Summary
본 프로토콜은 마우스에서 적외선 복부 대동맥의 출현에 엘라스타제의 직접 적용을 통해 엘라스타아제 유도 AAA 모델에 대한 표준화된 수술 방법을 기술한다.
Abstract
복부 대동맥류 (AAA)는 주로 무증상이지만 AAA의 파열은 대개 치명적인 결과를 초래하기 때문에 잠재적으로 생명을 위협합니다. 현재, AAA의 몇 가지 뚜렷한 실험 모델이 있으며, 각각은 AAA의 발병기전에서 다른 측면을 강조합니다. 엘라스타아제-유도된 AAA 모델은 두 번째로 가장 많이 사용되는 설치류 AAA 모델이다. 이 모델은 돼지 췌장 엘라스타제 (PPE)를 대동맥의 적외선 세그먼트에 직접 주입하거나 적용하는 것을 포함합니다. 기술적 과제로 인해, 오늘날 대부분의 엘라스타아제-유도 AAA 모델은 PPE의 발광 내 주입이 아닌 외부 적용으로 수행된다. 엘라스타제의 침윤은 내측 층에서 탄성 라멜라의 분해를 일으켜 대동맥벽 완전성의 상실과 복부 대동맥의 후속 팽창을 초래합니다. 그러나, 엘라스타아제 유도 AAA 모델의 한 가지 단점은 수술이 수행되는 방법의 불가피한 변화이다. 구체적으로, 대동맥의 인프레레날 세그먼트를 분리하는 수술 기술, 대동맥 래핑 및 PPE 인큐베이션에 사용되는 물질, PPE의 효소 활성 및 PPE 적용의 시간 지속 기간은 모두 최종 AAA 형성 속도 및 동맥류 직경에 영향을 미치는 중요한 결정 요인이 될 수 있다. 특히, AAA에 대한 다른 연구에서 이러한 요인의 차이는 재현성 문제로 이어질 수 있습니다. 이 글에서는 마우스에서 내란성 복부 대동맥의 출현에 PPE를 직접 적용함으로써 엘라스타아제 유도 AAA 모델의 상세한 수술 과정을 설명한다. 이 절차에 따라, 수컷 및 암컷 마우스에서 약 80 %의 안정적인 AAA 형성률을 달성 할 수 있습니다. 엘라스타아제 유도 AAA 모델을 사용하는 AAA 연구의 일관성 및 재현성은 표준 수술 절차를 확립함으로써 상당히 향상될 수 있다.
Introduction
복부 대동맥류(AAA)는 혈관 직경1의 적어도 50% 증가를 갖는 복부 대동맥의 분절 확장으로 정의된다. AAA는 파열로 인해 개입 2,3,4에서도 사망률이 매우 높아질 수 있으므로 잠재적으로 치명적입니다. AAA는 미국에서 매년 약 13,000 명의 사망자를 담당하고 있으며, 이는 10번째 주요 사망 원인 1,5입니다.
AAA의 발병기전은 아직 완전히 이해되지 않았습니다 6,7,8. AAA의 분자 메카니즘을 조사하고 잠재적인 치료 표적을 시험하기 위해, 몇몇 실험적 AAA 모델이 9,10개 확립되었다. AAA의 설치류 모델은 엘라스타제, 염화칼슘, 안지오텐신 II 및 이종이식편 모델을 포함하며, 그 중 엘라스타제-유도된 AAA 모델은 두 번째로 가장 많이 사용되는 모델 10,11,12,13,14,15,16,17이다. 이 모델은 돼지 췌장 엘라스타제 (PPE)를 대동맥의 적외선 세그먼트에 직접 주입하거나 적용하는 것을 포함합니다. 대동맥의 내층으로의 엘라스타제의 침투는 탄성 라멜라의 분해와 염증 세포의 침윤을 일으켜 대동맥 완전성의 상실과 복부 대동맥 7,18의 후속 팽창을 초래합니다. 엘라스타제-유도된 AAA 모델은 1990년 래트를 사용하여 Anidjar et al.에 의해 처음 보고되었으며, 대동맥의 단리된 세그먼트가 엘라스타제17로 관류되었다. 2012년 후반에, PPE의 주위 모험적 적용을 이용한 수정된 모델이 Bhamidipati et al.19에 의해 보고되었다. 요즘 엘라스타아제 유발 AAA 모델에 대한 대부분의 수술은 Bhamidipati 그룹에서 영감을 얻었으며 PPE의 발광 내 관류가 아닌 외부 적용으로 수행됩니다. 외부 적용은 미세 수술 기술에 대한 요구 사항이 적지 만 AAA의 발생률은 상대적으로 낮고 크기는 발광 내 관류11,19보다 다소 작습니다.
