Summary
В настоящем протоколе описана пошаговая процедура создания минипиговой модели сердечной недостаточности с сохраненной фракцией выброса с использованием сужения нисходящей аорты. Также представлены методы оценки морфологии, гистологии и функции данной модели заболевания.
Abstract
Более половины случаев сердечной недостаточности (СН) во всем мире классифицируются как сердечная недостаточность с сохраненной фракцией выброса (СНпФВ). Модели крупных животных ограничены для изучения фундаментальных механизмов СНпФВ и определения потенциальных терапевтических мишеней. В данной работе представлено подробное описание хирургической процедуры сужения нисходящей аорты (DAC) у тибетских минипигов для создания модели HFpEF крупного животного. В этой модели использовалось точно контролируемое сужение нисходящей аорты, чтобы вызвать хроническую перегрузку давлением в левом желудочке. Эхокардиография использовалась для оценки морфологических и функциональных изменений в сердце. После 12 недель нагрузки DAC межжелудочковая перегородка была гипертрофирована, но толщина задней стенки значительно уменьшилась, что сопровождалось расширением левого желудочка. Тем не менее, фракция выброса ЛЖ у модельных сердец поддерживалась на уровне >50% в течение 12-недельного периода. Кроме того, модель DAC показала повреждение сердца, включая фиброз, воспаление и гипертрофию кардиомиоцитов. Уровни маркеров сердечной недостаточности были значительно повышены в группе DAC. Этот ДАК-индуцированный HFpEF у минипигов является мощным инструментом для изучения молекулярных механизмов этого заболевания и для доклинических испытаний.
Introduction
Сердечная недостаточность с сохраненной фракцией выброса (HFpEF) составляет более половины случаев сердечной недостаточности и стала проблемой общественного здравоохраненияво всем мире1. Клинические наблюдения выявили несколько критических особенностей СНпФВ: (1) желудочковую диастолическую дисфункцию, сопровождающуюся повышением систолической ригидности, (2) нормальную фракцию выброса в покое с нарушением физической активности и (3) ремоделирование сердца2. Предложенные механизмы включают гормональную дисрегуляцию, системное микрососудистое воспаление, метаболические нарушения и аномалии в белках саркомерного и внеклеточного матрикса3. Однако экспериментальные исследования показали, что сердечная недостаточность со сниженной фракцией выброса (HFrEF) вызывает эти изменения. В клинических исследованиях изучены терапевтические эффекты ингибиторов рецепторов ангиотензина и препаратов для лечения СНрФВ при СНпФВ 4,5. Тем не менее, необходимы уникальные терапевтические подходы к лечению СНпФВ. По сравнению с пониманием клинических симптомов, изменения в патологии, биохимии и молекулярной биологии СНпФВ остаются плохо определенными.
Для изучения механизмов, диагностических маркеров и терапевтических подходов были разработаны животные модели СНпФВ. Лабораторные животные, включая свиней, собак, крыс и мышей, могут развиться СНпФВ, и в качестве факторов индукции были выбраны различные факторы риска, включая артериальную гипертензию, сахарный диабет и старение. Например, дезоксикортикостерона ацетат в отдельности или в сочетании с диетой с высоким содержанием жиров/сахара индуцирует СНпФВ у свиней 8,9. Перегрузка желудочковым давлением является еще одним методом, используемым для развития СНпФВ на моделях крупных и мелких животных10. Кроме того, в последние годы на разных континентах были приняты конкретные пороговые значения ФВ для определения СНпФВ, как видно из рекомендаций Европейского общества кардиологов, Фонда Американского колледжа кардиологов/Американской кардиологической ассоциации11, Японского общества кровообращения/Японского общества сердечной недостаточности12. Таким образом, многие ранее созданные модели могут стать подходящими для исследований СНпФВ, если будут приняты клинические критерии. Например, Youselfi et al. утверждали, что генетически модифицированная линия мышей Col4a3-/-, является эффективной моделью HFpEF. У этого штамма развились типичные сердечные симптомы HFpEF, такие как диастолическая дисфункция, митохондриальная дисфункция и ремоделирование сердца13. В предыдущем исследовании использовалась высокоэнергетическая диета для индуцирования сердечного ремоделирования со средним диапазоном ФВ у пожилых обезьян14, характеризующегося нарушением обмена веществ, фиброзом и снижением актомиозина MgATPase в миокарде. Поперечное сужение аорты у мышей (TAC) является одной из наиболее широко используемых моделей для имитации гипертоничевидной кардиомиопатии. Левый желудочек прогрессирует от концентрической гипертрофии с повышением ФВ до расширенного ремоделирования со снижением ФВ15,16. Переходные фенотипы между этими двумя типичными стадиями позволяют предположить, что техника сужения аорты может быть использована для изучения СНпФВ.
