Summary
El presente protocolo describe un procedimiento paso a paso para establecer un modelo minipig de insuficiencia cardíaca con fracción de eyección preservada utilizando constricción aórtica descendente. También se presentan los métodos para evaluar la morfología, la histología y la función cardíaca de este modelo de enfermedad.
Abstract
Más de la mitad de los casos de insuficiencia cardíaca (IC) se clasifican como insuficiencia cardíaca con fracción de eyección preservada (ICFEP) en todo el mundo. Los modelos animales de gran tamaño son limitados para investigar los mecanismos fundamentales de la ICFEP e identificar posibles dianas terapéuticas. Este trabajo proporciona una descripción detallada del procedimiento quirúrgico de constricción aórtica descendente (DAC) en minicerdos tibetanos para establecer un modelo animal grande de ICFEP. Este modelo utilizó una constricción controlada con precisión de la aorta descendente para inducir una sobrecarga crónica de presión en el ventrículo izquierdo. Se utilizó la ecocardiografía para evaluar los cambios morfológicos y funcionales en el corazón. Después de 12 semanas de estrés DAC, el tabique ventricular estaba hipertrófico, pero el grosor de la pared posterior se redujo significativamente, acompañado de dilatación del ventrículo izquierdo. Sin embargo, la fracción de eyección del VI de los corazones modelo se mantuvo en >50% durante el período de 12 semanas. Además, el modelo DAC mostró daño cardíaco, incluyendo fibrosis, inflamación e hipertrofia de cardiomiocitos. Los niveles de marcadores de insuficiencia cardíaca se elevaron significativamente en el grupo DAC. Esta HFpEF inducida por DAC en minicerdos es una poderosa herramienta para investigar los mecanismos moleculares de esta enfermedad y para las pruebas preclínicas.
Introduction
La insuficiencia cardíaca con fracción de eyección preservada (ICFEP) representa más de la mitad de los casos de insuficiencia cardíaca y se ha convertido en un problema de salud pública mundial1. Las observaciones clínicas han indicado varias características críticas de la ICFEP: (1) disfunción diastólica ventricular, acompañada de aumento de la rigidez sistólica, (2) fracción de eyección normal en reposo con deterioro del rendimiento del ejercicio, y (3) remodelación cardíaca2. Los mecanismos propuestos incluyen la desregulación hormonal, la inflamación microvascular sistémica, los trastornos metabólicos y las anomalías en las proteínas de la matriz sarcomérica y extracelular3. Sin embargo, estudios experimentales han demostrado que la insuficiencia cardíaca con fracción de eyección reducida (ICFEr) causa estas alteraciones. Los estudios clínicos han explorado los efectos terapéuticos de los inhibidores de los receptores de angiotensina y los fármacos para el tratamiento de la ICFErEF en la ICFEP 4,5. Sin embargo, se necesitan enfoques terapéuticos únicos para la ICFEP. En comparación con la comprensión de los síntomas clínicos, las alteraciones en la patología, la bioquímica y la biología molecular de la ICFEP siguen estando mal definidas.