AAA 연구에서 널리 사용되지만, 엘라스타아제-유도된 AAA 모델은 특정 한계를 갖는다. 이 모델의 한 가지주의 사항은 수술이 수행되는 방법의 필연적 인 변형이며, 이는 재현성 문제로 이어질 수 있습니다. 예를 들어, 대동맥의 내막 세그먼트가 어떻게 분리되는지, 그리고 세그먼트의 어느 부분이 다른 실험실들 사이에서 PPE 적용을 위해 선택되는지에 관한 외과 적 절차에서 차이가 존재할 수 있습니다. PPE의 효소 활성 및 PPE 인큐베이션의 시간 지속 기간도 달라질 수 있습니다. 그러나 이들은 모두 최종 AAA 형성 속도 및 동맥류 직경에 영향을 미치는 필수 결정 요인입니다. 이러한 중요한 결정 요인의 변화는이 모델을 사용하는 다른 그룹의 AAA 연구의 데이터 비교를 매우 어렵게 만듭니다. 따라서 표준화 된 외과 적 절차는 다양한 기관에서 비교 가능한 결과를 얻는 도구로 필요합니다.
이 글에서는 마우스에서 인프레레날 복부 대동맥의 출현에 PPE를 직접 적용함으로써 엘라스타아제 유도 AAA 모델에 대한 표준화된 수술 프로토콜을 설명한다. 이 모델을 사용하는 마우스에서 AAA의 성공적이고 견고한 생성에 필수적인 수술 재료 및 절차에 대한 세부 사항도 논의 될 것입니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
동물 프로토콜은 미시간 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회 (PRO00010092)의 승인을 받았습니다. 수컷과 암컷 C57BL/6J 야생형(WT) 마우스, ∼7주령을 실험에 사용하였다.
1. 동물 준비
- 수술 전후에 표준 차우 다이어트 ( 자료 표 참조)로 마우스에게 먹이를주십시오.
참고 : 마우스의 다른 균주와 나이를 사용할 수 있습니다. 그러나 최대 발병률을 달성하기 위해 5.5-12 주 사이의 연령이 권장됩니다. - 각 마우스에 대해 마취 유도 30 분 전에 5 mg / kg의 Carprofen을 피하 투여하십시오.
- 30 분 후, 마취를 유도하기 위해 복강 내 주사 를 통해 케타민 100 mg / kg과 자일라진 5mg / kg을 투여하십시오.
2. 수술 준비
- 수술 용 재료를 준비하십시오.
- 니트릴 장갑을 4cm x 4mm의 스트립으로 자릅니다. 면봉을 3cm x 2mm 조각으로 자릅니다. 외과 용 가위, 조직 포셉 및 Halsted-Mosquito 지혈제를 포함한 다른 수술 도구로 이들을 오토클레이브하십시오 ( 자료 표 참조).
- 마우스를 멸균 흡수성 드레싱 패드 상의 수핀 위치에 놓는다. 수술용 테이프로 앞발과 뒷발을 고정시킵니다.
- 면이 달린 어플리케이터 ( 재료 표 참조)를 사용하여 중간 및 하부 복부 부위에 헤어 리무버 로션을 닦은 다음 수술 거즈로 면봉하여 머리카락을 제거하십시오.
- 70 % 알코올과 요오드 계 또는 클로르헥시딘 기반 스크럽을 번갈아 가며 원형 운동으로 수술 부위를 적어도 세 번 소독하십시오. 말리십시오.
3. 수술 절차
- 복강에 접근하려면 다음 단계를 수행하십시오.
- 피부 절개 전에 발가락 핀치 반응의 부족에 대해 마우스를 테스트하십시오.