Патологические особенности, клеточная сигнализация и профили мРНК модели HFpEF свиньи были опубликованы ранее17. Здесь представлен пошаговый протокол создания этой модели и подходы к оценке фенотипов этой модели. Процедура проиллюстрирована на рисунке 1. Вкратце, план операции был составлен совместно главным исследователем, хирургами, лаборантами и персоналом по уходу за животными. Минипиги прошли медицинское обследование, включая биохимические анализы и эхокардиографию. После операции были проведены противовоспалительные и обезболивающие процедуры. Для оценки фенотипов использовали эхокардиографию, гистологическое исследование и биомаркеры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все исследования на животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию Гуандунского института мониторинга лабораторных животных (разрешение No 1). IACUC2017009). Все эксперименты на животных проводились в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию (8-е изд., 2011 г., Национальные академии, США). Животные содержались в учреждении, аккредитованном AAALAC, в Гуандунском институте мониторинга лабораторных животных (лицензия No 1). SYXK (YUE) 2016-0122, Китай). Для разработки модели HFpEF были использованы шесть тибетцев-минипигов (n = 3 для бутафорской группы и DAC-группы, весом 25-30 кг).
1. Подготовка животных и инструментов
- Акклиматизируйте животных в учреждении за 14 дней до операции.
- Перед операцией проведите медицинское обследование, включая биохимические анализы и эхокардиографию. Исключить животных с нарушениями структуры сердца (дилатация желудочков или гипертрофия) и функции (ФВ <50%) в соответствии с T/CALAS85-2020 Лабораторные животные - Рекомендации по оценке здоровья основных органов, таких как сердце, печень, почки и мозг крупных лабораторных животных (Китайская ассоциация лабораторных животных, Китай).
- Голодайте животных более 12 часов до анестезии, не кормя их в день операции.
- Подготовьте операционную комнату и приборы (рис. 2). Проверьте аппарат искусственной вентиляции легких, ветеринарные мониторы и мониторы пациента, ветеринарную ультразвуковую систему, аспиратор и другие хирургические устройства. Автоклавируйте ножницы, щипцы, ретракторы, ручки скальпеля, головку аспиратора, хирургические иглы и т.д. (см. Таблицу материалов).
2. Седация, интубация трахеи и канюляция вен
- Взвесьте животных и рассчитайте обезболивающие препараты. Вводите минипигам 1 мг/кг золетила для инъекций (тилетамин и золазепам для инъекций) и 0,5 мг/кг ксилазина гидрохлорида для инъекций (см. таблицу материалов).
- Пристегните и поместите минипиги в правое боковое лежачее положение на операционном столе. Включите систему отопления для поддержания температуры тела животных.
- Выполните эхокардиографию (шаг 5) и соберите 2 мл образцов крови.
- Интубируйте минипигов с помощью эндотрахеальной трубки, подключенной к ветеринарному наркозному аппарату искусственной вентиляции легких (Рисунок 3A) (см. Таблицу материалов).
- Начните вентиляцию легких при объеме 8 мл/кг дыхательного пространства и 30 вдохов/мин. Поддерживайте животных 1,5%-2,5% изофлурана во время хирургического вмешательства.
- Установите внутривенную канюляцию с помощью периферического внутривенного катетера (26 G) (см. таблицу материалов) из ушной вены (обычно краевой ушной вены, рисунок 3B).
- Подключите животное к ветеринарному монитору.
3. Хирургическое вмешательство
- Побрейте левую грудную область. Нанесите 0,7% йода и 75% спирта, чтобы асептически подготовить кожу от лопатки до диафрагмы (рисунок 3C).
- Наложите стерильные простыни на операционную область.
- Вводят пропофол (5 мг/кг) (см. таблицу материалов) внутривенно для поддержания общей анестезии.
- Отметьте разрез (длиной ~15 см) вдоль 4-го межреберья перед разрезом кожи с помощью электрокоагуляции.
