Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Immunology and Infection

Tratamiento antirretroviral combinado oral en ratones humanizados infectados con VIH-1

Published: October 6, 2022 doi: 10.3791/63696

Summary

Este protocolo describe un método novedoso para administrar medicamentos antirretrovirales combinados orales que suprimen con éxito la replicación del ARN del VIH-1 en ratones humanizados.

Abstract

La pandemia del virus de inmunodeficiencia humana (VIH-1) continúa propagándose sin cesar en todo el mundo, y actualmente no hay ninguna vacuna disponible contra el VIH. Aunque la terapia antirretroviral combinada (cART) ha tenido éxito en la supresión de la replicación viral, no puede erradicar completamente el reservorio de individuos infectados por el VIH. Una estrategia de curación segura y eficaz para la infección por VIH requerirá métodos múltiples y, por lo tanto, los avances de los modelos animales para la infección por VIH-1 son fundamentales para el desarrollo de la investigación de la cura del VIH. Los ratones humanizados recapitulan las características clave de la infección por VIH-1. El modelo de ratón humanizado puede ser infectado por VIH-1 y la replicación viral puede controlarse con regímenes de cART. Además, la interrupción del cART resulta en un rápido rebote viral en ratones humanizados. Sin embargo, la administración de cART al animal puede ser ineficaz, difícil o tóxica, y muchos regímenes de cART clínicamente relevantes no pueden utilizarse de manera óptima. Además de ser potencialmente inseguro para los investigadores, la administración de cART mediante un procedimiento de inyección diaria intensiva comúnmente utilizado induce estrés por la restricción física del animal. El nuevo método oral de cART para tratar ratones humanizados infectados con VIH-1 descrito en este artículo resultó en la supresión de la viremia por debajo del nivel de detección, una mayor tasa de restauración de CD4 + y una mejor salud general en ratones humanizados infectados con VIH-1.

Introduction

La esperanza de vida de los individuos infectados por el virus de la inmunodeficiencia humana crónica (VIH) ha mejorado significativamente con el tratamiento antirretroviral combinado (TARV)1,2. El cART reduce con éxito la replicación del VIH-1 y aumenta el recuento de células T CD4+ a la normalidad en la mayoría de los participantes infectados crónicamente por VIH-13, lo que resulta en una mejor salud general y una reducción drástica de la progresión de la enfermedad4. Sin embargo, el reservorio latente del VIH-1 se establece incluso cuando el TAR se inicia durante la infección aguda 5,6,7. Los reservorios persisten durante años durante el TAR y el rápido rebote viral después de la interrupción del TAR está bien documentado 8,9. Las personas que viven con VIH en tratamiento antirretroviral también están predispuestas a un mayor riesgo de comorbilidades como enfermedades cardiovasculares, cáncer y trastornos neurológicos10,11,12. Por lo tanto, se necesita una cura funcional para el VIH. Los modelos animales para la infección por VIH-1 ofrecen ventajas obvias en el desarrollo y validación de nuevas estrategias de curación del VIH13,14,15. Los ratones humanizados, como modelo animal pequeño, pueden proporcionar la reconstitución de células inmunes humanas multilinaje en diferentes tejidos, lo que permite el estudio detallado de la infección por VIH16,17,18,19. Entre los modelos humanizados, el modelo humanizado de médula ósea-hígado-timo (BLT) recapitula con éxito la infección crónica por VIH-1, así como las respuestas inmunes humanas funcionales a la infección por VIH-1 20,21,22,23,24. Por lo tanto, el modelo de ratón BLT humanizado se ha utilizado ampliamente para investigar diversos aspectos en el campo de la investigación del VIH. Los ratones BLT humanizados no solo son modelos bien establecidos para la recapitulación de la infección persistente por VIH-1 y la patogénesis, sino también herramientas consecuentes para la evaluación de estrategias de intervención basadas en la terapia celular. Los autores actuales y otros han demostrado que el modelo humanizado de ratones BLT recapitula la infección persistente por VIH-1 y la patogénesis 25,26,27 y proporciona herramientas para evaluar las estrategias de intervención basadas en la terapia celular 28,29,30,31,32,33.

