Summary
Detta protokoll beskriver en steg-för-steg-procedur för att etablera en minigrismodell av hjärtsvikt med bevarad ejektionsfraktion med hjälp av fallande aortasammandragning. Metoder för att utvärdera hjärtmorfologi, histologi och funktion hos denna sjukdomsmodell presenteras också.
Abstract
Mer än hälften av hjärtsviktsfallen (HF) klassificeras som hjärtsvikt med bevarad ejektionsfraktion (HFpEF) över hela världen. Stordjursmodeller är begränsade för att undersöka de grundläggande mekanismerna för HFpEF och identifiera potentiella terapeutiska mål. Detta arbete ger en detaljerad beskrivning av det kirurgiska ingreppet med nedåtgående aortasammandragning (DAC) hos tibetanska minigrisar för att etablera en stordjursmodell av HFpEF. Denna modell använde en exakt kontrollerad sammandragning av den nedåtgående aortan för att inducera kronisk trycköverbelastning i vänster kammare. Ekokardiografi användes för att utvärdera morfologiska och funktionella förändringar i hjärtat. Efter 12 veckors DAC-stress var kammarskiljeväggen hypertrofisk, men tjockleken på den bakre väggen var signifikant reducerad, åtföljd av utvidgning av vänster kammare. LV-ejektionsfraktionen för modellhjärtana bibehölls dock på >50 % under 12-veckorsperioden. Dessutom visade DAC-modellen hjärtskador, inklusive fibros, inflammation och kardiomyocythypertrofi. Markörnivåerna för hjärtsvikt var signifikant förhöjda i DAC-gruppen. Denna DAC-inducerade HFpEF hos minigrisar är ett kraftfullt verktyg för att undersöka molekylära mekanismer för denna sjukdom och för prekliniska tester.
Introduction
Hjärtsvikt med bevarad ejektionsfraktion (HFpEF) står för mer än hälften av hjärtsviktsfallen och har blivit ett globalt folkhälsoproblem1. Kliniska observationer har indikerat flera kritiska egenskaper hos HFpEF: (1) ventrikulär diastolisk dysfunktion, åtföljd av ökad systolisk stelhet, (2) normal ejektionsfraktion i vila med försämrad träningsprestanda och (3) hjärtremodellering2. De föreslagna mekanismerna inkluderar hormonell dysreglering, systemisk mikrovaskulär inflammation, metabola störningar och abnormiteter i sarkomeriska och extracellulära matrixproteiner3. Experimentella studier har dock visat att hjärtsvikt med reducerad ejektionsfraktion (HFrEF) orsakar dessa förändringar. Kliniska studier har undersökt de terapeutiska effekterna av angiotensinreceptorhämmare och läkemedel för behandling av HFrEF vid HFpEF 4,5. Det behövs dock unika terapeutiska metoder för HFpEF. Jämfört med att förstå de kliniska symtomen är förändringarna i patologi, biokemi och molekylärbiologi av HFpEF fortfarande dåligt definierade.