- 외과 용 가위를 사용하여 중복부와 하복부의 중간 선을 따라 피부에 2.5cm 세로 절개를하십시오.
- 부드럽게 하부 근육을 당기고 복강에 접근하기 위해 linea alba를 따라 2.5cm 세로 절개를하십시오.
- 복부 대동맥을 노출하십시오.
- 젖은 면봉 팁이 달린 어플리케이터를 사용하여 창자와 위를 마우스의 오른쪽으로 옮깁니다.
참고 : 이상적으로, 이것은 대동맥의 주름 세그먼트를 노출시킵니다. 대동맥을 찾기가 어려운 경우 오른쪽 신장과 오른쪽 신장 동맥이 대동맥을 식별 할 수 있습니다 (오른쪽 신장은 왼쪽 신장보다 해부학 적 위치가 약간 낮기 때문에). - 포셉을 사용하여 복부 대동맥과 열등한 정맥 카바 (IVC)를 덮고있는 결합 조직을 부드럽게 제거하십시오.
참고 : 복부 대동맥과 IVC는 동일한 혈관 외피 내에 포함되어 있습니다. 완전한 제거는이 두 혈관을 손상시킬 위험을 증가시킬 수 있으므로 모든 결합 조직을 제거 할 필요가 없습니다. - 포셉을 사용하여 복부 대동맥의 뒷면과 IVC를 기본 근육에서 부드럽게 해부하십시오.
참고 : 포셉의 팁은 칼집의 뒷면으로 횡단으로 들어가 칼집을 기본 근육에 연결하는 근막에 구멍을 만들어야합니다. 구멍이 만들어지면 포셉을 천천히 풀어 크기를 확장하십시오. - 복부 대동맥과 IVC의 뒷면을 통해 4cm x 4mm 장갑 줄무늬 (앞에서 언급 한 바와 같이, 2.1.1 단계)를 놓은 다음 줄무늬를 곧게 펴십시오. 줄무늬를 오른쪽 신장 동맥에서 ~ 0.5cm 떨어진 곳에 놓습니다.
참고 : 주변 근막이 줄무늬를 비틀지 않도록 구멍이 충분히 큰지 확인하십시오. - 줄무늬 위에 복부 대동맥과 IVC의 뒷면을 통해 3cm x 2mm면화 패드 조각을 놓은 다음 면봉을 곧게 펴십시오.
- 젖은 면봉 팁이 달린 어플리케이터를 사용하여 창자와 위를 마우스의 오른쪽으로 옮깁니다.
- 엘라스타제를 인큐베이션한다.
- 피펫을 사용하여 30 μL의 돼지 췌장 엘라스타제 (1.8 단위의 총 효소 활성, 재료 표 참조)를 면봉 위의 대동맥 세그먼트에 떨어 뜨린 다음 면봉을 감싸고 대동맥 및 IVC 주위에 줄무늬를 감싼다. 멸균 된 0.9 % 식염수로 10cm x 10cm 거즈 조각을 헹구고 복부에 놓습니다.
참고 : 거즈는 과용하면 아래의 엘라 스타아제를 희석 할 위험이 있으므로 부분 헹굼 만 있으면됩니다. - 30 분 후에 포셉으로 줄무늬와 면봉을 제거하십시오.
- 피펫을 사용하여 30 μL의 돼지 췌장 엘라스타제 (1.8 단위의 총 효소 활성, 재료 표 참조)를 면봉 위의 대동맥 세그먼트에 떨어 뜨린 다음 면봉을 감싸고 대동맥 및 IVC 주위에 줄무늬를 감싼다. 멸균 된 0.9 % 식염수로 10cm x 10cm 거즈 조각을 헹구고 복부에 놓습니다.
- 아래 단계에 따라 복강을 닫으십시오.
- 500 μL의 멸균 0.9 % 식염수로 대동맥과 복강을 관개하십시오. 10cm x 10cm 거즈를 사용하여 나머지 식염수를 흡수하십시오.
- 6-0 비흡수성 모노필라멘트 봉합사로 근육층을 재근사화합니다.
- 3-4 중단 된 6-0 개의 비 흡수성 모노 필라멘트 봉합사로 피부를 닫습니다.
4. 수술 후 관리
- 수술 후 1 일째에 5mg / kg의 Carprofen을 피하 투여하십시오.