Los regímenes de cART que consisten en combinaciones de medicamentos antirretrovirales que se toman diariamente suprimen la replicación del VIH-1 hasta el punto de que la carga viral en individuos tratados con éxito permanece indetectable a largo plazo34. Los resultados del tratamiento de ratones humanizados infectados por el VIH con regímenes de TAR clínicamente relevantes se asemejan a los observados en individuos tratados con TAR infectados por VIH-122: los niveles de VIH-1 se suprimen por debajo de los límites de detección y la interrupción de los resultados de cART en un rebote de la replicación del VIH desde el reservorio latente35. La inyección subcutánea (SC)27,36,37 o intraperitoneal (IP)37,38,39 es la vía comúnmente utilizada para el tratamiento del TAR cART en ratones humanizados. Sin embargo, la inyección diaria intensiva induce estrés a los animales por restricción física40. También requiere mucha mano de obra y es potencialmente inseguro para los investigadores debido a una mayor exposición al VIH mientras se usan objetos punzantes. La administración oral es ideal para imitar la absorción, distribución y excreción de los fármacos antirretrovirales que toman las personas infectadas por el VIH-1. La administración oral generalmente implica procedimientos personalizados y a menudo laboriosos para poner los medicamentos antirretrovirales en alimentos esterilizados (necesarios debido a la inmunodeficiencia de los ratones) 24,37,41 o agua 42,43,44,45,46 , que puede o no ser químicamente compatible con muchos medicamentos antirretrovirales, o resultar en algo que los ratones no comerían o beberían fácilmente (lo que afectaría la dosis y los niveles de medicamentos en el cuerpo). El novedoso método de administración de cART peroral propuesto aquí supera los intentos de administración anteriores debido a su compatibilidad con diferentes tipos de medicamentos antirretrovirales, seguridad y facilidad de preparación y administración, y reducción del estrés y la ansiedad de los animales como resultado de la inyección diaria.

Tenofovir disoproxil fumarato (TDF), Elvitegravir (ELV) y Raltegravir (RAL) son fármacos poco solubles en agua. Curiosamente, se observa una mayor biodisponibilidad de TDF con alimentos grasos, lo que sugiere que la inhibición competitiva de las lipasas por los alimentos grasos puede proporcionar cierta protección para TDF47. Por lo tanto, las tazas DietGel Boost fueron seleccionadas para reemplazar la comida regular para roedores como método de administración en función de su modesto contenido de grasa (20,3 g por 100 g) en comparación con la comida regular para roedores (10 g por 100 g) y una dieta típica alta en grasas para ratones (40-60 g por 100 g)48. El peso total de una taza es de 75 g; Por lo tanto, cada taza contendrá la cantidad de alimento y, por lo tanto, medicamento, suficiente para cinco ratones durante 3 días.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

El tejido fetal humano anónimo fue adquirido comercialmente. La investigación con animales se llevó a cabo de acuerdo con los protocolos aprobados por la Universidad de California, Los Ángeles y el Comité de Investigación Animal (ARC) (UCLA) de acuerdo con todas las pautas federales, estatales y locales. Específicamente, todos los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las recomendaciones y pautas para el alojamiento y cuidado de animales de laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) y la Asociación para la Evaluación y Acreditación del Cuidado de Animales de Laboratorio (AALAC) Internacional bajo el Protocolo ARC de UCLA Número 2010-038-02B. Todas las cirugías se realizaron bajo ketamina (100 mg/kg)/xilazina (5 mg/kg) y anestesia con isoflurano (2-3 vol%) y se hicieron todos los esfuerzos para minimizar el dolor y las molestias de los animales.

1. Ratones humanizados infectados con VIH-1

NOTA: Los ratones humanizados se construyeron como se describió previamente en30,31,49. El protocolo se describe brevemente a continuación.

  1. Purificar las células progenitoras hematopoyéticas CD34+ del hígado fetal humano a través de microperlas anti-CD34 de acuerdo con el protocolo del fabricante.
  2. Anestesiar ratones machos y hembras de 6-8 semanas de edad NOD/SCID/IL2Rγ−/− (NSG) y irradiar subletalmente (2.7 Gy) antes de la cirugía.
  3. Implante el timo, derivado del mismo donante que el hígado fetal, debajo de la cápsula renal junto con el hígado.
  4. Después de la implantación, inyecte ratones con 0,5 millones a un millón de células CD34 +, por vía intravenosa.
  5. Después de 8-10 semanas, recoger 100 μL de sangre de ratón a través de sangrado retroorbitario50 en tubos de microcentrífuga que contengan 5 μL de EDTA y centrifugar a 350 x g durante 3 min.
  6. Almacene el plasma a -80 °C para controlar la carga viral después de que el ratón haya sido infectado con el VIH-1. Agregue 2 ml de solución de NH4C al 83% e incube durante 5 minutos a temperatura ambiente para lisar los glóbulos rojos.
  7. Agregue 10 ml de RPMI con 10% de suero fetal bovino (FBS) para detener la lisis. Girar a 300 x g durante 5 min.
  8. Aspirar sobrenadante. Teñir las células con panel de anticuerpos (ver Tabla de materiales) y analizar por citometría de flujo para verificar el injerto de células inmunes humanas.
  9. Infectar ratones que exhiben más del 50% de células CD45+ circulantes mediante inyección de vena retroorbitaria51,52 con al menos 200 ng de p24 de una cepa de VIH-1 (es decir, NFNSXSL9 30,53,54) utilizando una jeringa de insulina. Recolectar sangre quincenalmente para el análisis de citometría de flujo y para medir la carga viral.