Se han desarrollado modelos animales de ICFEP para explorar los mecanismos, los marcadores diagnósticos y los enfoques terapéuticos. Los animales de laboratorio, incluyendo cerdos, perros, ratas y ratones, pueden desarrollar ICFEP, y diversos factores de riesgo, incluyendo hipertensión, diabetes mellitus y envejecimiento, fueron seleccionados como factores de inducción 6,7. Por ejemplo, el acetato de desoxicorticosterona solo o combinado con una dieta alta en grasas/azúcares induce ICFEP en cerdos 8,9. La sobrecarga de presión ventricular es otra técnica utilizada para desarrollar ICFEP en modelos animales grandes y pequeños10. Además, en los últimos años se han adoptado valores de corte específicos de FE para definir la ICFEP en todos los continentes, como se ve en las guías de la Sociedad Europea de Cardiología, la Fundación del Colegio Americano de Cardiología/Asociación Americana del Corazón11, la Sociedad Japonesa de Circulación/Sociedad Japonesa de Insuficiencia Cardíaca12. Por lo tanto, muchos modelos previamente establecidos pueden llegar a ser apropiados para los estudios de ICFEP si se adoptan los criterios clínicos. Por ejemplo, Youselfi et al. afirmaron que una cepa de ratón modificada genéticamente, Col4a3-/-, era un modelo eficaz de HFpEF. Esta cepa desarrolló síntomas cardíacos típicos de la ICFEP, como disfunción diastólica, disfunción mitocondrial y remodelación cardíaca13. Un estudio previo utilizó una dieta alta en energía para inducir la remodelación cardíaca con un rango medio de FE en monos de edad14, caracterizada por un trastorno metabólico, fibrosis y reducción de la actomiosina MgATPasa en el miocardio. La constricción aórtica transversa (TAC) de ratón es uno de los modelos más utilizados para imitar la miocardiopatía ventricular inducida por hipertensión. El ventrículo izquierdo evoluciona de hipertrofia concéntrica con aumento de FE a remodelación dilatada con FE reducida15,16. Los fenotipos transicionales entre estos dos estadios típicos sugieren que la técnica de constricción aórtica puede utilizarse para estudiar la ICFEP.
Las características patológicas, la señalización celular y los perfiles de ARNm de un modelo de ICFEP porcino fueron publicados previamente17. Aquí, se presenta un protocolo paso a paso para establecer este modelo y los enfoques para evaluar los fenotipos de este modelo. El procedimiento se ilustra en la Figura 1. Brevemente, el plan quirúrgico fue realizado conjuntamente por el investigador principal, los cirujanos, los técnicos de laboratorio y el personal de cuidado de los animales. Los minicerdos se sometieron a exámenes de salud, incluyendo pruebas bioquímicas y ecocardiografías. Después de la cirugía, se realizaron procedimientos antiinflamatorios y analgésicos. Para evaluar los fenotipos se utilizó ecocardiografía, examen histológico y biomarcadores.
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Protocol
Todos los estudios en animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Instituto de Monitoreo de Animales de Laboratorio de Guangdong (aprobación no. IACUC2017009). Todos los experimentos con animales se realizaron siguiendo la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (8ª Ed., 2011, The National Academies, USA). Los animales fueron alojados en una instalación acreditada por la AAALAC en el Instituto de Monitoreo de Animales de Laboratorio de Guangdong (licencia no. SYXK (YUE) 2016-0122, China). Se utilizaron seis minicerdos tibetanos machos (n = 3 para el grupo simulado y el grupo DAC, de 25-30 kg de peso) para desarrollar el modelo HFpEF.
1. Preparación de animales e instrumentos
- Aclimatar a los animales a las instalaciones durante 14 días antes de la cirugía.
- Realizar exámenes de salud, incluyendo pruebas bioquímicas y ecocardiografías, antes de la cirugía. Excluir a los animales con anomalías cardíacas en la estructura (dilatación ventricular o hipertrofia) y la función (FE <50%) de acuerdo con el T/CALAS85-2020 Animales de laboratorio - Directrices para la evaluación de la salud de los órganos principales, como el corazón, el hígado, el riñón y el cerebro de grandes animales de laboratorio (Asociación China de Ciencias de los Animales de Laboratorio, China).
- Ayunar a los animales durante más de 12 h antes de la anestesia no alimentándolos el día de la cirugía.
- Prepare el quirófano y los dispositivos (Figura 2). Revise la estación de ventilación de estesia, los monitores veterinarios y de pacientes, el sistema de ultrasonido veterinario, el aspirador y otros dispositivos quirúrgicos. Autoclave las tijeras, pinzas, retractores, mangos de bisturí, cabezal aspirador, agujas quirúrgicas, etc. (ver Tabla de Materiales).
2. Sedación, intubación traqueal y canulación venosa
- Pesar a los animales y calcular los fármacos anestésicos. Sedar a los minicerdos con 1 mg/kg de zoletil inyectable (tiletamina y zolazepam inyectables) y 0,5 mg/kg de inyección de clorhidrato de xilacina (ver Tabla de materiales).