- Вскрывают грудную клетку, используя комбинацию прижигания и тупого рассечения мышцы и соединительной ткани. Используйте аспиратор для удаления крови во время операции.
- Используйте втягивающее ребро, чтобы раздвинуть ребра (рис. 3D).
- Найдите грудной нисходящий сегмент аорты и определите место сужения (рис. 3E). Используйте два хирургических шва 3-0, чтобы дважды обхватить сегмент (Рисунок 3F). Поместите три слоя медицинской марли между швом и аортой, чтобы избежать повреждения тканей швами.
- Настройте единицы измерения давления для определения степени сужения (рис. 3F-H).
ПРИМЕЧАНИЕ: Устройство включает в себя катетер, который прокалывает стенку сосуда, соединительную трубку, датчик давления и монитор пациента. - Постепенно затягивайте хирургический шов, окружающий нисходящий сегмент аорты, чтобы достичь желаемой степени сужения. Подождите, пока показания давления стабилизируются в течение 20 минут, и надолго затяните хирургические узлы.
- Используйте дренажную плевральную дренажную трубку для удаления воздуха и лишней жидкости из грудной полости.
- Послойно закрывают грудную стенку, ребра и разделенные мышцы рассасывающимися швами.
- Проверьте, нет ли кровотечений и обеспечьте хороший гемостаз.
- Нанесите флакон бензилпенициллина (800 000 единиц) (см. Таблицу материалов) на операционную область после операции.
- Следите за наличием моргания глаз и движения конечностей животного. Отключите аппарат искусственной вентиляции легких, но оставьте эндотрахеальную трубку. Следите за наличием спонтанного дыхания.
- Верните животное в комнату для содержания и дайте ему автоматически проснуться.
4. Послеоперационный уход
- Применяйте бензилпенициллин ежедневно в течение 1 недели (20 000 ЕД/кг).
- Применяют 1 мг/кг флуниксина меглумина (см. таблицу материалов) ежедневно в течение 1 недели.
ПРИМЕЧАНИЕ: Опиоидные и НПВП-анальгетики следует назначать во время и после операции.
5. Трансторакальная эхокардиография
- Успокойте животное 1 мг/кг золетила.
- Поместите животное в передвижную удерживающую установку с брезентовым чехлом.
ПРИМЕЧАНИЕ: Передвижной удерживающий блок (см. Таблицу материалов) имеет четыре отверстия, предназначенные для выдвижения передних и задних конечностей животного. - Побрейте левую грудь животного.
- Положите пальцы на левый центр грудной клетки, чтобы прощупать апикальный пульс. Нанесите ультразвуковой гель на окружающий участок.
- Поместите фазированный решетчатый преобразователь ультразвуковой системы (3-8 Гц) в третье межреберье. Переместите датчик в переднем или заднем направлении и отрегулируйте угол надреза.
- Определите предсердия, желудочки и аорту. Запишите изображения парастернальных осей B-mode и M-mode.
ПРИМЕЧАНИЕ: Изображение в В-режиме представляет собой поперечное сечение левого желудочка на уровне папиллярной мышцы, а изображение в М-режиме показывает движение левого желудочка с течением времени. - Поверните головку датчика на 90° по часовой стрелке, чтобы получить парастернальный обзор с короткой осью. Определите левый желудочек, правый желудочек и папиллярную мышцу. Запись изображений в B-режиме и M-режиме.
- Используйте рабочую станцию, предоставленную производителем ультразвуковой системы, для оценки структуры и функции сердца.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Эхокардиография
Структуру и функцию сердца оценивали на 0, 2, 4, 6, 8, 10 и 12 неделях. Записи в В-и М-режимах парастернального изображения с короткой осью показаны на рисунке 4А. Эхокардиографическое измерение включало толщину межжелудочковой перегородки (VST), толщину задней стенки (PWT) и внутренний размер левого желудочка (LVID). VST в конце диастолы увеличивалась в сердцах с DAC, в то время как PWT при конечной диастоле увеличивалась, а затем уменьшалась в течение периода наблюдения, что позволяет предположить, что гипертрофическое ремоделирование присутствовало в левом желудочке минипигов DAC (рис. 4B, C). LVID в конце диастолы снижалась на 4-й и 6-й неделях, а затем постепенно увеличивалась после 8-й недели, что позволяет предположить, что желудочки подверглись концентрической гипертрофии перед дилатацией (рис. 4D). ФВЛЖ модельных сердец поддерживался на уровне >50% в течение 12-недельного периода (рис. 4E).