2. Preparación de medicamentos antirretrovirales

  1. Pesar medicamentos individuales; por ejemplo, para hacer 10 tazas de comida con cART, use raspadores de células estériles para pesar 250 mg de FTC (emtricitabina), 375 mg de TDF y 500 mg de RAL o ELV en tubos centrífugos estériles individuales de 15 ml en un gabinete de bioseguridad.
  2. Agregue 1 ml de DMSO en un tubo FTC de 250 mg (concentración final de 250 mg / ml), agregue 1.5 ml de DMSO en un tubo TDF de 375 mg (concentración final de 250 mg / ml) y agregue 1 ml de DMSO en un tubo RAL o ELV de 500 mg (concentración final de 500 mg / ml). Revuelva o pipete la mezcla del fármaco hasta que se disuelva completamente y se obtenga una solución transparente.
  3. Utilice un filtro de membrana de PVDF hidrófilo de 0,22 μM de tamaño de poro para esterilizar soluciones con una jeringa estéril. Las soluciones farmacológicas individuales pueden conservarse a -20 °C durante 12 semanas.
  4. Cuando esté listo para usar, descongelar una alícuota de cada solución farmacológica a 37 °C hasta que la solución se aclare. Mezclar bien con una pipeta.
  5. Combine los medicamentos y mezcle bien para formar la mezcla maestra: 1 ml de FTC en DMSO, 1.5 ml de TDF en DMSO y 1 ml de ELV o RAL en DMSO.
    NOTA: Esta cantidad hará 10 tazas de comida.
  6. Agregue 350 μL de solución de mezcla maestra cART en una taza para hacer una taza DietGel Boost cART.
  7. Agregue 0.75 ml de trimetoprima-sulfametoxazol (concentración final de 0.48 mg/ml) en la taza.
  8. Revuelva bien con puntas de pipeta estéril de 1 ml.
  9. Alícuota la taza de comida que contiene cART de la taza original con una micro espátula en una placa de Petri de 60 mm según sea necesario. Pese la comida en una balanza para calcular la cantidad de taza de comida que contiene cART para cada jaula de acuerdo con el número de ratones.

3. Administración de medicamentos antirretrovirales a ratones infectados con VIH-1

  1. Retire la comida regular de la jaula y reemplácela con una taza de comida que contenga cART.
    NOTA: En promedio, un ratón comerá hasta 5 g de comida por día. Se puede administrar aproximadamente una taza de alimento a cinco ratones durante 2 días.
  2. Refresque los alimentos cART tres veces por semana.
  3. Pese las tazas usadas para controlar la ingesta. Pesar los ratones semanalmente para confirmar el consumo.

4. Monitorizar la carga viral mediante PCR en tiempo real

  1. Evaluar las células inmunes humanas (niveles de células T CD4 y CD8) y la replicación del VIH-1 en ratones BLT cada 2 semanas por sangrado retroorbitario. Recolecte plasma siguiendo las instrucciones de los pasos 1.5-1.8.
  2. Monitorear las cargas virales plasmáticas de ratones infectados con VIH-1 antes y durante la administración oral de cART durante 8 semanas. Extraiga ARN viral plasmático del plasma utilizando un kit de extracción de ARN viral y cuantifíquelo por PCR en tiempo real utilizando los cebadores y sondas (ver Tabla de materiales) como se describió anteriormente 27,30,31. Utilice el siguiente protocolo de ciclismo: 48 °C (15 min), 95 °C (10 min), luego ciclismo 95 °C (15 s), 60 °C (1 min) durante 45 ciclos.

5. Evaluar las proporciones CD4/CD8 mediante citometría de flujo

  1. Prepare suspensiones unicelulares de sangre periférica de hemorragias quincenales siguiendo los pasos 1.5-1.8.
  2. Teñir células con marcadores de superficie y analizar por citometría de flujo. Utilice los siguientes marcadores de superficie anticuerpos 27,30,43,49 en citometría de flujo: CD45 (clon HI30), CD8 (clon SK1), CD3 (clon OKT3), CD4 (clon RPA-T4)27,30,42,49.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Suponiendo que un ratón promedio que pesa 25 g consume 4 g de alimento por día, la dosis diaria del fármaco a través de la ingesta oral corresponde a 2,88 mg / kg TFV, 83 mg / kg FTC y 768 mg / kg RAL. Para probar si el régimen alimenticio optimizado es tóxico e influye en la salud general en comparación con la inyección diaria de cART, el peso de los ratones se controló semanalmente antes y durante el cART mediante inyección oral o subcutánea. No hubo diferencias significativas de peso antes de la administración de cART en cada grupo (Figura 1). Sin embargo, el peso del ratón disminuyó continuamente durante la inyección diaria de cART SC. Por el contrario, FTC/TDF/ELV o FTC/TDF/RAL en DietGel restauraron los pesos de ratón a los niveles de iniciación previos al TAR después de 5 semanas de administración oral de cART. Además, no se observaron cambios significativos de peso entre los grupos de Raltegravir o Elvitegravir.