- Sujete y coloque los minicerdos en la posición lateral derecha reclinada sobre la mesa de quirófano. Encienda el sistema de calefacción para mantener la temperatura corporal de los animales.
- Realice la ecocardiografía (paso 5) y recoja 2 mL de muestras de sangre.
- Intuble a los minicerdos con un tubo endotraqueal conectado a una estación de ventilación de anestesia veterinaria (Figura 3A) (ver Tabla de Materiales).
- Iniciar la ventilación a un volumen corriente de 8 mL/kg y 30 respiraciones/min. Mantener a los animales con 1,5%-2,5% de isoflurano durante el procedimiento quirúrgico.
- Establecer la canulación intravenosa utilizando un catéter intravenoso periférico (26 G) (ver Tabla de materiales) de una vena del oído (generalmente la vena marginal del oído, Figura 3B).
- Conecta al animal a un monitor veterinario.
3. Procedimiento quirúrgico
- Afeita la zona torácica izquierda. Aplicar 0,7% de yodo y 75% de alcohol para preparar asépticamente la piel desde la escápula hasta el diafragma (Figura 3C).
- Coloque paños estériles sobre el área quirúrgica.
- Administrar propofol (5 mg/kg) (ver Tabla de Materiales) por inyección intravenosa para mantener la anestesia general.
- Marque la incisión (~15 cm de largo) a lo largo del 4º espacio intercostal antes de la incisión en la piel con electrocauterización.
- Abra el tórax usando una combinación de cauterización y disección roma del músculo y el tejido conectivo. Use un aspirador para extraer sangre durante la operación.
- Use un retractor de costillas para separar las costillas (Figura 3D).
- Localice el segmento de la aorta descendente torácica y determine el sitio de constricción (Figura 3E). Use dos suturas quirúrgicas 3-0 para enrollar el segmento dos veces (Figura 3F). Coloque tres capas de gasa médica entre la sutura y la aorta para evitar daños en los tejidos por las suturas.
- Configure unidades de medición de presión para determinar el grado de constricción (Figura 3F-H).
NOTA: La unidad incluye un catéter que perfora la pared del vaso, un tubo de conexión, un transductor de presión y un monitor de paciente. - Apriete gradualmente la sutura quirúrgica que rodea el segmento descendente de la aorta para lograr el grado de constricción deseado. Deje que las lecturas de presión se estabilicen durante 20 minutos y apriete permanentemente los nudos quirúrgicos.
- Use un tubo torácico de drenaje para evacuar el aire y el exceso de líquidos en la cavidad torácica.
- Cerrar la pared torácica en capas, reaproximar las costillas y los músculos divididos con suturas reabsorbibles.
- Compruebe si hay sangrado y asegúrese de tener una buena hemostasia.
- Aplicar un frasco de bencilpenicilina (800.000 unidades) (ver Tabla de Materiales) en el área de operación después de la cirugía.
- Controle la presencia de parpadeo de los ojos y el movimiento de las extremidades del animal. Desconecte el ventilador, pero deje el tubo endotraqueal. Vigilar la presencia de respiración espontánea.
- Devuelve al animal a su habitación y deja que se despierte automáticamente.
4. Cuidados postoperatorios
- Aplicar bencilpenicilina diariamente durante 1 semana (20.000 U/kg).
- Aplicar 1 mg/kg de flunixina meglumina (ver Tabla de Materiales) diariamente durante 1 semana.
NOTA: Los analgésicos opioides y AINE deben administrarse intra y postoperatoriamente.
5. Ecocardiografía transtorácica
- Sedar al animal con 1 mg/kg de zoletil.
- Coloque al animal en una unidad de retención móvil con una cubierta de lona.
NOTA: La unidad móvil de sujeción (ver Tabla de Materiales) tiene cuatro aberturas diseñadas para extender las extremidades delanteras y traseras del animal. - Afeita el lado izquierdo del pecho del animal.
- Coloque los dedos en el centro izquierdo del pecho para sentir el pulso apical. Aplique el gel ultrasónico en el área circundante.