Djurmodeller av HFpEF har utvecklats för att utforska mekanismer, diagnostiska markörer och terapeutiska metoder. Försöksdjur, inklusive grisar, hundar, råttor och möss, kan utveckla HFpEF, och olika riskfaktorer, inklusive högt blodtryck, diabetes mellitus och åldrande, valdes som induktionsfaktorer 6,7. Till exempel inducerar deoxikortikosteronacetat ensamt eller i kombination med en diet med hög fetthalt/sockerhalt HFpEF hos svin 8,9. Ventrikulär trycköverbelastning är en annan teknik som används för att utveckla HFpEF i stora och små djurmodeller10. Dessutom har specifika gränsvärden för miljöavtryck för att definiera HFpEF antagits på olika kontinenter under de senaste åren, vilket framgår av riktlinjerna från European Society of Cardiology, American College of Cardiology Foundation/American Heart Association11, Japanese Circulation Society/Japanese Heart Failure Society12. Således kan många tidigare etablerade modeller bli lämpliga för HFpEF-studier om de kliniska kriterierna antas. Till exempel hävdade Youselfi et al. att en genetiskt modifierad musstam, Col4a3-/-, var en effektiv HFpEF-modell. Denna stam utvecklade typiska HFpEF-hjärtsymtom, såsom diastolisk dysfunktion, mitokondriell dysfunktion och hjärtremodellering13. I en tidigare studie användes en högenergidiet för att inducera hjärtremodellering med ett mellanintervall av EF hos14 år gamla apor, kännetecknade av en metabolisk störning, fibros och minskat aktomyosin MgATPas i hjärtmuskeln. Tvärgående aortasammandragning (TAC) hos möss är en av de mest använda modellerna för att efterlikna hypertoni-inducerad ventrikulär kardiomyopati. Vänster kammare utvecklas från koncentrisk hypertrofi med ökad EF till dilaterad remodellering med reducerad EF15,16. De övergångsfenotyper som finns mellan dessa två typiska stadier tyder på att aortasammandragningstekniken kan användas för att studera HFpEF.
De patologiska egenskaperna, cellulär signalering och mRNA-profiler för en svin-HFpEF-modell har tidigare publicerats17. Här presenteras ett steg-för-steg-protokoll för att etablera denna modell och tillvägagångssätten för att utvärdera fenotyperna i denna modell. Proceduren illustreras i figur 1. I korthet gjordes operationsplanen gemensamt av huvudprövaren, kirurger, laboratorietekniker och djurvårdspersonal. Minigrisarna genomgick hälsoundersökningar, inklusive biokemiska tester och ekokardiografi. Efter operationen utfördes antiinflammatoriska och smärtstillande ingrepp. Ekokardiografi, histologisk undersökning och biomarkörer användes för att utvärdera fenotyperna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurstudier har godkänts av Institutional Animal Care and Use Committee of the Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute (godkännande nr. IACUC2017009). Alla djurförsök utfördes enligt Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (8:e upplagan, 2011, The National Academies, USA). Djuren inhystes i en AAALAC-ackrediterad anläggning vid Guangdong Laboratory Animals Monitoring Institute (licensnr. SYXK (YUE) 2016-0122, Kina). Sex tibetanska minigrishanar (n = 3 vardera för skengruppen och DAC-gruppen, 25-30 kg i vikt) användes för att utveckla HFpEF-modellen.
1. Förberedelse av djur och instrument
- Acklimatisera djuren till anläggningen i 14 dagar före operationen.
- Utför hälsoundersökningar, inklusive biokemiska tester och ekokardiografi, före operationen. Exkludera djur med hjärtavvikelser i struktur (ventrikeldilatation eller hypertrofi) och funktion (EF <50 %) enligt T/CALAS85-2020 Laboratory animals - Guidelines for the health assessment of major organs, such such as the heart, lever, kidney, and brain of large laboratory animals (Chinese Association for Laboratory Animal Sciences, China).
- Fasta djuren i mer än 12 timmar före anestesi genom att inte utfodra på operationsdagen.
- Förbered operationssalen och apparaterna (Figur 2). Kontrollera estesiventilatorstationen, veterinär- och patientmonitorer, veterinärultraljudssystem, aspirator och annan kirurgisk utrustning. Autoklavera saxen, pincetten, upprullningsdonen, skalpellhandtagen, sughuvudet, kirurgiska nålar etc. (se materialförteckningen).
2. Sedering, trakealintubation och venkanylering
- Väg djuren och beräkna bedövningsmedlen. Bedöva minigrisarna med 1 mg/kg zoletil injektion (tiletamin och zolazepam för injektion) och 0,5 mg/kg xylazinhydroklorid injektion (se Materialförteckning).
- Spänn fast och placera minigrisarna i höger sidoliggande position på operationsbordet. Slå på värmesystemet för att bibehålla djurens kroppstemperatur.