Морфология и маркер сердечной недостаточности
После 12-й недели сердца собирали, как описано ранее17. По сравнению с таковыми у фиктивных сердец, наблюдалось увеличение сердца DAC (рис. 5А). Сывороточную концентрацию сердечного тропонина I (cTnI) определяли с помощью набора иммуноферментных анализов на 0, 4, 8 и 12 неделях в соответствии с инструкциями производителя (см. таблицу материалов). Оптическую плотность измеряли на длине волны 450 нм с помощью микропланшетного ридера. Маркер сердечной недостаточности cTnI был значительно выше на 4, 8 и 12 неделях в группе DAC, чем в группе фиктивной в соответствующие моменты времени (рис. 5B).
Гистологическое исследование
Ткани со свободных стенок левого и правого желудочков, межжелудочковой перегородки, левого и правого предсердий, митрального клапана и аорты собирали и фиксировали 4% параформальдегидом. Ткани встраивали, разрезали на срезы и окрашивали раствором гематоксилина и эозина (H & E) в соответствии с предыдущим отчетом17. С помощью светового микроскопа идентифицировали гипертрофированные кардиомиоциты, фиброз, воспалительные клетки, пикнотические ядра и другие структуры. Кардиомиоциты в предсердиях, межжелудочковой перегородке и желудочках демонстрировали гипертрофию с пикнозом (рис. 6А). Мышечные слои были редуцированы в митральном клапане (рис. 6Б), а в аорте наблюдалась гиперплазия эндотелия сосудов (рис. 6В). Кроме того, DAC индуцировал обширный фиброз в миокарде минипигов (рис. 7A), сопровождающийся инфильтрацией воспалительных клеток в левом желудочке, правом предсердии и стенках аорты (рис. 7B).
Рисунок 1: Экспериментальный дизайн. План эксперимента был составлен совместно главным исследователем, хирургами, лаборантами и персоналом по уходу за животными. Минипиги прошли медицинское обследование, включая биохимические анализы и эхокардиографию. После операции были проведены противовоспалительные и обезболивающие процедуры. Эхокардиография, гистологическое исследование и тест на биомаркеры оценивали фенотипы сердечной недостаточности. Количество животных, n = 3 каждая, было для фиктивной и DAC-групп. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2. Хирургические приспособления. Необходимые устройства (A) для операции DAC включали аспиратор (a), хирургический стол (b), ветеринарный монитор (c), светодиодные хирургические лампы (d) и станцию искусственной вентиляции легких для эстезии (e). Ветеринарная ультразвуковая система использовалась для оценки структуры и функции сердца животного до и после операции (B). Хирургические инструменты включали ларингоскоп (C) и различные щипцы, ручки скальпеля и ножницы (D). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Хирургическое вмешательство. После седации животное интубировали эндотрахеальной трубкой (А), а внутривенную канюляцию установили через ушную вену (В). Место операции находилось в левой грудной клетке животного (С). После обнажения нисходящей аорты (D,E) определяли место сужения (SB) и инвазивные участки для мониторинга давления (SA, SC) (F,G), а также измеряли аортальное давление с помощью монитора пациента (H). На рисунке показан обзор стратегии сужения (I). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Оценка трансторакальной эхокардиографии. Репрезентативные изображения в В-и М-режимах сердечных сокращений с 0-й по 12-ю неделю показаны на рисунке (A). Показаны изображения в режиме M, записанные в течение 4 с. Розовая шкала указывает на рекордную длину 1 с. Толщина межжелудочковой перегородки (VST) в конце диастолы увеличилась в сердцах с ДАК (B). Напротив, толщина задней стенки (PWT) в конце диастолы постепенно увеличивалась и уменьшалась в течение периода наблюдения (C). Внутренний размер левого желудочка (LVID) в конце диастолы уменьшался на 4-й и 6-й неделях, а затем постепенно увеличивался после 8-й недели (D). ФВЛЖ модельных сердец поддерживался на уровне >50% в течение 12-недельного периода (E). Количество животных, n = 3 каждая, было для фиктивной и DAC-групп. Для определения различий между группами использовали непарные t-критерии. *P < 0,05 против Фиктивная группа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Морфология сердца и cTnI сыворотки крови. Размер сердца, по-видимому, увеличился (А). Маркер сердечной недостаточности cTnI был значительно выше на 4, 8 и 12 неделях в группе DAC, чем в фиктивной группе в соответствующие моменты времени (B). Количество животных, n = 3 каждая, было для фиктивной и DAC-групп. Для определения различий между группами использовали непарные t-критерии. *P < 0,05 против Фиктивная группа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Гистология миокарда, митрального клапана и стенки аорты. Окрашивание H&E было использовано для исследования сердечной ткани в конце эксперимента. Кардиомиоциты в предсердиях, межжелудочковой перегородке и желудочках демонстрировали гипертрофию (стрелки зеленого цвета; А), сопровождающийся пирозом (стрелки желтого цвета; А). Мышечные слои были редуцированы в митральном клапане (стрелки синего цвета; Б). В аорте наблюдалась гиперплазия эндотелия сосудов (область в пределах синих линий; В). Красные звездочки: исследуемые ткани; L. желудочек, левый желудочек; R. желудочек, правый желудочек; L. atrium, левое предсердие; Р. предсердие, правое предсердие. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: Фиброз и воспаление в сердцах DAC. Гистологическое исследование показало обширный фиброз миокарда у минипигов DAC. Отображался фиброзный участок в левом желудочке (звездочки и стрелки желтого цвета; А). Инфильтрация воспалительных клеток наблюдалась в левом желудочке, правом предсердии и стенках аорты (звездочки зеленого цвета; Б). Красные звездочки: исследуемые ткани; стрелки синего цвета, эозинофилы; L. желудочек, левый желудочек; Р. предсердие, правое предсердие. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этом исследовании использовались методы DAC для разработки модели HFpEF для тибетских минипигов. Здесь представлен пошаговый протокол подготовки животных и инструментов, включая седацию, интубацию трахеи, канюляцию вен, хирургическое вмешательство и послеоперационный уход. Также представлены методы регистрации эхокардиографических изображений сердца в В-и М-режимах. После DAC сердце подверглось гипертрофии левого желудочка на 4-й и 6-й неделях и дилатации после 8-й недели. ФВЛЖ сохранялся в течение 12-недельного периода. Фиброз и воспаление наблюдались в сердцах с ДАК.
Комбинация открытой операции на грудной клетке и сужения аорты была использована для разработки моделей сердечной недостаточности у крупных и мелких животных. Например, гипертензия, вызванная сужением аорты у грызунов, была зарегистрирована еще в 1950-х годах. Сужение восходящей аорты у свиней вызывало умеренную гипертрофию левого желудочка у 2-4-недельных свиней. Что касается места операции по локализации восходящей аорты, то в нескольких исследованиях было выбрано третье межреберье19,20, в то время как в другом исследовании было выбрано четвертое межреберье для латеральной торакотомии21. Было обнаружено, что сужение нисходящей аорты было практичным у взрослых тибетских минипигов. Нисходящий сегмент аорты располагался прямо под четвертым межреберьем и был окружен небольшим количеством соединительной ткани.
Степень сужения может иметь решающее значение для индуцирования ключевых признаков СНпФВ. Melleby et al. сообщили, что меньший размер кольца ускоряет гипертрофию, в то время как больший размер кольца приводит к сохранению ФВ в течение 8-20 недель у мышей с сужением восходящей аорты22. Massie et al. установили градиент давления 20 мм рт.ст. для открытой операции на грудной клетке у свиней с целью индуцирования гипертрофии желудочков21. Чарльз и др. использовали прогрессивную надувание манжеты для генерации HFpEF у самок свиней йоркширско-ландрасской породы23. В данном исследовании повышение давления в нисходящей аорте на 20% в течение 12 недель приводило к СНпФВ. Исследователи также комбинировали методы сужения аорты с дезоксикортикостерона ацетатом или западной диетой, чтобы индуцировать HFpEF у самок свиней Ossabaw10,24. Степень сужения обычно оценивается по давлению, измеренному с помощью микроманометрического катетера или эхокардиографии. Был модифицирован инструмент для измерения аортального давления. Для регистрации давления в нисходящей аорте использовали катетер с одноразовыми датчиками артериального давления, подключенные к монитору пациента.