- Coloque el transductor de ultrasonido (3-8 Hz) en el tercer espacio intercostal. Mueva el transductor hacia una dirección anterior o posterior y ajuste el ángulo de la muesca.
- Identificar las aurículas, los ventrículos y la aorta. Grabe las imágenes del eje largo paraesternal en modo B y M.
NOTA: La imagen en modo B representa la sección transversal del ventrículo izquierdo a nivel del músculo papilar, y la imagen en modo M muestra el movimiento del ventrículo izquierdo a lo largo del tiempo. - Gire el cabezal del transductor 90° en el sentido de las agujas del reloj para obtener la vista del eje corto paraesternal. Identificar el ventrículo izquierdo, el ventrículo derecho y el músculo papilar. Grabe las imágenes en modo B y modo M.
- Utilice la estación de trabajo proporcionada por el fabricante del sistema de ultrasonido para evaluar la estructura y función cardíacas.
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Representative Results
Ecocardiografía
Se evaluó la estructura y función cardíaca en las semanas 0, 2, 4, 6, 8, 10 y 12. En la Figura 4A se muestran los registros en modo B y modo M de la vista paraesternal del eje corto. La medición ecocardiográfica incluyó el grosor del septo ventricular (VST), el grosor de la pared posterior (PWT) y la dimensión interna del ventrículo izquierdo (VIVI). La VST al final de la diástole aumentó en los corazones de la DAC, mientras que la PWT al final de la diástole aumentó y luego disminuyó durante el período de observación, lo que sugiere que la remodelación hipertrófica estaba presente en el ventrículo izquierdo de los minicerdos de la DAC (Figura 4B, C). El VID al final de la diástole disminuyó en las semanas 4 y 6 y luego aumentó gradualmente después de la semana 8, lo que sugiere que los ventrículos sufrieron hipertrofia concéntrica antes de la dilatación (Figura 4D). La FEVI de los corazones modelo se mantuvo en >50% durante el período de 12 semanas (Figura 4E).
Morfología y marcador de insuficiencia cardíaca
Después de la semana 12, los corazones se cosecharon como se describió anteriormente17. En comparación con los de los corazones simulados, se observó un agrandamiento de los corazones DAC (Figura 5A). La concentración sérica de troponina I cardíaca (cTnI) se determinó utilizando un kit de ensayo de inmunoabsorción enzimática en las semanas 0, 4, 8 y 12 siguiendo las instrucciones del fabricante (ver Tabla de materiales). La densidad óptica se midió a 450 nm utilizando un lector de microplacas. El marcador de insuficiencia cardíaca cTnI fue significativamente mayor en las semanas 4, 8 y 12 en el grupo DAC que en el grupo simulado en los momentos correspondientes (Figura 5B).
Examen histológico
Se recolectaron tejidos de las paredes libres de los ventrículos izquierdo y derecho, septo ventricular, aurícula izquierda y derecha, válvula mitral y aorta y se fijaron con paraformaldehído al 4%. Los tejidos se incrustaron, se cortaron en secciones y se tiñeron con una solución de hematoxilina y eosina (H y E) siguiendo el informe anterior17. Los cardiomiocitos hipertróficos, la fibrosis, las células inflamatorias, los núcleos picnóticos y otras estructuras se identificaron con un microscopio óptico. Los cardiomiocitos de las aurículas, el tabique ventricular y los ventrículos mostraron hipertrofia con picnosis (Figura 6A). Las capas musculares estaban reducidas en la válvula mitral (Figura 6B) y se observó hiperplasia endotelial vascular en la aorta (Figura 6C). Además, la DAC indujo una fibrosis extensa en el miocardio de los minicerdos (Figura 7A), acompañada de infiltración de células inflamatorias en los ventrículos izquierdos, la aurícula derecha y las paredes aórticas (Figura 7B).