- 수술 후 10 일째에 피부 봉합사를 제거하십시오.
5. 복부대동맥류 직경의 측정
- 마우스를 수술 후 14일째에CO2 과용투여에 의해 안락사시킨다. 이것은 최대 팽창의 시점을 나타냅니다.
- 단계 3.1에 설명된 대로 복강에 접근한다.
- 좌심실을 통해 순환계에 0.9 % 생리 식염수 10 mL를 주입하여 혈관 관류를 수행하십시오.
- 단계 3.1-3.2에 기재된 바와 같이 복부 대동맥의 내막 세그먼트를 노출시킨다. 조심스럽게 주변 결합 조직을 제거하고 IVC에서 복부 대동맥을 분리하십시오.
- 캘리퍼로 복부 대동맥의 직경을 측정하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
암컷 12마리와 수컷 11마리를 포함한 총 스물세 마리의 7주령 야생형(WT) 마우스가 제시된 프로토콜에 따라 조작되었다. 생존율은 100%였다(외과적 사망률 제외). 최대 복부 대동맥 직경은 캘리퍼에 의해 측정되었다.
AAA는 50% 혈관 직경 증가로 복부 대동맥을 팽창시키는 것으로 정의되었다. 따라서, 최대 복부 대동맥 직경의 50% 증가가 성공적인 AAA 유도를 위한 컷오프 포인트로서 선택되었다. 이 기준에 따르면, 수술 후 14 일째에 AAA의 발생률은 암컷 동물의 경우 91.7 %였으며, 수술을받은 12 명 중 11 명이 AAA를 개발했습니다. 수컷 동물의 발병률은 72.7%인 반면, 수술을 받은 11마리 중 8마리가 AAA를 개발했다(그림 1A). AAA가 발생하는 19 마리의 동물 중 비 수술 대조군에 비해 암컷과 남성의 최대 복부 대동맥 직경이 각각 1.7 배 및 1.6 배 증가했습니다 (그림 1B). 수술 후 14일째에 비수술 및 수술 그룹으로부터의 대동맥의 대표적인 이미지는 도 1C에 도시되어 있다.
도 1: 수술을 받은 마우스에서 AAA의 특성화. 모든 측정은 수술 후 14 일째에 수행됩니다. (A) 수술을 받은 마우스에서 AAA의 발생률. (b) 비수술(암컷과 수컷 둘 다에 대해 n=4) 및 수술군(암컷의 경우 n=12, 남성의 경우 n=11) 모두에서 마우스에서 인프레레날대동맥의 최대 직경. 데이터는 SEM± 평균이다. *p < 0.05. (C) 비수술 및 수술 그룹 모두에서 마우스에서 대동맥의 대표적인 이미지. 배율 막대 = 2mm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
엘라스타제-유도된 AAA 모델은 1990년17년에 래트를 사용하여 Anidjar et al.에 의해 처음 보고되었다. 지난 삼십 년 동안 다양한 수정 버전이 도입되었으며, 수술 기술19,20,21,22의 상당한 개선이 이루어졌습니다. 수백 개의 연구소는 AAA 연구12에서 두 번째로 가장 많이 사용되는 설치류 실험 모델로 엘라스타제 유도 AAA 모델을 사용합니다. 다른 그룹이이 모델에 대한 수술을 약간 다르게 수행하는 것은 당연합니다. 결과적으로이 모델의 한 가지주의 사항은 수술이 수행되는 방법의 필연적 인 변형이며,이 모델을 사용하여 다른 그룹의 데이터를 비교하는 것을 매우 어렵게 만듭니다. 상기 변형은 대동맥의 내막 세그먼트가 노출되는 방법, 대동맥을 덮고 있는 근막층이 얼마나 광범위하게 청소되는지, 잠복기가 얼마나 길은지, 대동맥 래핑 및 엘라스타제 인큐베이션에 사용되는 재료 및 래핑 재료 상에 첨가된 엘라스타제의 부피를 포함하지만 이에 한정되지 않는다. 그러나 이들은 모두 AAA의 최종 발생률과 직경에 영향을 미치는 필수 결정 요인입니다. 이러한 변화로 인한 재현성 문제를 해결하기 위해서는 표준화 된 수술 절차가 필요합니다. 마우스에서 내래성 복부 대동맥의 출현에 PPE를 직접 적용함으로써 엘라스타아제 유도 AAA 모델에 대해 표준화된 수술 프로토콜이 여기에 제시된다.