В нашем предыдущем исследовании были представлены типичные парастернальные изображения с длинной осью сердца HFpEF у минипигов17; Здесь добавлены репрезентативные парастернальные изображения с короткой осью. В соответствии с более ранними результатами, модель минипига DAC показала две различные стадии ремоделирования сердца, концентрическую гипертрофию и дилатацию в течение 12-недельного периода наблюдения. Эти фенотипы согласуются с клиническими симптомами СНпФВ. В работе также выявлены новые гистологические данные в модели HFpEF. Выявлена гипертрофия кардиомиоцитов в предсердиях, межжелудочковой перегородке, желудочках. Кроме того, получается тяжелая воспалительная клеточная инфильтрация в левом желудочке, правом предсердии и стенке аорты. Это дополняет предыдущие результаты, которые продемонстрировали повышение регуляции интерлейкинов -6 и -1β, NFκB и продукции цитокинов в миокардеDAC 17. Мышечный слой исчез в митральном клапане свиньи с HFpEF, что позволяет предположить, что аномалии в митральном клапане способствовали сердечной дисфункции.
Внедрение асептической хирургической процедуры имеет решающее значение для получения успешных и стабильных моделей свиней. Операция по сужению аорты у свиней требует больше операторов, чем у грызунов. Обычно для этого требуется опытная хирургическая бригада из двух хирургов, одного анестезиолога, двух операционных медсестер. Эти роли могут взять на себя ветеринары, хирурги и/или хорошо обученные техники. По сравнению с операцией на грызунах, которая занимает около 30 минут для завершения процедуры сужения аорты, для завершения аналогичной процедуры у свиней может потребоваться более 3 часов. На практике нехватка оборудования и квалифицированного персонала для хирургии крупных животных ограничивает применение хирургических моделей для свиней.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих интересов.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана Гуандунской научно-технической программой (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), Гуанчжоуской научно-технической программой (201804010206), Национальным фондом естественных наук Китая (31672376, 81941002) и Ключевой лабораторией лабораторных животных провинции Гуандун (2017B030314171).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Absorbable surgical suture | Putong Jinhua Medical Co. Ltd, China | 4-0 | |
| Aesthesia ventilator station | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, China | WATO EX-35vet | |
| Aspirator | Shanghai Baojia Medical Apparatus Co., Ltd, China | YX930D | |
| Benzylpenicillin | Sichuan Pharmaceutical. INC, China | H5021738 | |
| Disposal endotracheal tube with cuff | Shenzhen Verybio Co., Ltd, China | 20 cm, ID 0.9 | |
| Disposal transducer | Guangdong Baihe Medical Technology Co., Ltd, China | ||
| Dissection blade | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | ||
| Electrocautery | Shanghai Hutong Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | GD350-B | |
| Enzyme-linked immunosorbent assay ELISA kit | Cusabio Biotech Co., Ltd, China | CSB-E08594r | |
| Eosin | Sigma-Aldrich Corp. | E4009 | |
| Flunixin meglumine | Shanghai Tongren Pharmaceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2012)-090242103 | |
| Forceps | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Hematoxylin | Sigma-Aldrich Corp. | H3136 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd, China | Veteasy for animals | |
| Laryngoscope | Taixing Simeite Medical Apparatus and Instruments Limited Co., Ltd, China | For adults | |
| LED surgical lights | Mingtai Medical Group, China | ZF700 | |
| Microplate reader | Thermo Fisher Scientific, USA | Multiskan FC | |
| Microscope | Leica, Germany | DM2500 | |
| Mobile restraint unit | Customized | N/A | A mobile restraint unit, made by metal frame and wheels, with a canvas cover |
| Oxygen | Local suppliers, Guangzhou, China | ||
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich Corp. | V900894 | |
| Patient monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | Beneview T5 | |
| Peripheral Intravenous (IV) Catheter | Shenzhen Yima Pet Industry Development Co., Ltd., China | 26G X 16 mm | |
| Propofol | Guangdong Jiabo Phamaceutical Co., Ltd. | H20051842 | |
| Rib retractor | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Ruler | Deli Manufacturing Company, China | ||
| Scalpel handles | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Scissors (g) | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Suture | Medtronic-Coviden Corp. | 3-0, 4-0 | |
| Ultrasonic gel | Tianjin Xiyuansi Production Institute, China | TM-100 | |
| Veterinary monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | ePM12M Vet | |
| Veterinary ultrasound system | Esatoe, Italy | MyLab30 | Equiped with phased array transducer (3-8 Hz) |
| Xylazine hydrochloride injection | Shenda Animal Phamarceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2016)-07003 | |
| Zoletil injection | Virbac, France | Zoletil 50 | Tiletamine and zolazepam for injection |
References
- Dunlay, S. M., Roger, V. L., Redfield, M. M. Epidemiology of heart failure with preserved ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (10), 591-602 (2017).