Figura 1: Diseño experimental. El plan experimental fue realizado en colaboración por el investigador principal, los cirujanos, los técnicos de laboratorio y el personal de cuidado de animales. Los minicerdos se sometieron a exámenes de salud, incluyendo pruebas bioquímicas y ecocardiografías. Después de la cirugía, se realizaron procedimientos antiinflamatorios y analgésicos. La ecocardiografía, el examen histológico y la prueba de biomarcadores evaluaron los fenotipos de insuficiencia cardíaca. El número de animales, n = 3 cada uno, fue para los grupos simulado y DAC. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Dispositivos quirúrgicos. Los dispositivos necesarios (A) para la cirugía DAC incluyeron aspirador (a), mesa quirúrgica (b), monitor veterinario (c), luces quirúrgicas LED (d) y estación de ventilación de estesia (e). Se utilizó un sistema de ultrasonido veterinario para evaluar la estructura y función de los corazones de los animales antes y después de la cirugía (B). Las herramientas quirúrgicas incluían un laringoscopio (C) y varias pinzas, mangos de bisturí y tijeras (D). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Procedimiento quirúrgico. Después de la sedación, el animal fue intubado con un tubo endotraqueal (A) y la canulación intravenosa se estableció a través de una vena del oído (B). El sitio quirúrgico fue en el tórax izquierdo del animal (C). Después de exponer la aorta descendente (D,E), se determinó el sitio de constricción (SB) y los sitios invasivos para la monitorización de la presión (SA, SC) (F,G), y se midió la presión aórtica mediante un monitor de paciente (H). Una caricatura muestra la visión general de la estrategia de constricción (I). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Evaluación ecocardiográfica transtorácica. Las imágenes representativas de los modos B y M de los corazones sobrecargados de presión de la semana 0 a la semana 12 se muestran en (A). Se muestran las imágenes del modo M grabadas durante 4 s. La barra de escala rosa indica la longitud récord de 1 s. El grosor del tabique ventricular (VST) al final de la diástole aumentó en los corazones DAC (B). Por el contrario, el grosor de la pared posterior (PWT) al final de la diástole aumentó y disminuyó gradualmente durante el período de observación (C). La dimensión interna del ventrículo izquierdo (VIVI) al final de la diástole disminuyó en la semana 4 y en la semana 6 y luego aumentó gradualmente después de la semana 8 (D). La FEVI de los corazones modelo se mantuvo en >50% durante el período de 12 semanas (E). El número de animales, n = 3 cada uno, fue para los grupos simulado y DAC. Se utilizaron pruebas t no pareadas para determinar las diferencias entre los grupos. *P < 0,05 vs. El grupo falso. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Morfología del corazón y cTnI sérica. El tamaño del corazón pareció aumentar (A). El marcador de insuficiencia cardíaca cTnI fue significativamente mayor en las semanas 4, 8 y 12 en el grupo DAC que en el grupo simulado en los puntos temporales correspondientes (B). El número de animales, n = 3 cada uno, fue para los grupos simulado y DAC. Se utilizaron pruebas t no pareadas para determinar las diferencias entre los grupos. *P < 0,05 vs. El grupo falso. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Histología del miocardio, válvula mitral y pared aórtica. Se utilizó la tinción de H & E para examinar el tejido cardíaco al final del experimento. Los cardiomiocitos de las aurículas, el tabique ventricular y los ventrículos mostraron hipertrofia (flechas en verde; A), acompañada de pirosis (flechas en amarillo; A). Las capas musculares estaban reducidas en la válvula mitral (flechas en azul; B). Se observó hiperplasia endotelial vascular en la aorta (área dentro de las líneas azules; C). Asteriscos rojos: tejidos examinados; L. ventrículo, ventrículo izquierdo; R. ventrículo, ventrículo derecho; L. aurícula, aurícula izquierda; R. atrio, aurícula derecha. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Fibrosis e inflamación en los corazones DAC. El examen histológico mostró fibrosis miocárdica extensa en minicerdos DAC. Se observó un área fibrótica en el ventrículo izquierdo (asteriscos y flechas en amarillo; A). Se observó infiltración de células inflamatorias en los ventrículos izquierdos, aurícula derecha y paredes aórticas (asteriscos en verde; B). Asteriscos rojos: tejidos examinados; flechas en azul, eosinófilos; L. ventrículo, ventrículo izquierdo; R. atrio, aurícula derecha. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Este estudio utilizó técnicas DAC para desarrollar un modelo de HFpEF para minicerdos tibetanos. Aquí se presenta un protocolo de preparación paso a paso de animales e instrumentos, que incluye sedación, intubación traqueal, canulación venosa, procedimiento quirúrgico y atención posquirúrgica. También se presentan las técnicas de registro de imágenes cardíacas ecocardiográficas en modo B y modo M. Después de la DAC, el corazón sufrió hipertrofia ventricular izquierda durante las semanas 4 y 6 y dilatación después de la semana 8. La FEVI se conservó durante el período de 12 semanas. Se observó fibrosis e inflamación en los corazones DAC.