Para probar si la administración oral de cART suprime la carga viral tan eficazmente como una inyección diaria, se evaluaron las cargas virales plasmáticas quincenales mediante RT-PCR. La Figura 2 muestra que el régimen alimenticio FTC / TDF / ELV ART suprimió 100% eficientemente la replicación viral a niveles indetectables dentro de las 4 semanas; El régimen alimenticio FTC / TDF / RAL ART puede suprimir el 80% de los ratones a niveles indetectables dentro de las 4 semanas, mientras que solo el 70% de los ratones que recibieron la inyección SC alcanzaron niveles indetectables después de 4 semanas de tratamiento. Los resultados demostraron que la administración oral suprime la replicación viral más rápida y eficientemente que la inyección SC. Además, el régimen alimenticio de cART evitó la disminución adicional de las proporciones CD4 / CD8 en la sangre periférica antes de la inyección diaria SC (Figura 3). Estos resultados sugirieron que el régimen de cART oral propuesto puede suprimir con éxito la viremia plasmática por debajo del nivel de detección, restaurar rápidamente los niveles de células T CD4 y mejorar la salud general de los animales en ratones humanizados infectados con VIH-1.

Figure 1
Figura 1: El peso corporal del ratón cambia antes y durante el tratamiento con cART después de la infección por VIH-1 en diferentes grupos. Los ratones humanizados fueron infectados con el VIHNFNSXSL9 después de la reconstitución inmune. Después de 4 semanas de infección por VIH-1, los ratones fueron tratados durante otras 7,5 semanas con régimen FTC/TDF/RAL mediante inyección subcutánea (SC), o mediante administración oral de FTC/TDF/RAL o FTC/TDF/ELV. El peso corporal del ratón se midió a partir de 1 semana antes de la infección por VIH. Todas las comparaciones estadísticas se realizaron mediante la prueba de Mann-Whitney, media del grupo informante (± E.E.). Las estrellas de asterisco verde muestran diferencias estadísticas entre el grupo oral alimentario FTC/TDF/ELV y el grupo de inyección FTC/TDF/RAL SC. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001. n=6-7 en cada grupo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: La administración oral de cART en alimentos muestra una supresión viral más rápida. Como se describe en la Figura 1, los ratones no fueron tratados o tratados con régimen FTC/TDF/RAL mediante inyección subcutánea y mediante la administración oral de regímenes alimenticios simulados, FTC/TDF/RAL o FTC/TDF/ELV durante otras 7,5 semanas. (A) Carga viral plasmática a lo largo del tiempo después de la infección por VIH-1 en diferentes grupos. (B) Resumen de la carga viral a lo largo del tiempo después de la infección por VIH-1 en diferentes grupos, informando la media geométrica del grupo con un intervalo de confianza (IC) del 95%. Las flechas negras indican el momento del inicio del TAR cART para los grupos tratados con cART. (C) Análisis de supervivencia del tiempo posterior al tratamiento con TAR cT a carga viral indetectable para cada grupo. n= 6-7 en cada grupo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Las administraciones orales de alimentos antirretrovirales muestran una restauración más rápida de la relación CD4/CD8. Relación CD4/CD8 en sangre periférica a lo largo del tiempo después de la infección por VIH-1 para cada grupo. Todas las comparaciones estadísticas se realizaron mediante la prueba de Mann-Whitney, que informaba la media del grupo (± S.E.). Las estrellas de asterisco rojo muestran diferencias estadísticas entre el grupo oral alimentario FTC/TDF/RAL y el grupo de inyección FTC/TDF/RAL SC. *P < 0,05. n=6-7 en cada grupo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Aquí se desarrolla un método de administración oral de cART para ratones humanizados infectados con VIH-1 mediante la combinación de tres medicamentos antirretrovirales dentro de alimentos ricos en nutrientes. En comparación con la administración por inyecciones diarias, la administración oral es más fácil de usar, limita la frecuencia de administración, reduce el manejo de animales, minimiza el estrés y mejora la seguridad55. Hasta este momento, sólo unos pocos estudios en ratones humanizados 24,37,41 han utilizado pellets de alimentos que contienen medicamentos ART triturados para tratar ratones. Sin embargo, este método es difícil de aplicar ampliamente debido al acceso limitado a la fabricación de pellets especiales para alimentos. Otros estudios 42,43,44,45,46 han utilizado agua potable como un sistema de administración de cART. Sin embargo, la composición de un medicamento en el agua potable puede alterar la estabilidad, pureza o incluso la potencia de los ingredientes activos. Además, muchos medicamentos antirretrovirales, incluidos TDF, RAL y ELV, son poco solubles en agua. Los estudios han demostrado que la biodisponibilidad oral de TDF aumentó 40% después de una comida alta en grasas56, lo que sugiere que la inhibición competitiva de las lipasas por los alimentos puede proporcionar cierta protección para TDF57. DietGel Boost es un complemento alimenticio que proporciona productos de hidratación, nutrición y enriquecimiento que mejoran el bienestar general de los animales de investigación58. El gel fortificado con nutrientes consiste en 25% -30% de agua pura con carbohidratos, proteínas, grasas, minerales y electrolitos añadidos, y está certificado libre de fitoestrógenos y nitrosaminas58. Proporciona una alternativa económica, eficaz y eficiente en mano de obra a las dietas de puré58. Dado que el 20,3% de la grasa total se incluyó en la taza Boost, proponemos que los altos niveles de nutrientes pueden disolver mejor el TDF y, por lo tanto, aumentar su biodisponibilidad oral. Por lo tanto, se utilizó una suspensión de alimentos con alto contenido de nutrientes para administrar los medicamentos cART para imitar la administración peroral de medicamentos cART que las personas infectadas por el VIH-1 usan actualmente.