- Utför ekokardiografin (steg 5) och ta 2 ml blodprover.
- Intubera minigrisarna med en endotrakealtub ansluten till en respiratorstation för veterinäranestesi (Figur 3A) (se Materialförteckning).
- Starta ventilationen med 8 ml/kg tidalvolym och 30 andetag/min. Behåll djuren med 1,5%-2,5% isofluran under det kirurgiska ingreppet.
- Upprätta intravenös kanylering med hjälp av en perifer intravenös kateter (26 G) (se materialtabell) från en öronven (vanligtvis den marginella öronvenen, figur 3B).
- Anslut djuret till en veterinärmonitor.
3. Kirurgiskt ingrepp
- Raka det vänstra bröstkorgsområdet. Applicera 0,7 % jod och 75 % alkohol för att aseptiskt förbereda huden från skulderbladet till diafragman (Figur 3C).
- Placera sterila draperier över operationsområdet.
- Administrera propofol (5 mg/kg) (se materialtabell) genom intravenös injektion för att upprätthålla generell anestesi.
- Markera snittet (~15 cm långt) längs det 4:e interkostala utrymmet före hudsnittet med diatermi.
- Öppna bröstkorgen med hjälp av en kombination av brännskador och trubbig dissektion av muskel och bindväv. Använd en sug för att ta bort blod under operationen.
- Använd en ribbupprullningsdon för att sprida revbenen (Figur 3D).
- Lokalisera det nedåtgående aortasegmentet för bröstkorgen och bestäm förträngningsstället (Figur 3E). Använd två 3-0 kirurgiska suturer för att slingra runt segmentet två gånger (Figur 3F). Placera tre lager medicinsk gasväv mellan suturen och aortan för att undvika vävnadsskador av suturer.
- Ställ in tryckmätningsenheter för att bestämma graden av sammandragning (Figur 3F-H).
OBS: Enheten innehåller en kateter som punkterar kärlväggen, anslutningsslangen, tryckgivaren och en patientmonitor. - Dra åt den kirurgiska suturen som omger det nedåtgående aortasegmentet gradvis för att uppnå önskad sammandragningsgrad. Låt tryckavläsningarna stabiliseras i 20 minuter och dra åt de kirurgiska knutarna permanent.
- Använd ett dränerande thoraxdränage för att evakuera luften och överflödig vätska i brösthålan.
- Stäng bröstväggen i lager, approximera revbenen och delade muskler med absorberbara suturer.
- Kontrollera om det finns någon blödning och säkerställ god hemostas.
- Applicera en flaska bensylpenicillin (800 000 enheter) (se materialtabell) på operationsområdet efter operationen.
- Övervaka förekomsten av ögonblinkningar och lemrörelser hos djuret. Koppla bort ventilatorn men lämna endotrakealtuben. Övervaka förekomsten av spontan andning.
- Sätt tillbaka djuret i sitt rum och låt det vakna automatiskt.
4. Vård efter operationen
- Applicera bensylpenicillin dagligen i 1 vecka (20 000 E/kg).
- Applicera 1 mg/kg flunixinmeglumin (se Materialförteckning) dagligen i 1 vecka.
OBS: Opioid- och NSAID-smärtstillande medel bör administreras intra- och postoperativt.
5. Transthorax ekokardiografi
- Söva djuret med 1 mg/kg zoletil.
- Placera djuret i en mobil fasthållningsanordning med ett kapell.
OBS: Den mobila fasthållningsenheten (se materialtabell) har fyra öppningar som är utformade för att förlänga frambenen och bakbenen på djuret. - Raka djurets vänstra bröstkorg.
- Placera fingrarna på den vänstra mitten av bröstet för att känna den apikala pulsen. Applicera ultraljudsgelen på det omgivande området.
- Placera ultraljudssystemets phased array-givare (3-8 Hz) i det tredje interkostala utrymmet. Flytta givaren mot en främre eller bakre riktning och justera notchvinkeln.