La combinación de la operación de tórax abierto y la constricción aórtica se ha utilizado para desarrollar modelos de insuficiencia cardíaca en animales grandes y pequeños. Por ejemplo, la hipertensión inducida por constricción aórtica en roedores se reportó ya en la década de 195018. La constricción de la aorta ascendente en cerdos indujo una hipertrofia ventricular izquierda leve en cerdos de 2-4 semanas de edad. En cuanto al lugar de la operación para la localización de la aorta ascendente, algunos estudios seleccionaron el tercer espacio intercostal19,20, mientras que otro estudio seleccionó el cuarto espacio intercostal para la toracotomía lateral21. Se encontró que la constricción en la aorta descendente era práctica en minicerdos tibetanos adultos. El segmento aórtico descendente estaba situado justo debajo del cuarto espacio intercostal y rodeado de poco tejido conectivo.
El grado de constricción puede ser crucial para inducir características clave de la ICFEP. Melleby et al. informaron que un tamaño de anillo más pequeño aceleró la hipertrofia, mientras que los tamaños de anillo más grandes condujeron a una FE conservada durante 8-20 semanas en ratones con constricción aórtica ascendente22. Massie et al. establecieron un gradiente de presión de 20 mmHg para la cirugía de tórax abierto en cerdos para inducir hipertrofia ventricular21. Charles et al. adoptaron el inflado progresivo del manguito para generar HFpEF en cerdos hembras Yorkshire-Landrace23. En el estudio actual, un aumento del 20% en la presión en la aorta descendente durante 12 semanas condujo a la ICFEP. Los investigadores también han combinado técnicas de constricción aórtica con acetato de desoxicorticosterona o dieta occidental para inducir ICFEP en hembras de cerdo Ossabaw10,24. Los grados de constricción se estiman típicamente por la presión medida con un catéter micromanómetro o una ecocardiografía. Se había modificado una herramienta para medir la presión aórtica. Se utilizó un catéter con transductores de presión arterial desechables conectados a un monitor del paciente para registrar la presión en la aorta descendente.
Nuestro estudio previo presentó imágenes típicas de eje largo paraesternal de los corazones de ICFEP en minicerdos17; Aquí, se agregan imágenes representativas del eje corto paraesternal. De acuerdo con los resultados anteriores, el modelo de DAC minipig mostró dos etapas distintas de remodelación cardíaca, hipertrofia concéntrica y dilatación, durante el período de observación de 12 semanas. Estos fenotipos son consistentes con los síntomas clínicos de la ICFEP. En este trabajo también se revelan nuevos hallazgos histológicos en el modelo de ICFEP. Se encuentra hipertrofia de cardiomiocitos en las aurículas, el tabique ventricular y los ventrículos. Además, se obtiene una infiltración celular inflamatoria severa en el ventrículo izquierdo, la aurícula derecha y la pared aórtica. Esto complementa los hallazgos anteriores, que demostraron la regulación positiva de las interleucinas -6 y -1β, NFκB y la producción de citoquinas en el miocardio DAC17. La capa muscular desapareció en la válvula mitral del cerdo ICFEP, lo que sugiere que las anomalías en la válvula mitral contribuyeron a la disfunción cardíaca.
Establecer un procedimiento quirúrgico aséptico es fundamental para obtener modelos porcinos exitosos y estables. La cirugía de constricción aórtica en cerdos requiere más operadores que la de roedores. Por lo general, requiere un equipo quirúrgico experimentado de dos cirujanos, un anestesiólogo y dos enfermeras de quirófano. Estas funciones pueden ser asumidas por veterinarios, cirujanos humanos y/o técnicos bien capacitados. En comparación con una cirugía con roedores que tarda unos 30 minutos en completar un procedimiento de constricción aórtica, puede llevar más de 3 horas completar un procedimiento similar en cerdos. En la práctica, la insuficiencia de instalaciones y personal cualificado para la cirugía de grandes animales limita la aplicación de modelos quirúrgicos porcinos.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.
Acknowledgments
Este trabajo contó con el apoyo del Programa de Ciencia y Tecnología de Guangdong (2008A08003, 2016A020216019, 2019A030317014), el Programa de Ciencia y Tecnología de Guangzhou (201804010206), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (31672376, 81941002) y el Laboratorio Clave Provincial de Animales de Laboratorio de Guangdong (2017B030314171).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Absorbable surgical suture | Putong Jinhua Medical Co. Ltd, China | 4-0 | |
| Aesthesia ventilator station | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Co., Ltd, China | WATO EX-35vet | |
| Aspirator | Shanghai Baojia Medical Apparatus Co., Ltd, China | YX930D | |
| Benzylpenicillin | Sichuan Pharmaceutical. INC, China | H5021738 | |
| Disposal endotracheal tube with cuff | Shenzhen Verybio Co., Ltd, China | 20 cm, ID 0.9 | |
| Disposal transducer | Guangdong Baihe Medical Technology Co., Ltd, China | ||
| Dissection blade | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | ||
| Electrocautery | Shanghai Hutong Medical Instruments (Group) Co., Ltd, China | GD350-B | |
| Enzyme-linked immunosorbent assay ELISA kit | Cusabio Biotech Co., Ltd, China | CSB-E08594r | |
| Eosin | Sigma-Aldrich Corp. | E4009 | |
| Flunixin meglumine | Shanghai Tongren Pharmaceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2012)-090242103 | |
| Forceps | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Hematoxylin | Sigma-Aldrich Corp. | H3136 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., Ltd, China | Veteasy for animals | |
| Laryngoscope | Taixing Simeite Medical Apparatus and Instruments Limited Co., Ltd, China | For adults | |
| LED surgical lights | Mingtai Medical Group, China | ZF700 | |
| Microplate reader | Thermo Fisher Scientific, USA | Multiskan FC | |
| Microscope | Leica, Germany | DM2500 | |
| Mobile restraint unit | Customized | N/A | A mobile restraint unit, made by metal frame and wheels, with a canvas cover |
| Oxygen | Local suppliers, Guangzhou, China | ||
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich Corp. | V900894 | |
| Patient monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | Beneview T5 | |
| Peripheral Intravenous (IV) Catheter | Shenzhen Yima Pet Industry Development Co., Ltd., China | 26G X 16 mm | |
| Propofol | Guangdong Jiabo Phamaceutical Co., Ltd. | H20051842 | |
| Rib retractor | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Ruler | Deli Manufacturing Company, China | ||
| Scalpel handles | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Scissors (g) | Shanghai Medical Instruments (Group) Co., Ltd.,China | ||
| Suture | Medtronic-Coviden Corp. | 3-0, 4-0 | |
| Ultrasonic gel | Tianjin Xiyuansi Production Institute, China | TM-100 | |
| Veterinary monitor | Shenzhen Mindray Bio-Medical Electronics Company, China | ePM12M Vet | |
| Veterinary ultrasound system | Esatoe, Italy | MyLab30 | Equiped with phased array transducer (3-8 Hz) |
| Xylazine hydrochloride injection | Shenda Animal Phamarceutical Co., Ltd., China | Shouyaozi(2016)-07003 | |
| Zoletil injection | Virbac, France | Zoletil 50 | Tiletamine and zolazepam for injection |
References
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