AAA의 일관된 유도 속도 외에도이 프로토콜은 낮은 비용과 짧은 작동 시간의 이점을 소유하고 있습니다. 이 프로토콜에 사용되는 수술 재료는 모두 저렴한 비용으로 쉽게 얻을 수 있습니다. 이 프로토콜의 평균 작동 시간은 30분의 PPE 인큐베이션을 포함하여 50분이다. 이러한 장점은 많은 동물 연구의 더 쉬운 수행을 허용하여보다 실질적인 통계적 힘과 재현성에 기여할 것입니다.
복부 대동맥의 노출은이 프로토콜에서 가장 중요한 단계입니다. 엘라스타제가 대동맥의 내측 층에 침투 할 수있는 더 나은 기회를 가질 수 있도록 복부 대동맥과 IVC를 둘러싸고있는 혈관 외피에서 결합 조직을 제거하는 것이 필수적입니다. 그러나 이러한 결합 조직을 완전히 제거하는 것은 시간이 많이 걸리고 근본적인 대동맥과 IVC를 손상시킬 위험이 있습니다. 이것은 대부분의 외과 적 사망률이 발생하는 단계입니다. IVC 또는 대동맥이 손상된 경우, 대부분의 동물은 수술 후 지속적인 출혈로 인해 수술에서 생존하더라도 다음 48 시간 동안 생존하지 못할 것입니다. 이러한 이유로, 대동맥을 최대한 노출시키는 것과 큰 선박을 손상시키지 않는 것 사이의 섬세한 균형은 숙고해야합니다. 혈관 외피에 소량의 결합 조직을 남겨두면 AAA의 발생에 영향을 미치지 않고 수술 전 사망률을 크게 줄일 수 있습니다. 따라서 복부 대동맥에 노출되기 위해 대동맥과 IVC를 덮고있는 결합 조직을 완전히 제거하는 것은 권장하지 않습니다. 그럼에도 불구하고 복부 대동맥과 인접한 결합 조직으로부터의 IVC 해부 중에 극도의주의를 기울여야합니다.
해부학적으로, 복부 대동맥과 IVC는 얇은 근막층을 통해 밀접하게 부착되고 동일한 혈관 외피에 함께 함유되어 있습니다. 정맥 혈전증과 같은 일부 실험 모델은 인접한 IVC로부터 대동맥을 분리해야 할 수도 있습니다. 그러나, 엘라스타아제 유도 AAA 모델(23)에서는 그렇게 할 필요가 없다. 일부는 대동맥이 IVC 바로 위에 오도록 혈관 시스를 시계 방향으로 회전시키는 것을 선호 할 수 있으며, 엘라스타제는 대동맥에 직접 적용될 수 있습니다. 아래의 면봉이 엘라스타제로 포화되어 있기 때문에 이것은 불필요하며, 대동맥은 IVC와의 해부학 적 관계에 관계없이 엘라스타제에 지속적으로 노출됩니다. 대동맥과 IVC의 뒷면은 포셉을 통해 기본 근육과 적절하게 분리되는 것이 좋습니다. 이 단계에서 해부가 충분히 광범위하지 않은 경우, 스트라이프 및 면봉의 주변 근막과 근육에 의해 장력이 생성되어 엘라스타제의 비틀림과 비효율적 인 흡광도가 발생합니다.