Los ratones tienen un metabolismo más alto que los humanos, y por lo tanto, la dosis de los distintos compuestos fue convertida y utilizada por una fórmula como se describe en la referencia59. Las dosis humanas de 0,4 mg (dosis total) de RAL, 0,1 mg (dosis total) de FTC y 2,14 mg (dosis total) de TDF se convirtieron sobre la base del factor de corrección (Km, estimado dividiendo el peso corporal medio (kg) de la especie por su superficie corporal (m2)) para estimar los valores de dosis equivalentes de ratón de 37 (Km) y 3 (Km) para humanos y ratones59, respectivamente. Teniendo en cuenta la solubilidad relativamente baja de TDF, RAL y ELV en agua, DMSO se utilizó aquí como disolvente para fármacos cART. La concentración final de DMSO contenida en el alimento oral cART es 0.0059% (v / v). La concentración de DMSO es muy baja y relativamente segura como disolvente farmacológico60,61,62,63. Es importante destacar que no se observó pérdida de pelaje ni cambios de comportamiento en ratones en estos estudios.

El procedimiento descrito anteriormente es un método de administración de cART altamente robusto y repetible para tratar ratones humanizados infectados con VIH-1. Este protocolo se puede seguir fácilmente. Los pasos críticos en el protocolo son 1) mantener estéril todo el proceso de cualquier material involucrado en el protocolo relacionado con el alimento DietGel considerando la inmunodeficiencia de los ratones humanizados, y 2) evitar múltiples soluciones de descongelación / congelación de cART y alícuotas de cART adecuadamente de acuerdo con el número de ratones y grupos. Los datos sugieren que la administración oral de tres fármacos cART (TDF, FTC y RAL o ELV) premezclados dentro de la taza de alimentos suprime eficientemente la replicación del VIH-1 y reduce la carga viral en el plasma a niveles indetectables dentro de las 4 semanas de tratamiento. La administración oral de alimentos cART no solo evitó una mayor disminución de las células T CD4, sino que también resultó en un aumento del porcentaje de células T CD4 en la sangre periférica. Además, el método de administración oral de cART restauró el peso del ratón más rápido que la inyección diaria y mejoró la salud general.

Es importante destacar que este método eliminó el riesgo de exposición del investigador a objetos punzantes durante la inyección diaria de medicamentos cART en ratones humanizados infectados con VIH-1. El método propuesto que suprime con éxito la replicación del ARN del VIH-1 en ratones humanizados será muy valioso para los estudios preclínicos de prueba de concepto para desarrollar nuevos tratamientos de curación que imiten de cerca la administración de fármacos en individuos infectados crónicos por VIH-1 tratados con cART.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

SK es fundador de CDR3 Inc. Los autores restantes declaran que la investigación se realizó en ausencia de cualquier relación comercial o financiera que pudiera interpretarse como un posible conflicto de intereses.

