasticité.
Introduction
Le réflexe d’Hoffmann (H-reflex), du nom du physiologiste Paul Hoffmann, peut être évoqué par stimulation électrique des nerfs périphériques, qui transportent des axones de neurones sensoriels et moteurs provenant et conduisant aux mêmes muscles. C’est l’analogue électriquement induit du réflexe d’étirement monosynaptique, et partage la même voie1. Contrairement à l’étirement musculaire, le réflexe H résulte d’une stimulation électrique. Lorsque les nerfs périphériques sont stimulés électriquement à faible intensité de courant, les fibres afférentes Ia sont généralement dépolarisées en premier en raison de leur grand diamètreaxonale 2. Leurs potentiels d’action excitent les motoneurones alpha (αMN) dans la moelle épinière, qui à leur tour suscitent des potentiels d’action qui descendent le long des axones αMN vers le muscle (Figure 1). Cette cascade génère une réponse musculaire de faible amplitude, reflétée dans ce que l’on appelle l’onde H. En augmentant progressivement l’intensité du stimulus, l’amplitude de l’onde H augmente en raison du recrutement d’unités motrices supplémentaires. À partir d’une certaine intensité de stimulus, les potentiels d’action dans les axones plus minces des αMN sont obtenus directement, ce qui est enregistré sous forme d’onde M. Cette onde M apparaît avec une latence plus courte que l’onde H (Figure 2). Si l’intensité de la stimulation est encore augmentée, l’amplitude de l’onde M devient plus grande en raison du recrutement de plus d’axones αMN, tandis que l’onde H devient progressivement plus petite. L’onde H peut être supprimée à des intensités de stimulus élevées en raison de la rétropropagation antidromique des potentiels d’action dans les axones αMN. Ces potentiels d’action déclenchés entrent en collision avec ceux de la stimulation Ia et peuvent donc s’annuler mutuellement. Aux intensités de stimulus supramaximales, des potentiels d’action orthodromiques (vers le muscle) et antidromiques (vers la moelle épinière) se produisent dans tous les axones MN; le premier donne lieu à l’amplitude maximale de l’onde M (Mmax), tandis que le second entraîne l’abolition complète du réflexe H3.
Pour l’évaluation de la spasticité post-AVC (PSS) ou des lésions de la moelle épinière (LME), le réflexe H a été utilisé pour évaluer la base neurale du mouvement et de la spasticité chez l’homme1. Une meilleure quantification du changement du réflexe H entre les mesures et entre les sujets est obtenue en utilisant le rapport de l’onde H et de l’onde M (rapport H/M). Alternativement, la dépression dépendante du taux (RDD) est mesurée à l’aide d’un ensemble de fréquences ascendantes (par exemple, 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 et 5,0 Hz). Le RDD reflète l’intégrité des circuits inhibiteurs qui peuvent être perturbés par un accident vasculaire cérébral ou une lésion médullaire. Lorsque tous les circuits neuronaux sont intacts, il y a une suppression uniforme et indépendante de la fréquence du réflexe H. Cependant, s’il y a une inhibition neuronale réduite à la suite d’un accident vasculaire cérébral ou d’une lésion médullaire, la suppression du réflexe H diminue avec l’augmentation de la fréquence de stimulation4.
L’enregistrement électrophysiologique correct à l’aide d’électrodes de surface peut être difficile et peut être affecté par les tâches motrices, les mécanismes inhibiteurs et l’excitabilité αMN5. Dans l’enregistrement transcutané chez les rongeurs, une électrode de stimulus est placée près du nerf tibial et une électrode d’enregistrement est placée près des muscles connexes de la patte antérieure. Selon notre expérience, cependant, le placement correct des électrodes transcutanées (Figure 1A) est encore plus complexe et variable chez les rongeurs que le placement des électrodes de surface chez l’homme. Cela peut entraîner des différences de longueur, de fréquence et d’intensité de stimulation nécessaires pour provoquer le réflexe H. Ces défis méthodologiques pourraient expliquer pourquoi il n’existe qu’un nombre très limité d’études de mesure du réflexe H (p. ex., dans les modèles expérimentaux d’AVC 3, 4 etd’autres modèles de spasticité6). Une stimulation et un enregistrement précis (à long terme) du réflexe H sur des nerfs individuels pourraient, en principe, être réalisés à l’aide d’électrodes implantables entourant le nerf cible 7,8. En raison de la chirurgie difficile avec des effets secondaires potentiels pour l’animal et l’instabilité potentielle de la sonde, cette approche n’est pas devenue une norme dans le domaine. La méthode présentée ici nécessite également une certaine expertise chirurgicale. Cependant, il permet une stimulation et un enregistrement nouveaux et précis de nerfs isolés in vivo en utilisant de faibles intensités de stimulation, ce qui évite la stimulation simultanée des nerfs voisins.
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Protocol
Toutes les expériences ont été menées conformément aux lois européennes et nationales sur les soins aux animaux et aux directives institutionnelles, et ont été approuvées par le Landesamt für Natur-, Umwelt-, und Verbraucherschutz Rhénanie-du-Nord-Westphalie (Az: 81-02.04.2019.A309). Le protocole est optimisé pour les souris adultes (environ 8-16 semaines de souris C57Bl/6J) et l’enregistrement des membres antérieurs. Il peut être facilement adapté en stimulant les nerfs respectifs du membre postérieur et en enregistrant les muscles de la patte postérieure (Figure 1B). Une description des électrodes d’enregistrement et de stimulation est ajoutée dans le tableau des matériaux. Notez que le protocole n’est utilisé que pour une mesure terminale.
1. Préparation
- Peser l’animal et commencer l’anesthésie en injectant par voie intraveineuse un mélange de kétamine (100 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg).
- Gardez la souris dans la boîte chauffante jusqu’à ce que la tolérance chirurgicale soit atteinte. Attendez quelques minutes jusqu’à ce que la souris soit calme, que la respiration soit stable et que les réflexes soient absents. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en mesurant l’absence de réponse au pincement de l’orteil.
- Tournez la souris sur le dos et placez-la sur un coussin chauffant (optimal serait un chauffage contrôlé par rétroaction à l’aide d’une sonde de température rectale). Fixez les pattes antérieures avec du ruban adhésif. Ici, assurez-vous que le ruban est positionné de manière à ce que les électrodes de mesure soient facilement insérées dans les pattes avant.
- Insérez une sonde rectale pour mesurer la température de l’animal et fixez-la avec du ruban adhésif. Appliquez une pommade pour les yeux pour empêcher les yeux de se dessécher.
2. Chirurgie
REMARQUE : L’état stable de l’animal anesthésié, c’est-à-dire la respiration, la température et la perte des réflexes, doit être surveillé régulièrement tout au long de la procédure. La procédure de mesure directe de l’onde H nerveuse est illustrée pour le nerf radial/cubital/médian de la patte antérieure (Figure 3A). La mesure peut également être adaptée à la patte arrière (nerf sciatique/tibial) avec des modifications.
- Pour une meilleure vue d’ensemble de la zone chirurgicale, retirez les cheveux avec un rasoir électrique ou une paire de ciseaux dans un endroit séparé au préalable. Pour les chirurgiens plus expérimentés, cela n’est que facultatif.
REMARQUE: La désinfection n’est pas nécessaire ici, car il s’agit d’une expérience finale. L’animal sera euthanasié plus tard. - Soulevez la peau avec une pince à épiler et faites une incision d’environ 1 cm dans la peau le long de l’axe ventro-postérieur de la patte antérieure (zone au-dessus de l’aisselle et du thorax) avec une paire de ciseaux fins arrondis.
- Retirez soigneusement le tissu conjonctif et exposez le muscle et le nerf en dessous. Retirez le muscle pectoral profundus exposé à l’aide d’une pince pour accéder au nerf médian (Figure 3E,F). Enlevez de petites quantités de sang et de liquide tissulaire avec les tissus mous.
- Dans l’étape suivante, coupez soigneusement le sein ou le muscle axillaire du haut vers le bas pour exposer le faisceau nerveux en dessous. Libérez le faisceau nerveux du tissu conjonctif et musculaire sur une longueur d’environ 1,5 cm.
REMARQUE: Ici, des précautions particulières doivent être prises pour ne pas endommager les vaisseaux sanguins qui courent parallèlement au nerf médian. Lorsque vous coupez le tissu, coupez toujours le long du nerf pour éviter de le blesser. Si cela se produit, retirez le liquide et le sang qui fuient avec un écouvillon. Le microscope stéréoscopique n’est pas nécessaire pour toute l’expérience, mais il peut être utile pour la préparation des nerfs. - Séparez soigneusement le nerf ulnaire et le nerf médian de la patte avant à l’aide d’une pipette en verre courbée (figure 3E). Le supérieur des deux nerfs est le nerf ulnaire et le nerf inférieur est le nerf médian.
REMARQUE: Lorsque vous séparez les nerfs les uns des autres, assurez-vous que le vaisseau sanguin en dessous n’est pas blessé.
3. Placement des électrodes
- Disposez les électrodes du crochet de stimulation en parallèle à une distance de 0,5 à 1,0 mm et utilisez un micromanipulateur pour positionner le double crochet à proximité du nerf.
- Utilisez le crochet en verre comme outil pour soulever le nerf ulnaire sur les électrodes du crochet de stimulation. Tirez l’électrode avec le nerf vers l’arrière et séparez-la des autres nerfs d’environ 1 à 2 mm à l’aide du micromanipulateur (Figure 3D,F).
- Placez les électrodes le long de l’axe long de la patte pour réduire la diaphonie entre les muscles.
REMARQUE: Le placement des électrodes est très important mais difficile à normaliser en raison de l’anatomie individuelle. Il faut un chirurgien expérimenté pour placer correctement les électrodes. Les fils peuvent également être repositionnés si l’amplitude du signal n’est pas satisfaisante. - Sécher superficiellement les crochets d’électrode fixés au nerf et appliquer de la vaseline à l’aide d’une seringue pour fournir une isolation électrique du tissu adjacent.
REMARQUE: Il faut prendre soin d’appliquer suffisamment de vaseline sur l’électrode et aussi entre les deux crochets pour assurer l’isolation électrique et empêcher les nerfs de se dessécher.
4. Emplacement des électrodes d’enregistrement et de référence
- Pour mesurer le réflexe H, positionnez les électrodes EMG par voie intramusculaire dans la patte antérieure. De plus, placez l’électrode de référence par voie sous-cutanée dans le membre postérieur (p. ex., à l’aide d’une épingle minute), maintenue par une pince crocodile miniature (figure 3B).
- Lorsque le stimulateur est allumé, observez une stimulation réussie sous forme de minuscules secousses de la patte antérieure. Le courant de stimulation minimum pour provoquer l’onde M et de minuscules secousses visibles dans la patte avant devrait être compris entre 10 et 50 μA.
REMARQUE: Si aucune secousse n’est visible à 50 μA, ajustez les électrodes de stimulation et réappliquez de la vaseline. De plus, chez la souris, il n’est pas rare que l’onde M apparaisse à des intensités de stimulation inférieures à celles de l’onde H5.
5. Mesure
- Répétez la stimulation du nerf 15 fois avec des impulsions de 0,2 ms de long chacune. Avec des pauses de 2 minutes entre les séries de stimuli, la fréquence est augmentée de 0,1, 0,5, 1,0, 2,0 à 5 Hz.
REMARQUE: Ces fréquences sont nécessaires si vous calculez le RDD par la suite. Toutes les données EMG sont enregistrées, numérisées et analysées à l’aide d’un logiciel, par exemple le logiciel Spike2 (CED, version 7.19). La plus grande amplitude d’onde H est attendue à 0,1 Hz. Plus la fréquence est élevée, plus l’amplitude de l’onde H devient faible en raison du RDD. - Après l’expérience, sacrifiez l’animal selon le protocole IACUC de l’institut. Dans cette expérience, une perfusion transcardique de souris a été réalisée en utilisant du PBS et 4% de PFA sous anesthésie profonde.
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Representative Results
À partir des n = 15 essais de stimulation par fréquence de stimulation et patte, sélectionnez au moins n = 10 enregistrements réussis pour l’analyse. Les essais comportant des erreurs de mesure (p. ex. onde M manquante) sont exclus de l’analyse. Analysez chaque essai séparément et générez une moyenne pour les comparaisons groupe/temps plus tard. La latence entre la stimulation et l’apparition de l’onde M et de l’onde H est enregistrée pour chaque essai. D’après notre expérience, l’onde M se produit environ 2 ms après la stimulation, et l’onde H après 6-8 ms, en raison du temps de transit plus long à travers la moelle épinière (Figure 1A et Figure 2B). Mesurez l’amplitude des ondes M et H d’un pic à l’autre.
Pour évaluer les changements physiologiques qui se produisent dans les lésions de la moelle épinière ou les accidents vasculaires cérébraux, le rapport entre l’amplitude des ondes H et M (rapport H/M, figure 2) est moins sujet à la variabilité expérimentale, ce qui se reflèterait, par exemple, dans les différences d’amplitude. Le rapport fournit ainsi une évaluation plus fiable des changements électrophysiologiques liés à la maladie. Par exemple, chez les souris ayant subi un accident vasculaire cérébral dans le cortex moteur primaire et secondaire, l’onde H est augmentée, tandis que l’onde M reste inchangée (Figure 2), suggérant une excitabilité accrue de l’αMN. De plus, il y a une RDD réduite (c’est-à-dire une diminution réduite de la suppression de l’onde H avec l’augmentation de la fréquence de stimulation). La diminution du TDR est le résultat d’une inhibition réduite de la moelle épinière4. Ainsi, le RDD peut valider l’activation des circuits inhibiteurs de la colonne vertébrale, dont l’interruption peut entraîner une spasticité. Pour calculer le RDD du réflexe H, la méthode décrite par Lee et al. est recommandée4. En bref, la stimulation du réflexe H à 0,1 Hz est moyennée et réglée à 100%. Le réflexe H obtenu pour les autres fréquences de stimulation est exprimé en valeurs relatives à 0,1 Hz. De chaque entraînement de stimulation, les trois premières stimulations sont écartées.
Figure 1 : Illustration de la configuration d’enregistrement et des voies de mesure du réflexe de Hoffman (réflexe H) et de la réponse musculaire (onde M). (A) Le réflexe H est induit par la stimulation des afférences Ia, qui activent les motoneurones alpha correspondants dans la moelle épinière et évoquent par la suite des contractions musculaires dans les muscles innervés de la patte antérieure. (B) Emplacements des nerfs radiaux/ulnaires/médians stimulés électriquement dans la patte antérieure et des nerfs sciatiques/tibiaux dans la patte postérieure. Créé avec BioRender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Résultats schématiques et représentatifs de l’enregistrement électrique. A) Schéma d’un enregistrement. Le stimulus et l’artefact de stimulation respectif sont réglés sur 0 ms, suivi de la réponse musculaire directe (onde M) et du pic plus petit représentant l’onde H. Dans les modèles de spasticité, le réflexe H sera plus grand par rapport au témoin sain. (B) Captures d’écran d’un enregistrement représentatif avec le logiciel montrant des données originales avec un artefact de stimulus (traces inférieures) et l’apparition de l’onde M seule par rapport à un exemple où les ondes M et H sont visibles dans l’enregistrement (trace supérieure, panneau central et panneau droit, respectivement). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Positionnement des électrodes pour la mesure électrophysiologique terminale. (A,B) Vue d’ensemble de la mesure terminale du réflexe H avec les électrodes de stimulation du crochet, les électrodes d’enregistrement dans la patte avant et l’électrode de référence insérée dans le membre postérieur. (C, D) Dans le membre postérieur, après l’ablation de la peau et des muscles, le nerf sciatique devient visible et peut être divisé en nerfs sciatique et tibial. (E) Dans le membre antérieur, les nerfs radial, médian et ulnaire deviennent visibles. (F) Le nerf ulnaire peut être stimulé avec l’électrode de crochet sans stimulation des nerfs voisins. Créé avec BioRender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Contrairement aux mesures transcutanées du réflexe H décrites précédemment chez la souris6, nous fournissons une mesure plus directe et spécifique aux nerfs. Cette nouvelle approche peut être appliquée aux nerfs des membres antérieur et postérieur (p. ex., les nerfs médian, ulnaire et radial, et les nerfs tibial et sciatique, respectivement), ce qui rend cette méthode adaptable en tant qu’outil de diagnostic à de nombreux modèles de maladies (p. ex. accident vasculaire cérébral, sclérose en plaques, sclérose latérale amyotrophique, lésion cérébrale traumatique et lésion de la moelle épinière). Selon le nerf sélectionné, la validation de l’amplitude de l’onde H en fonction de l’intensité de la stimulation est recommandée. L’amplitude peut varier en raison du diamètre du nerf et de l’excitabilité du motoneurone, ainsi que du contact électrique. En mesurant le rapport H/M et la RDD, les influences expérimentales telles que le positionnement de l’aiguille peuvent être réduites, ce qui augmente considérablement la fiabilité des valeurs obtenues.
La principale limitation du protocole présenté ici est l’application terminale sans possibilité de mesures longitudinales. En outre, plusieurs détails méthodologiques doivent être pris en compte. Une anesthésie constante avec une relaxation musculaire minimale est essentielle pour une mesure fiable et doit être validée pour chaque modèle / application spécifique. Contrairement à l’anesthésie à l’isoflurane qui provoque une forte suppression des réflexes musculaires (c.-à-d. le réflexe H 9,10,11), la combinaison kétamine-xylazine fournit une anesthésie sûre et est largement utilisée pour les enregistrements EMG 12. Conformément aux mesures des potentiels évoqués moteurs chez le rat 13, selon notre expérience, 100 mg/kg de kétamine et10 mg/kg de xylazine constituent le meilleur protocole pour des enregistrements stables et fiables. Pour un expérimentateur qualifié, il est possible d’effectuer des mesures de pattes avant et arrière dans une expérience finale. La procédure décrite ici pour la patte antérieure, y compris la préparation de l’animal et la mesure de toutes les fréquences de dépression dépendante de la vitesse, peut être effectuée en environ 30 à 40 minutes. Il est fortement recommandé de pratiquer la technique de dissection nerveuse avant d’effectuer des expériences in vivo. Dans les modèles de maladie unilatérale (p. ex. AVC cortical), nous recommandons de répéter la stimulation 15 fois sur les deux pattes controlatérales pour inclure la patte non affectée comme contrôle interne. Comme un seul nerf doit être stimulé selon la méthode présentée ici, un soin particulier doit être pris pour répartir suffisamment de vaseline autour des électrodes de stimulation afin qu’aucune stimulation des nerfs voisins ne se produise.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.
Acknowledgments
Les auteurs remercient T. Akay, de l’Université Dalhousie, pour son soutien lors d’une visite de MG à son laboratoire. Ce travail a été financé par la Fondation Friebe (T0498/28960/16) et la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondation allemande pour la recherche) - Project-ID 431549029 - SFB 1451.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Absorbent underpad | VWR | 115-0684 | |
| AD converter | Cambridge Electronic Design, UK | CED 1401micro | |
| Amplifier | Workshop Zoological Institute, UoC | - | |
| Digital stimulator | Workshop Zoological Institute, UoC | MS 501 | |
| EMG electrodes | Workshop Zoological Institute, UoC | Two twisted, insulated copper wires (50 µm outer diameter) were soldered to a male plug and connected to a differential amplifier. | |
| Eye ointment | Bayer | Bepanthen | |
| Glass pipette | Workshop Zoological Institute, UoC | - | Prepare a glass pipette bent into a simple glass hook in the flame of a Bunsen burner. |
| Heating box | MediHeat | MediHeat V1200 | |
| Heating pad | WPI | 61840 Heating pad | |
| Hook electrodes | Workshop Zoological Institute, UoC | - | To produce the electrodes, bend stainless steel miniature pins into hooks at one end and insert into blunt cannulas to create direct mechanical contact. Solder the end of the cannula to copper wires (length approx. 50 cm), which are connected to either stimulation or recording device. |
| Ketamine | Pfizer | Ketavet | |
| Rectal probe | WPI | RET-3 | |
| Stimulator isolation unit | Workshop Zoological Institute, UoC | MI 401 | |
| Sterilizer | CellPoint Scientific | Germinator 500 | Routine pre- and post-operative disinfection of the surgical equipment should be done by heat sterilization. Decontaminate instruments for 15 s in the heated glass bead bath (260°C). |
| Temperature controller | WPI | ATC200 | |
| Vaseline | Bayer | - | |
| Xylazine | Bayer | Rompun |
References
- Palmieri, R. M., Ingersoll, C. D., Hoffman, M. A. The Hoffmann reflex: methodologic considerations and applications for use in sports medicine and athletic training research. Journal of Athletic Training. 39 (3), 268-277 (2004).
- Henneman, E., Somjen, G., Carpenter, D. O. Excitability and inhibitibility of motoneurons of different sizes. Journal of Neurophysiology. 28 (3), 599-620 (1965).
- Toda, T., Ishida, K., Kiyama, H., Yamashita, T., Lee, S. Down-regulation of KCC2 expression and phosphorylation in motoneurons, and increases the number of in primary afferent projections to motoneurons in mice with post-stroke spasticity. PLoS ONE. 9 (12), 114328 (2014).
- Lee, S., Toda, T., Kiyama, H., Yamashita, T. Weakened rate-dependent depression of Hoffmann’s reflex and increased motoneuron hyperactivity after motor cortical infarction in mice. Cell Death & Disease. 5 (1), 1007 (2014).
- Knikou, M. The H-reflex as a probe: Pathways and pitfalls. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 1-12 (2008).
- Wieters, F., et al. Introduction to spasticity and related mouse models. Experimental Neurology. 335, 113491 (2020).
- Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 36-42 (2005).
- Akay, T. Long-term measurement of muscle denervation and locomotor behavior in individual wild-type and ALS model mice. Journal of Neurophysiology. 111 (3), 694-703 (2014).
- Haghighi, S. S., Green, D. K., Oro, J. J., Drake, R. K., Kracke, G. R. Depressive effect of isoflurane anesthesia on motor evoked potentials. Neurosurgery. 26 (6), 993 (1990).
- Chang, H. -Y., Havton, L. A. Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 295 (4), 1248-1253 (2008).
- Nolan, J. P. Section 4: Nervous system (Br. J. Pharmacol). Clinical pharmacology. , 295-310 (2012).
- Struck, M. B., Andrutis, K. A., Ramirez, H. E., Battles, A. H. Effect of a short-term fast on ketamine-xylazine anesthesia in rats. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science: JAALAS. 50 (3), 344-348 (2011).
- Zandieh, S., Hopf, R., Redl, H., Schlag, M. G. The effect of ketamine/xylazine anesthesia on sensory and motor evoked potentials in the rat. Spinal Cord. 41 (1), 16-22 (2003).