이 프로토콜의 한 가지 한계는 유도된 AAA의 최종 형태이다. 대동맥에 떨어 뜨릴 때, 일부 엘라스타아제는 면봉으로 감싸지 않은 대동맥의 다른 부분으로 흐를 수밖에 없습니다. 또한, 소량이라도 해부로 인한 인근 출혈은 30 분 잠복기 동안 엘라스타제를 면봉에서 다른 대동맥 세그먼트로 씻어 낼 수 있습니다. 이들은 대동맥의 다른 세그먼트를 관통하는 엘라스타제를 유도할 것이고, 따라서 면봉에 의해 감싸인 세그먼트에 한정되지 않고 복부 대동맥의 내측 층의 붕괴 및 팽창을 야기할 것이다. 결과적으로, 초점 팽창으로 인한 fusiform 모양의 동맥류를 나타내는 대신, 일부 동물은 복부 대동맥의 긴 부분의 일반적인 팽창을 보여줍니다. 그러나, 대동맥의 지속적인 팽창을 갖는 이들 동물에서 최대 대동맥 직경은 대조군과 비교했을 때 여전히 50% 이상의 증가를 나타낸다. 한편, 복부 대동맥의 지속적인 팽창과 초점 팽창을 나타내는 동물 사이에서 최대 대동맥 직경의 차이가 관찰되지 않으며, 이는 동맥류의 모양이이 경우 성공적인 AAA 유도 나 실제 AAA 크기의 지표가 아님을 시사합니다.
이 프로토콜의 또 다른 한계는이 방법을 더 큰 동물에 적용하는 것입니다. 국소 엘라스타제-유도된 AAA 모델은 래트와 같은 다른 작은 동물에 쉽게 적용되어야 한다. 그러나, 엘라스타제 단독으로는 돼지나 영장류와 같은 더 큰 동물이 일관된 AAA 표현형을 유도하기에 충분하지 않을 수 있다. 예를 들어, Marinov et al.은 돼지에서 엘라스타제 단독으로는 엘라스틴 붕괴를 포함한 일부 조직학적 변화를 일으킬 수 있지만 일관된 동맥류(24)를 유도할 수 없다고 보고하였다. Shannon A et al.은 엘라스타제에 의해 유도된 인프레레날 AAA의 돼지 모델을 보고하였다. 그러나, 대동맥25의 상당한 내구성을 감안할 때 풍선 혈관성형술, 관류, 국소 엘라스타제 및 BAPN (콜라겐 가교결합을 방지하는 리실 옥시다제 억제제)을 함유하는 식이요법의 조합이 필요하다. 따라서, 표준화된 엘라스타제-유도된 AAA 프로토콜의 적용은 마우스와 더 큰 동물 사이의 대동맥의 크기 및 내구성의 차이, 기술적 과제, 및 잠재적으로 높은 비용으로 인해 여전히 상당히 어려운 것으로 보인다.
요약하면, 몇 가지 한계에도 불구하고, AAA는 이러한 표준화된 프로토콜에서 수컷 및 암컷 마우스 둘 다에서 일관되게 유도될 수 있다. 엘라스타아제-유도된 AAA 모델을 이용한 AAA 연구의 일관성 및 재현성은 이러한 표준 수술 절차를 확립함으로써 상당히 향상될 것으로 기대된다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
저자는 공개 할 것이 없습니다.
Acknowledgments
우리는 동물 먹이와 번식에 도움을 주신 미시간 대학의 실험실 동물 의학 부서에 감사드립니다. 본 연구는 NIH RO1 HL138139, NIH RO1 HL153710 내지 J. Zhang, NIH RO1 HL109946, Y.E. Chen에게 RO1 HL134569, G. Zhao에게 미국 심장 협회 보조금 20POST35110064에 의해 지원된다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-0 non-absorbable monofilament suture | Pro Advantage | P420697 | |
| Carprofen | Zoetis Inc. | NDC: 54771-8507 | |
| Chow Diet | LabDiet | 3005659-220 | PicoLab 5L0D |
| Cotton Applicator | Dynarex | 4303 | |
| Cotton Pad | Rael | UPC: 810027130969 | |
| GraphPad Prism 8 | GraphPad Software Inc. | Version 8.4.3 | |
| Grarfe Forceps | Fine Science Tools | 11051-10 | |
| Halsted Mosquito Hemostats | Fine Science Tools | 13009-12 | |
| Ketamine | Par Pharmaceutical | NDC: 42023-0115-10 | |
| Nitrile gloves | Fisherbrand | 19-130-1597 | |
| Penicillin-Streptomycin | Thermo Fisher | 15140122 | |
| Porcine pancreatic elastase | Sigma-Aldrich | E1250-100MG | |
| Scissors | Fine Science Tools | 14068-12 | |
| Sterile 0.9% saline solution | Baxter | 2B1324X | |
| Xylazine | Akorn | NDC: 59399-110-20 |
References
- Kent, K. C. Clinical practice: Abdominal aortic aneurysms. The New England Journal of Medicine. 371 (22), 2101-2108 (2014).
- Karthikesalingam, A., et al. Mortality from ruptured abdominal aortic aneurysms: Clinical lessons from a comparison of outcomes in England and the USA. Lancet. 383 (9921), 963-969 (2014).
- Noel, A. A., et al. Ruptured abdominal aortic aneurysms: The excessive mortality rate of conventional repair. Journal of Vascular Surgery. 34 (1), 41-46 (2001).
- Lederle, F. A., et al. Rupture rate of large abdominal aortic aneurysms in patients refusing or unfit for elective repair. JAMA. 287 (22), 2968-2972 (2002).
- Kochanek, K. D., Xu, J., Murphy, S. L., Minino, A. M., Kung, H. C. Deaths: Final data for 2009. National Vital Statistics Reports. 60 (3), 1 (2011).
- Daugherty, A., Cassis, L. A. Mechanisms of abdominal aortic aneurysm formation. Current Atherosclerosis Reports. 4 (3), 222-227 (2002).
- Quintana, R. A., Taylor, W. R. Cellular mechanisms of aortic aneurysm formation. Circulation Research. 124 (4), 607-618 (2019).
- Kuivaniemi, H., Ryer, E. J., Elmore, J. R., Tromp, G. Understanding the pathogenesis of abdominal aortic aneurysms. Expert Review of Cardiovascular Therapy. 13 (9), 975-987 (2015).
- Trollope, A., Moxon, J. V., Moran, C. S., Golledge, J. Animal models of abdominal aortic aneurysm and their role in furthering management of human disease. Cardiovascular Pathology. 20 (2), 114-123 (2011).
- Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysms development. Physiological Research. 66 (6), 899-915 (2017).
- Senemaud, J., et al. Translational relevance and recent advances of animal models of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 37 (3), 401-410 (2017).
- Lysgaard Poulsen, J., Stubbe, J., Lindholt, J. S. Animal models used to explore abdominal aortic aneurysms: A systematic review. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (4), 487-499 (2016).
- Tsui, J. C. Experimental models of abdominal aortic aneurysms. Open Cardiovascular Medicine Journal. 4, 221-230 (2010).
- Manning, M. W., Cassi, L. A., Huang, J., Szilvassy, S. J., Daugherty, A. Abdominal aortic aneurysms: Fresh insights from a novel animal model of the disease. Vascular Medicine. 7 (1), 45-54 (2002).
- Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. Journal of Surgical Research. 99 (2), 371-376 (2001).
- Allaire, E., Guettier, C., Bruneval, P., Plissonnier, D., Michel, J. B. Cell-free arterial grafts: Morphologic characteristics of aortic isografts, allografts, and xenografts in rats. Journal of Vascular Surgery. 19 (3), 446-456 (1994).
- Anidjar, S., et al.
- Sun, J., et al. Mast cells modulate the pathogenesis of elastase-induced abdominal aortic aneurysms in mice. Journal of Clinical Investigation. 117 (11), 3359-3368 (2007).
- Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
- Pyo, R., et al. Targeted gene disruption of matrix metalloproteinase-9 (gelatinase B) suppresses development of experimental abdominal aortic aneurysms. Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1641-1649 (2000).
- Tanaka, A., Hasegawa, T., Chen, Z., Okita, Y., Okada, K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. Journal of Vascular Surgery. 50 (6), 1423-1432 (2009).
- Busch, A., et al. Four surgical modifications to the classic elastase perfusion aneurysm model enable haemodynamic alterations and extended elastase perfusion. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 56 (1), 102-109 (2018).
- Liang, W., et al. KLF11 protects against venous thrombosis via suppressing tissue factor expression. Thrombosis and Haemostasis. , (2021).
- Marinov, G. R., et al. Can the infusion of elastase in the abdominal aorta of the Yucatan miniature swine consistently produce experimental aneurysms. Journal of Investigative Surgery. 10 (3), 129-150 (1997).
- Shannon, A. H., et al. Porcine model of infrarenal abdominal aortic aneurysm. Journal of Visualized Experiments. (153), e60169 (2019).