Acknowledgments

Nos gustaría agradecer a los doctores Romas Geleziunas y Jeff Murry y a la gente de Gilead por proporcionar los medicamentos antirretrovirales utilizados en este estudio. Este trabajo fue financiado por NCI 1R01CA239261-01 (a Kitchen), NIH Grants P30AI28697 (UCLA CFAR Virology Core, Gene and Cell Therapy Core y Humanized Mouse Core), U19AI149504 (PIs: Kitchen & Chen), CIRM DISC2-10748, NIDA R01DA-52841 (a Zhen), NIAID R2120200174 (PIs: Xie & Zhen), IRACDA K12 GM106996 (Carrillo). Este trabajo también fue apoyado por el Instituto del SIDA de UCLA, el James B. Pendleton Charitable Trust y la Fundación de la Familia McCarthy.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
60 mm petri dish Thermo Scientific Nunc 150288 For aliquoting ART food
APC anti-human CD8 Antibody Biolegend 344722 For flow cytometry
BD LSRFortessa BD biosciences For flow data collection
CD34 microbeads Miltenyi Biotec 130-046-702 For NSG-BLT mice generation
Centrifuge tubes Falcon 14-432-22 For dissolving ART
DietGel Boost ClearH2O 72-04-5022 For making ART food
Elvitegravir Gilead Gifted from Gilead
Emtricitabine Gilead Gifted from Gilead
FITC anti-human CD3 Antibody Biolegend 317306 For flow cytometry
Flowjo software FlowJo For flow cytometry data analysis
HIV-1 forward primer: 5′-CAATGGCAGCAATTTCACCA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 probe: 5′-[6-FAM]CCCACCAACAGGCGGCCT
TAACTG [Tamra-Q]-3′;
IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 reverse primer: 5′-GAATGCCAAATTCCTGCTTGA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
Human fetal tissue Advanced Bioscience Resources, Inc
Mice, strain NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ The Jackson Laboratory 5557 For constructing the humanized mice
Pacific Blue anti-human CD45 Biolegend 304022 For flow cytometry
PerCP anti-human CD4 Antibody Biolegend 300528 For flow cytometry
QIAamp Viral RNA Kits Qiagen  52904 For measuring viral load
Raltegravir Merck Gifted from Merck
Sterile cell scrapers Thermo Scientific 179693 For aliquoting ART food
TaqMan RNA-To-Ct 1-Step Kit Applied Biosystems 4392653 For plasma viral load detection
Tenofovir disoproxil fumarate Gilead Gifted from Gilead
Trimethoprim-Sulfamethoxazole Pharmaceutical Associates NDC 0121-0854-16 For keeping ART food sterile. Each 5mL teaspoon contains
200 mg Sulfamethoxazole, USP
40 mg Trimethoprim, USP
NMT 0.5% Alcohol