- Identifiera förmaken, kamrarna och aortan. Spela in B-läges- och M-läges parasternala långaxelbilder.
OBS: B-lägesbilden representerar tvärsnittet av vänster kammare på papillärmuskelnivå, och M-lägesbilden visar vänster kammares rörelse över tiden. - Vrid givarhuvudet 90° medurs för att få den parasternala kortaxeln view. Identifiera vänster kammare, höger kammare och papillärmuskel. Spela in bilderna i B-läge och M-läge.
- Använd arbetsstationen som tillhandahålls av tillverkaren av ultraljudssystemet för att bedöma hjärtats struktur och funktion.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ekokardiografi
Hjärtats struktur och funktion utvärderades vid vecka 0, 2, 4, 6, 8, 10 och 12. B-läges- och M-lägesinspelningarna av den parasternala kortaxeln view visas i figur 4A. Den ekokardiografiska mätningen inkluderade ventrikelseptumtjockleken (VST), bakre väggtjockleken (PWT) och vänsterkammarens inre dimension (LVID). VST vid enddiastole ökade i DAC-hjärtana, medan PWT vid enddiastole ökade och minskade sedan under observationsperioden, vilket tyder på att hypertrofisk remodellering förekom i vänster kammare hos DAC-minigrisarna (Figur 4B,C). LVID vid slutdiastole minskade vid vecka 4 och 6 och ökade sedan gradvis efter vecka 8, vilket tyder på att kamrarna genomgick koncentrisk hypertrofi före dilatation (Figur 4D). LVEF för modellhjärtan bibehölls på >50 % under 12-veckorsperioden (Figur 4E).
Morfologi och hjärtsviktsmarkör
Efter vecka 12 skördades hjärtana som tidigare beskrivits17. Jämfört med de för skenhjärtan observerades en förstoring av DAC-hjärtana (Figur 5A). Serumkoncentrationen av hjärttroponin I (cTnI) bestämdes med hjälp av ett enzymkopplat immunadsorberande analyskit vid vecka 0, 4, 8 och 12 enligt tillverkarens instruktioner (se materialförteckning). Den optiska densiteten mättes vid 450 nm med hjälp av en mikroplattläsare. Hjärtsviktsmarkören cTnI var signifikant högre vid vecka 4, 8 och 12 i DAC-gruppen än i sham-gruppen vid motsvarande tidpunkter (Figur 5B).
Histologisk undersökning
Vävnader från de fria väggarna i vänster och höger kammare, kammarseptum, vänster och höger förmak, mitralisklaff och aorta samlades in och fixerades med 4 % paraformaldehyd. Vävnaderna bäddades in, skars i sektioner och färgades med hematoxylin och eosin (H & E) lösning enligt föregående rapport17. Hypertrofa kardiomyocyter, fibros, inflammatoriska celler, pyknotiska kärnor och andra strukturer identifierades med ett ljusmikroskop. Kardiomyocyter i förmaken, kammarseptum och ventriklarna uppvisade hypertrofi med pyknos (Figur 6A). Muskellagren reducerades i mitralisklaffen (Figur 6B) och vaskulär endotelhyperplasi observerades i aortan (Figur 6C). Dessutom inducerade DAC omfattande fibros i myokardium hos minigrisarna (Figur 7A), åtföljd av infiltration av inflammatoriska celler i vänster kammare, höger förmak och aortaväggar (Figur 7B).
Figur 1: Experimentell design. Försöksplanen gjordes i samarbete mellan huvudprövaren, kirurger, laboratorietekniker och djurvårdspersonal. Minigrisarna genomgick hälsoundersökningar, inklusive biokemiska tester och ekokardiografi. Efter operationen utfördes antiinflammatoriska och smärtstillande ingrepp. Ekokardiografi, histologisk undersökning och biomarkörtest utvärderade hjärtsviktsfenotyper. Antalet djur, n = 3 vardera, var för sken- och DAC-grupperna. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2. Kirurgiska apparater. De nödvändiga enheterna (A) för DAC-operationen inkluderade sug (a), operationsbord (b), veterinärmonitor (c), LED-operationslampor (d) och estesiventilatorstation (e). Ett veterinärt ultraljudssystem användes för att utvärdera djurhjärtanas struktur och funktion före och efter operationen (B). De kirurgiska verktygen inkluderade ett laryngoskop (C) och olika pincetter, skalpellhandtag och saxar (D). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Kirurgiskt ingrepp. Efter sedering intuberades djuret med en endotrakealtub (A) och den intravenösa kanyleringen fastställdes genom en ven i örat (B). Det kirurgiska stället var vid djurets vänstra bröstkorg (C). Efter att ha exponerat den nedåtgående aortan (D,E) bestämdes förträngningsstället (SB) och invasiva ställen för tryckövervakning (SA, SC) (F,G) och aortatrycket mättes med hjälp av en patientmonitor (H). En tecknad film visar översikten över sammandragningsstrategin (I). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Utvärdering av transthorax ekokardiografi. De representativa B-läges- och M-lägesbilderna av trycköverbelastningshjärtan från vecka 0 till vecka 12 visas i (A). M-lägesbilderna som spelats in i 4 s visas. Den rosa skalstapeln indikerar rekordlängden på 1 s. Ventrikulär septumtjocklek (VST) vid slutdiastole ökade i DAC-hjärtan (B). Däremot ökade och minskade den bakre väggtjockleken (PWT) vid slutdiastole gradvis under observationsperioden (C). Den vänstra kammarens inre dimension (LVID) vid slutdiastole minskade i vecka 4 och vecka 6 och ökade sedan gradvis efter vecka 8 (D). LVEF för modellhjärtan bibehölls på >50 % under 12-veckorsperioden (E). Antalet djur, n = 3 vardera, var för sken- och DAC-grupperna. Oparade t-tester användes för att bestämma skillnaderna mellan grupperna. *P < 0,05 jämfört med den falska gruppen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Hjärtats morfologi och serum-cTnI. Hjärtats storlek tycktes öka (A). Hjärtsviktsmarkören cTnI var signifikant högre vid vecka 4, 8 och 12 i DAC-gruppen än i sham-gruppen vid motsvarande tidpunkter (B). Antalet djur, n = 3 vardera, var för sken- och DAC-grupperna. Oparade t-tester användes för att bestämma skillnaderna mellan grupperna. *P < 0,05 jämfört med den falska gruppen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Histologi av myokardium, mitralisklaff och aortavägg. H&E-färgning användes för att undersöka hjärtvävnaden i slutet av experimentet. Kardiomyocyter i förmak, ventrikulära septum och ventriklar uppvisade hypertrofi (pilar i grönt; A), åtföljd av pyros (pilar i gult; A). Muskellagren reducerades i mitralisklaffen (pilar i blått; B). Vaskulär endotelhyperplasi observerades i aortan (området innanför de blå linjerna; C). Röda asterisker: undersökta vävnader; L. kammare, vänster kammare; R. kammare, höger kammare; L. förmak, vänster förmak; R. förmak, höger förmak. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 7: Fibros och inflammation i DAC-hjärtan. Histologisk undersökning visade omfattande myokardfibros hos DAC-minigrisar. Ett fibrotiskt område i vänster kammare visades (asterisker och pilar i gult; A). Infiltration av inflammatoriska celler observerades i vänster kammare, höger förmak och aortaväggar (asterisker i grönt; B). Röda asterisker: undersökta vävnader; pilar i blått, eosinofiler; L. kammare, vänster kammare; R. förmak, höger förmak. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denna studie använde DAC-tekniker för att utveckla en HFpEF-modell för tibetanska minigrisar. Ett steg-för-steg-protokoll för djur- och instrumentförberedelse presenteras här, inklusive sedering, trakealintubation, venkanylering, kirurgiskt ingrepp och vård efter operation. Inspelningsteknikerna för ekokardiografiska hjärtbilder i B-läge och M-läge presenteras också. Efter DAC genomgick hjärtat vänsterkammarhypertrofi under vecka 4 och 6 och dilatation efter vecka 8. LVEF bevarades under 12-veckorsperioden. Fibros och inflammation observerades i DAC-hjärtan.
Kombinationen av öppen bröstkorgsoperation och aortasammandragning har använts för att utveckla hjärtsviktsmodeller hos stora och små djur. Till exempel rapporterades hypertoni orsakad av aortasammandragning hos gnagare så tidigt som på 1950-talet18. Sammandragning av den uppåtstigande aortan hos svin inducerade mild vänsterkammarhypertrofi hos 2-4 veckor gamla grisar. När det gäller operationsstället för att lokalisera den uppåtgående aortan valde några studier det tredje interkostala rummet 19,20, medan en annan studie valde det fjärde interkostala rummet för den laterala torakotomin21. Det visade sig att förträngning vid den nedåtgående aortan var praktiskt hos vuxna tibetanska minigrisar. Det nedåtgående aortasegmentet var beläget precis under det fjärde interkostala utrymmet och omgivet av lite bindväv.
Graden av sammandragning kan vara avgörande för att inducera viktiga egenskaper hos HFpEF. Melleby et al. rapporterade att en mindre ringstorlek påskyndade hypertrofi, medan större ringstorlekar ledde till bevarad EF i 8-20 veckor hos möss med stigande aortakonstriktion22. Massie et al. fastställde en tryckgradient på 20 mmHg för öppen bröstkorgskirurgi på svin för att inducera ventrikulär hypertrofi21. Charles et al. antog progressiv manschettuppblåsning för att generera HFpEF hos hongrisar av Yorkshire-Landrace23. I den aktuella studien ledde en 20-procentig ökning av trycket vid den nedåtgående aortan under 12 veckor till HFpEF. Forskare har också kombinerat aortasammandragningstekniker med deoxikortikosteronacetat eller västerländsk kost för att inducera HFpEF hos honsvin av Ossabaw10,24. Sammandragningsgraderna uppskattas vanligtvis genom trycket som mäts med hjälp av en mikromanometerkateter eller ekokardiografi. Ett verktyg hade modifierats för att mäta aortatrycket. En kateter med engångsblodtrycksgivare kopplad till en patientmonitor användes för att registrera trycket vid den nedåtgående aortan.
Vår tidigare studie presenterade typiska parasternala långaxliga bilder av HFpEF-hjärtan hos minigrisar17; Här läggs representativa parasternala kortaxelbilder till. I överensstämmelse med de tidigare resultaten visade DAC-modellen för minipiger två distinkta stadier av hjärtremodellering, koncentrisk hypertrofi och dilatation, under den 12 veckor långa observationsperioden. Dessa fenotyper överensstämmer med de kliniska symtomen på HFpEF. Nya histologiska fynd i HFpEF-modellen avslöjas också i detta arbete. Kardiomyocythypertrofi i förmaken, kammarseptum och ventriklar förekommer. Dessutom erhålls svår inflammatorisk cellinfiltration i vänster kammare, höger förmak och aortavägg. Detta kompletterar de tidigare fynden, som visade uppreglering av interleukinerna -6 och -1β, NFκB och cytokinproduktion i DAC-myokardium17. Muskellagret försvann i mitralisklaffen hos HFpEF-grisen, vilket tyder på att abnormiteter i mitralisklaffen bidrog till hjärtdysfunktion.