- Redfield, M. M. Heart failure with preserved ejection fraction. New England Journal of Medicine. 375 (19), 1868-1877 (2016).
- Lam, C. S. P., Voors, A. A., de Boer, R. A., Solomon, S. D., van Veldhuisen, D. J. Heart failure with preserved ejection fraction: From mechanisms to therapies. European Heart Journal. 39 (30), 2780-2792 (2018).
- Solomon, S. D., et al. Angiotensin receptor neprilysin inhibition in heart failure with preserved ejection fraction: Rationale and design of the PARAGON-HF trial. JACC-Heart Failure. 5 (7), 471-482 (2017).
- Cunningham, J. W., et al. Effect of sacubitril/valsartan on biomarkers of extracellular matrix regulation in patients with HFpEF. Journal of the American College of Cardiology. 76 (5), 503-514 (2020).
- Conceição, G., Heinonen, I., Lourenço, A. P., Duncker, D. J., Falcão-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
- Noll, N. A., Lal, H., Merryman, W. D. Mouse models of heart failure with preserved or reduced ejection fraction. American Journal of Pathology. 190 (8), 1596-1608 (2020).
- Schwarzl, M., et al. A porcine model of hypertensive cardiomyopathy: Implications for heart failure with preserved ejection fraction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 309 (9), 1407-1418 (2015).
- Reiter, U., et al. Early-stage heart failure with preserved ejection fraction in the pig: A cardiovascular magnetic resonance study. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 18 (1), 63 (2016).
- Silva, K. A. S., et al. Tissue-specific small heat shock protein 20 activation is not associated with traditional autophagy markers in Ossabaw swine with cardiometabolic heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1036-1043 (2020).
- Ponikowski, P., et al. 2016 ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure: The Task Force for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure of the European Society of Cardiology (ESC)Developed with the special contribution of the Heart Failure Association (HFA) of the ESC. European Heart Journal. 37 (27), 2129-2200 (2016).
- Tsutsui, H., et al. JCS 2017/JHFS 2017 guideline on diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure - Digest version. Circulation Journal. 83 (10), 2084-2184 (2019).
- Yousefi, K., Dunkley, J. C., Shehadeh, L. A. A preclinical model for phenogroup 3 HFpEF. Aging (Albany NY). 11 (13), 4305-4307 (2019).
- Zheng, S., et al. Aged monkeys fed a high-fat/high-sugar diet recapitulate metabolic disorders and cardiac contractile dysfunction. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (5), 799-815 (2021).
- Shirakabe, A., et al. Drp1-dependent mitochondrial autophagy plays a protective role against pressure overload-induced mitochondrial dysfunction and heart failure. Circulation. 133 (13), 1249-1263 (2016).
- Zhabyeyev, P., et al. Pressure-overload-induced heart failure induces a selective reduction in glucose oxidation at physiological afterload. Cardiovascular Research. 97 (4), 676-685 (2013).
- Tan, W., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727 (2021).
- Beznak, M. Changes in heart weight and blood pressure following aortic constriction in rats. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 33 (6), 995-1002 (1955).
- Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
- Hiemstra, J. A., et al. Chronic low-intensity exercise attenuates cardiomyocyte contractile dysfunction and impaired adrenergic responsiveness in aortic-banded mini-swine. Journal of Applied Physiology. 124 (4), 1034-1044 (2018).
- Massie, B. M., et al. Myocardial high-energy phosphate and substrate metabolism in swine with moderate left ventricular hypertrophy. Circulation. 91 (6), 1814-1823 (1995).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Charles, C. J., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction: magnetic resonance imaging and metabolic energetics. ESC Heart Failure. 7 (1), 92-102 (2020).
- Olver, T. D., et al. Western, diet-fed, aortic-banded ossabaw swine: A Preclinical model of cardio-metabolic heart failure. JACC Basic to Translational Science. 4 (3), 404-421 (2019).