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Antiretroviral Therapy Cohort Collaboration. Life expectancy of individuals on combination antiretroviral therapy in high-income countries: a collaborative analysis of 14 cohort studies. Lancet. 372 (9635), 293-299 (2008).
  2. May, M. T., et al. Impact on life expectancy of HIV-1 positive individuals of CD4+ cell count and viral load response to antiretroviral therapy. AIDS. 28 (8), 1193-1202 (2014).
  3. Autran, B., et al. Positive effects of combined antiretroviral therapy on CD4+ T cell homeostasis and function in advanced HIV disease. Science. 277 (5322), 112-116 (1997).
  4. Palella, F. J., et al. Declining morbidity and mortality among patients with advanced human immunodeficiency virus infection. HIV outpatient study investigators. The New England Journal of Medicine. 338 (13), 853-860 (1998).
  5. Finzi, D., et al. Identification of a reservoir for HIV-1 in patients on highly active antiretroviral therapy. Science. 278 (5341), 1295-1300 (1997).
  6. Ananworanich, J., Dube, K., Chomont, N. How does the timing of antiretroviral therapy initiation in acute infection affect HIV reservoirs. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (1), 18-28 (2015).
  7. Whitney, J. B., et al. Rapid seeding of the viral reservoir prior to SIV viraemia in rhesus monkeys. Nature. 512 (7512), 74-77 (2014).
  8. Siliciano, J. D., et al. Long-term follow-up studies confirm the stability of the latent reservoir for HIV-1 in resting CD4 T cells. Nature Medicine. 9 (6), 727-728 (2003).
  9. Chun, T. W., Moir, S., Fauci, A. S. HIV reservoirs as obstacles and opportunities for an HIV cure. Nature Immunology. 16 (6), 584-589 (2015).
  10. Brothers, T. D., et al. Frailty in people aging with human immunodeficiency virus (HIV) infection. Journal of Infectious Disease. 210 (8), 1170-1179 (2014).
  11. D. A. D. Study Group. Use of nucleoside reverse transcriptase inhibitors and risk of myocardial infarction in HIV-infected patients enrolled in the D:A:D study: a multi-cohort collaboration. Lancet. 371 (9622), 1417-1426 (2008).
  12. Schouten, J., et al. Cross-sectional comparison of the prevalence of age-associated comorbidities and their risk factors between HIV-infected and uninfected individuals: the AGEhIV cohort study. Clinical Infectious Diseases. 59 (12), 1787-1797 (2014).
  13. Policicchio, B. B., Pandrea, I., Apetrei, C. Animal models for HIV cure research. Frontiers in Immunology. 7, 12 (2016).
  14. Hessell, A. J., Haigwood, N. L. Animal models in HIV-1 protection and therapy. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (3), 170-176 (2015).
  15. Ambrose, Z., KewalRamani, V. N., Bieniasz, P. D., Hatziioannou, T. HIV/AIDS: in search of an animal model. Trends in Biotechnology. 25 (8), 333-337 (2007).
  16. Melkus, M. W., et al. Humanized mice mount specific adaptive and innate immune responses to EBV and TSST-1. Nature Medicine. 12 (11), 1316 (2006).
  17. Lan, P., Tonomura, N., Shimizu, A., Wang, S., Yang, Y. G. Reconstitution of a functional human immune system in immunodeficient mice through combined human fetal thymus/liver and CD34+ cell transplantation. Blood. 108 (2), 487-492 (2006).
  18. Wege, A. K., Melkus, M. W., Denton, P. W., Estes, J. D., Garcia, J. V. Functional and phenotypic characterization of the humanized BLT mouse model. Current Topics in Microbiology and Immunology. 324, 149-165 (2008).
  19. Garcia, J. V. In vivo platforms for analysis of HIV persistence and eradication. The Journal of Clinical Investigation. 126 (2), 424-431 (2016).
  20. Carrillo, M. A., Zhen, A., Kitchen, S. G. The use of the humanized mouse model in gene therapy and immunotherapy for HIV and cancer. Frontiers in Immunology. 9, 746 (2018).
  21. Abeynaike, S., Paust, S. Humanized mice for the evaluation of novel HIV-1 therapies. Frontiers in Immunology. 12, 636775 (2021).
  22. Marsden, M. D., Zack, J. A. Humanized mouse models for human immunodeficiency virus infection. Annual Review of Virology. 4 (1), 393-412 (2017).
  23. Brainard, D. M., et al. Induction of robust cellular and humoral virus-specific adaptive immune responses in human immunodeficiency virus-infected humanized BLT mice. Journal of Virology. 83 (14), 7305-7321 (2009).
  24. Nischang, M., et al. Humanized mice recapitulate key features of HIV-1 infection: a novel concept using long-acting anti-retroviral drugs for treating HIV-1. PLoS One. 7 (6), 38853 (2012).
  25. Garcia-Beltran, W. F., et al. Innate immune reconstitution in humanized bone marrow-liver-thymus (HuBLT) mice governs adaptive cellular immune function and responses to HIV-1 infection. Frontiers in Immunology. 12, 667393 (2021).
  26. Cheng, L., et al. Blocking type I interferon signaling enhances T cell recovery and reduces HIV-1 reservoirs. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 269-279 (2017).
  27. Zhen, A., et al. Targeting type I interferon-mediated activation restores immune function in chronic HIV infection. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 260-268 (2017).
  28. Khamaikawin, W., et al. Modeling anti-HIV-1 HSPC-based gene therapy in humanized mice previously infected with HIV-1. Molecular Therapy Methods & Clinical Development. 9, 23-32 (2018).
  29. Kitchen, S. G., et al. Engineering antigen-specific T cells from genetically modified human hematopoietic stem cells in immunodeficient mice. PLoS One. 4 (12), 8208 (2009).
  30. Zhen, A., et al. Robust CAR-T memory formation and function via hematopoietic stem cell delivery. PLoS Pathogens. 17 (4), 1009404 (2021).
  31. Zhen, A., et al. HIV-specific immunity derived from chimeric antigen receptor-engineered stem cells. Molecular Therapy. 23 (8), 1358-1367 (2015).