Att etablera ett aseptiskt kirurgiskt ingrepp är avgörande för att få framgångsrika och stabila grismodeller. Aortasammandragningskirurgi på svin kräver fler operatörer än den på gnagare. Det kräver vanligtvis ett erfaret kirurgiskt team med två kirurger, en narkosläkare och två operationssjuksköterskor. Dessa roller kan tas av veterinärer, mänskliga kirurger och/eller välutbildade tekniker. Jämfört med en gnagaroperation som tar cirka 30 minuter att genomföra en aortasammandragning, kan det ta mer än 3 timmar att genomföra ett liknande ingrepp på grisar. I praktiken begränsar bristen på lokaler och kunnig personal för stordjurskirurgi användningen av svinkirurgiska modeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar att de inte har några motstridiga intressen.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av Guangdong Science and Technology Program (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), Guangzhou Science and Technology Program (201804010206), National Natural Science Foundation of China (31672376, 81941002) och Guangdong Provincial Key Laboratory of Laboratory Animals (2017B030314171).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Absorbable surgical suture | Putong Jinhua Medical Co. Ltd, China | 4-0 | |
| Aesthesia ventilator station | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, China | WATO EX-35vet | |
| Aspirator | Shanghai Baojia Medical Apparatus Co., Ltd, China | YX930D | |
| Benzylpenicillin | Sichuan Pharmaceutical. INC, China | H5021738 | |
| Disposal endotracheal tube with cuff | Shenzhen Verybio Co., Ltd, China | 20 cm, ID 0.9 | |
| Disposal transducer | Guangdong Baihe Medical Technology Co., Ltd, China | ||
| Dissection blade | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | ||
| Electrocautery | Shanghai Hutong Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | GD350-B | |
| Enzyme-linked immunosorbent assay ELISA kit | Cusabio Biotech Co., Ltd, China | CSB-E08594r | |
| Eosin | Sigma-Aldrich Corp. | E4009 | |
| Flunixin meglumine | Shanghai Tongren Pharmaceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2012)-090242103 | |
| Forceps | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Hematoxylin | Sigma-Aldrich Corp. | H3136 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd, China | Veteasy for animals | |
| Laryngoscope | Taixing Simeite Medical Apparatus and Instruments Limited Co., Ltd, China | For adults | |
| LED surgical lights | Mingtai Medical Group, China | ZF700 | |
| Microplate reader | Thermo Fisher Scientific, USA | Multiskan FC | |
| Microscope | Leica, Germany | DM2500 | |
| Mobile restraint unit | Customized | N/A | A mobile restraint unit, made by metal frame and wheels, with a canvas cover |
| Oxygen | Local suppliers, Guangzhou, China | ||
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich Corp. | V900894 | |
| Patient monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | Beneview T5 | |
| Peripheral Intravenous (IV) Catheter | Shenzhen Yima Pet Industry Development Co., Ltd., China | 26G X 16 mm | |
| Propofol | Guangdong Jiabo Phamaceutical Co., Ltd. | H20051842 | |
| Rib retractor | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Ruler | Deli Manufacturing Company, China | ||
| Scalpel handles | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Scissors (g) | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Suture | Medtronic-Coviden Corp. | 3-0, 4-0 | |
| Ultrasonic gel | Tianjin Xiyuansi Production Institute, China | TM-100 | |
| Veterinary monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | ePM12M Vet | |
| Veterinary ultrasound system | Esatoe, Italy | MyLab30 | Equiped with phased array transducer (3-8 Hz) |
| Xylazine hydrochloride injection | Shenda Animal Phamarceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2016)-07003 | |
| Zoletil injection | Virbac, France | Zoletil 50 | Tiletamine and zolazepam for injection |
References
- Dunlay, S. M., Roger, V. L., Redfield, M. M. Epidemiology of heart failure with preserved ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (10), 591-602 (2017).
- Redfield, M. M. Heart failure with preserved ejection fraction. New England Journal of Medicine. 375 (19), 1868-1877 (2016).
- Lam, C. S. P., Voors, A. A., de Boer, R. A., Solomon, S. D., van Veldhuisen, D. J. Heart failure with preserved ejection fraction: From mechanisms to therapies. European Heart Journal. 39 (30), 2780-2792 (2018).
- Solomon, S. D., et al. Angiotensin receptor neprilysin inhibition in heart failure with preserved ejection fraction: Rationale and design of the PARAGON-HF trial. JACC-Heart Failure. 5 (7), 471-482 (2017).
- Cunningham, J. W., et al. Effect of sacubitril/valsartan on biomarkers of extracellular matrix regulation in patients with HFpEF. Journal of the American College of Cardiology. 76 (5), 503-514 (2020).
- Conceição, G., Heinonen, I., Lourenço, A. P., Duncker, D. J., Falcão-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
- Noll, N. A., Lal, H., Merryman, W. D. Mouse models of heart failure with preserved or reduced ejection fraction. American Journal of Pathology. 190 (8), 1596-1608 (2020).
- Schwarzl, M., et al. A porcine model of hypertensive cardiomyopathy: Implications for heart failure with preserved ejection fraction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 309 (9), 1407-1418 (2015).
- Reiter, U., et al. Early-stage heart failure with preserved ejection fraction in the pig: A cardiovascular magnetic resonance study. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 18 (1), 63 (2016).
- Silva, K. A. S., et al. Tissue-specific small heat shock protein 20 activation is not associated with traditional autophagy markers in Ossabaw swine with cardiometabolic heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 319 (5), 1036-1043 (2020).
- Ponikowski, P., et al. 2016 ESC Guidelines for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure: The Task Force for the diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure of the European Society of Cardiology (ESC)Developed with the special contribution of the Heart Failure Association (HFA) of the ESC. European Heart Journal. 37 (27), 2129-2200 (2016).
- Tsutsui, H., et al. JCS 2017/JHFS 2017 guideline on diagnosis and treatment of acute and chronic heart failure - Digest version. Circulation Journal. 83 (10), 2084-2184 (2019).
- Yousefi, K., Dunkley, J. C., Shehadeh, L. A. A preclinical model for phenogroup 3 HFpEF. Aging (Albany NY). 11 (13), 4305-4307 (2019).
- Zheng, S., et al. Aged monkeys fed a high-fat/high-sugar diet recapitulate metabolic disorders and cardiac contractile dysfunction. Journal of Cardiovascular Translational Research. 14 (5), 799-815 (2021).
- Shirakabe, A., et al. Drp1-dependent mitochondrial autophagy plays a protective role against pressure overload-induced mitochondrial dysfunction and heart failure. Circulation. 133 (13), 1249-1263 (2016).
- Zhabyeyev, P., et al. Pressure-overload-induced heart failure induces a selective reduction in glucose oxidation at physiological afterload. Cardiovascular Research. 97 (4), 676-685 (2013).
- Tan, W., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction induced by chronic pressure overload characterized by cardiac fibrosis and remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 8, 677727 (2021).
- Beznak, M. Changes in heart weight and blood pressure following aortic constriction in rats. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 33 (6), 995-1002 (1955).
- Bikou, O., Miyashita, S., Ishikawa, K. Pig model of increased cardiac afterload induced by ascending aortic banding. Methods in Molecular Biology. 1816, 337-342 (2018).
- Hiemstra, J. A., et al. Chronic low-intensity exercise attenuates cardiomyocyte contractile dysfunction and impaired adrenergic responsiveness in aortic-banded mini-swine. Journal of Applied Physiology. 124 (4), 1034-1044 (2018).
- Massie, B. M., et al. Myocardial high-energy phosphate and substrate metabolism in swine with moderate left ventricular hypertrophy. Circulation. 91 (6), 1814-1823 (1995).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Charles, C. J., et al. A porcine model of heart failure with preserved ejection fraction: magnetic resonance imaging and metabolic energetics. ESC Heart Failure. 7 (1), 92-102 (2020).
- Olver, T. D., et al. Western, diet-fed, aortic-banded ossabaw swine: A Preclinical model of cardio-metabolic heart failure. JACC Basic to Translational Science. 4 (3), 404-421 (2019).