  32. Zhen, A., Kitchen, S. Stem-cell-based gene therapy for HIV infection. Viruses. 6 (1), 1-12 (2013).
  33. Mu, W., Carrillo, M. A., Kitchen, S. G. Engineering CAR T cells to target the hiv reservoir. Frontiers in Celluar and Infection Microbiology. 10, 410 (2020).
  34. Arts, E. J., Hazuda, D. J. HIV-1 antiretroviral drug therapy. Cold Spring Harbour Perspectives in Medicine. 2 (4), 007161 (2012).
  35. Denton, P. W., et al. Generation of HIV latency in humanized BLT mice. Journal of Virology. 86 (1), 630-634 (2012).
  36. Kovarova, M., et al. A long-acting formulation of the integrase inhibitor raltegravir protects humanized BLT mice from repeated high-dose vaginal HIV challenges. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 71 (6), 1586-1596 (2016).
  37. Lavender, K. J., et al. An advanced BLT-humanized mouse model for extended HIV-1 cure studies. AIDS. 32 (1), 1-10 (2018).
  38. Denton, P. W., et al. Targeted cytotoxic therapy kills persisting HIV infected cells during ART. PLoS Pathogens. 10 (1), 1003872 (2014).
  39. Marsden, M. D., et al. In vivo activation of latent HIV with a synthetic bryostatin analog effects both latent cell "kick" and "kill" in strategy for virus eradication. PLoS Pathogens. 13 (9), 1006575 (2017).
  40. Stuart, S. A., Robinson, E. S. Reducing the stress of drug administration: implications for the 3Rs. Science Report. 5, 14288 (2015).
  41. Halper-Stromberg, A., et al. Broadly neutralizing antibodies and viral inducers decrease rebound from HIV-1 latent reservoirs in humanized mice. Cell. 158 (5), 989-999 (2014).
  42. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics reduce systemic and gut inflammation in chronic treated HIV. PLoS Pathogens. 18 (1), 1010160 (2022).
  43. Mu, W., et al. Apolipoprotein A-I mimetics attenuate macrophage activation in chronic treated HIV. AIDS. 35 (4), 543-553 (2021).
  44. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics favorably impact cyclooxygenase 2 and bioactive lipids that may contribute to cardiometabolic syndrome in chronic treated HIV. Metabolism. 124, 154888 (2021).
  45. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational antiretroviral therapy. Journal of Virology. 92 (7), 02118 (2018).
  46. Llewellyn, G. N., et al. Humanized mouse model of HIV-1 latency with enrichment of latent virus in PD-1(+) and TIGIT(+) CD4 T cells. Journal of Virology. 93 (10), 02086 (2019).
  47. Kearney, B. P., Flaherty, J. F., Shah, J. Tenofovir disoproxil fumarate: clinical pharmacology and pharmacokinetics. Clinical Pharmacokinetics. 43 (9), 595-612 (2004).
  48. Speakman, J. R. Use of high-fat diets to study rodent obesity as a model of human obesity. International Journal of Obesity (Lond). 43 (8), 1491-1492 (2019).
  49. Zhen, A., et al. Stem-cell based engineered immunity against HIV infection in the humanized mouse model. Journal of Visualized Experiments. (113), e54048 (2016).
  50. Mopin, A., Driss, V., Brinster, C. A detailed protocol for characterizing the murine C1498 cell line and its associated leukemia mouse model. Journal of Visualized Experiments. (116), e54270 (2016).
  51. Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Animal (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
  52. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Animal (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
  53. Shimizu, S., et al. A highly efficient short hairpin RNA potently down-regulates CCR5 expression in systemic lymphoid organs in the hu-BLT mouse model. Blood. 115 (8), 1534-1544 (2010).
  54. Ladinsky, M. S., et al. Mechanisms of virus dissemination in bone marrow of HIV-1-infected humanized BLT mice. Elife. 8, 46916 (2019).
  55. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  56. Lamorde, M., et al. Effect of food on the steady-state pharmacokinetics of tenofovir and emtricitabine plus efavirenz in Ugandan adults. AIDS Research and Treatment. 2012, 105980 (2012).
  57. Watkins, M. E., et al. Development of a novel formulation that improves preclinical bioavailability of tenofovir disoproxil fumarate. Journal of Pharmaceutical Sciences. 106 (3), 906-919 (2017).
  58. Moccia, K. D., Olsen, C. H., Mitchell, J. M., Landauer, M. R. Evaluation of hydration and nutritional gels as supportive care after total-body irradiation in mice (Mus musculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (3), 323-328 (2010).
  59. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  60. Santos, N. C., Figueira-Coelho, J., Martins-Silva, J., Saldanha, C. Multidisciplinary utilization of dimethyl sulfoxide: pharmacological, cellular, and molecular aspects. Biochemical Pharmacology. 65 (7), 1035-1041 (2003).
  61. Kolb, K. H., Jaenicke, G., Kramer, M., Schulze, P. E. Absorption, distribution and elimination of labeled dimethyl sulfoxide in man and animals. Annals of the New York Academy of Sciences. 141 (1), 85-95 (1967).
  62. Yellowlees, P., Greenfield, C., McIntyre, N. Dimethylsulphoxide-incuded toxicity. Lancet. 2 (8202), 1004-1006 (1980).
  63. Swanson, B. N. Medical use of dimethyl sulfoxide (DMSO). Reviews in Clinical & Basic Pharmacology. 5 (1-2), 1-33 (1985).

Tags

Inmunología e infección Número 188
Tratamiento antirretroviral combinado oral en ratones humanizados infectados con VIH-1
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Mu, W., Zhen, A., Carrillo, M. A.,More

Mu, W., Zhen, A., Carrillo, M. A., Rezek, V., Martin, H., Lizarraga, M., Kitchen, S. Oral Combinational Antiretroviral Treatment in HIV-1 Infected Humanized Mice. J. Vis. Exp. (188), e63696, doi:10.3791/63696 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter