Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

שיטות לגידול ה-Ganaspis brasiliensis הטפילי, חומר הדברה ביולוגי מבטיח לסוזוקי דרוזופילה הפולשני

Published: June 2, 2022 doi: 10.3791/63898
Automatic Translation
1, 2, 2, 1,3, 4, 5, 4, 6, 1,3, 2
1Research and Innovation Centre, Fondazione Edmund Mach, 2Beneficial Insects Introduction Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture, 3Center for Agriculture, Food and Environment, University of Trento, 4Department of Environmental Science, Policy and Management, University of California Berkeley, 5Department of Agriculture, Food and Environment, University of Catania, 6Systematic Entomology Laboratory, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

Summary

Ganaspis brasiliensis - טפיל זחל של Drosophila suzukii (מזיק גידולי פירות פולש עולמי) - אושר או נחשב להכנסתו לאירופה ולארצות הברית להדברה ביולוגית של מזיק זה. מאמר זה מספק פרוטוקולים הן לגידול בקנה מידה קטן והן בקנה מידה גדול של טפיל זה.

Abstract

הדרוזופילה בעלת הכנפיים המנומרות, Drosophila suzukii (Matsumura) (דיפטרה: Drosophilidae) בעלת הכנפיים המנומרות, התבססה באופן נרחב ביבשת אמריקה, אירופה וחלקים מאפריקה בעשור האחרון, והפכה למזיק הרסני של פירות רכים שונים באזורים הפולשים אליה. הדברה ביולוגית, במיוחד באמצעות טפילים המנציחים את עצמם ומתמחים, צפויה להיות אפשרות בת קיימא לניהול בר קיימא בכל האזור של מזיק נייד ופוליפגוטי זה. גנאספיס ברזילינזיס איהרינג (שם מדעי: Hymenoptera: Figitidae) הוא טפיל זחלי הנפוץ באופן נרחב במזרח אסיה, ונמצא כאחד הטפילים היעילים ביותר של ד. סוזוקי.

לאחר הערכות קפדניות לפני ההקדמה של יעילותו וסיכוניו הפוטנציאליים שאינם ממוקדי מטרה, אחת הקבוצות הגנטיות הספציפיות יותר למארח של מין זה (G1 G. brasiliensis) אושרה לאחרונה להכנסתו ולשחרור שדה בארצות הברית ובאיטליה. קבוצה גנטית נוספת (G3 G. brasiliensis), שנמצאה גם היא בדרך כלל תוקפת את D. suzukii במזרח אסיה, עשויה להיחשב להכנסתה בעתיד הקרוב. כיום יש עניין עצום בגידול G. brasiliensis למחקר או בייצור המוני לשחרור שדה נגד D. suzukii. פרוטוקול זה ומאמר וידאו נלווה מתארים שיטות גידול יעילות עבור טפילות זו, הן בקנה מידה קטן למחקר והן בקנה מידה גדול לייצור המוני ולשחרור שדה. שיטות אלה עשויות להועיל למחקר ארוך טווח נוסף ולשימוש בטרזיטואיד זה שמקורו באסיה כסוכן הדברה ביולוגי מבטיח למזיק הפולשני העולמי הזה.

Introduction

ילידת מזרח אסיה, דרוזופילה בעלת הכנפיים המנומרות, Drosophila suzukii (Matsumura) (דיפטרה: Drosophilidae), התבססה באופן נרחב ביבשת אמריקה, אירופה וחלקים מאפריקה 1,2. הזבוב הוא פוליפגוטי ביותר, בהיותו מסוגל להשתמש בפירות פרא מעובדים ופראיים שונים עם קליפות רכות ודקות באזורי מולדתו ופלשו 1,2,3. אסטרטגיות הניהול הנוכחיות של מזיק זה מסתמכות במידה רבה על שימוש תכוף בקוטלי חרקים המכוונים לזבובים בוגרים בשדות יבול כאשר פירות רגישים מבשילים. לעתים קרובות נעשה שימוש בריסוסים חוזרים ונשנים, אולי בשל זליגה עקבית של אוכלוסיות זבובים ממאגרים מבתי גידול שאינם יבולים והיעדר אויבים טבעיים יעילים המתגוררים באזורים הפולשים 1,4. הדברה ביולוגית, במיוחד באמצעות הנצחה עצמית של טפילים מיוחדים, עשויה לסייע בדיכוי אוכלוסיות זבובים ברמת הנוף ולמלא תפקיד קריטי לניהול בר-קיימא בכל האזור של המזיק הנייד והפוליפגוטי הזה 4,5,6.

במהלך העשור האחרון, חוקרים מיקדו מאמצים כדי לגלות טפילים שהתפתחו במשותף של Drosophila suzukii בטווחים הטבעיים של הזבוב במזרח אסיה 7,8,9, כמו גם טפילים יעילים אך חדשים הקשורים באזורים הפולשים של הזבוב ביבשת אמריקה ובאירופה 4,5,6. באזורים שזה עתה פלשו לזבוב, טפילים זחליים נפוצים של דרוזופילה, כגון Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.), ו-L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), אינם מסוגלים להתפתח או להיות בעלי רמות טפילות נמוכות ב-D. suzukii בשל ההתנגדות החיסונית החזקה של הזבוב10. רק כמה טפילים פופאליים קוסמופוליטיים וכלליים כגון Pachycrepoideus vindemiae (רונדאני) (Hymenoptera: Pteromalidae) ו- Trichopria drosophilae (פרקינס) (Hymenoptera: Diapriidae) בצפון אמריקה ובאירופה, ו- Trichopria anastrephae Lima בדרום אמריקה יכולים להתפתח בקלות מזבוב זה4. לעומת זאת, חוקרים במזרח אסיה גילו מספר טפילים זחליים מ-D. suzukii 4,5,6. ביניהם, Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering, ו Leptopilina japonica Novković &Kimura הם טפילי הזחל הדומיננטיים 7,8,9,11. בפרט, שני הפיגיטידים (L. japonica ו- G. brasiliensis) היו הטפילים העיקריים שנמצאו בעיקר בפירות טריים שורצי D. suzukii ו/או דרוזופילים קרובים אחרים בצמחייה טבעית 7,8,9. שלושת הטפילים האסיאתיים הללו יובאו למתקני הסגר בארה"ב ובאירופה, והוערכו ביעילותם היחסית 12,13,14,15,16,17, יכולת הסתגלות אקלימית18, אינטראקציות תחרותיות בין-ספציפיות פוטנציאליות 19, והכי חשוב, ספציפיות המארח 8,20,21 ,22.

הערכות הסגר הראו כי Ganaspis brasiliensis היה ספציפי יותר לפונדקאי ל-Drosophila suzukii מאשר טפילים אחרים של הזחלים האסיאתיים שנבדקו, אם כי סביר להניח שהוא מורכב מביוטיפים שונים או ממינים קריפטיים שונים עם ספציפיות פונדקאית משתנהשל 8,21,22,23,24. Nomano et al.22 קיבצו את פרטי גנאספיס מאזורים גיאוגרפיים שונים לחמש קבוצות גנטיות (הנקראות G1-G5) בהתבסס על ניתוחים מולקולריים של שבר הגן ציטוכונדריאלי ציטוכרום אוקסידאז I. קבוצות ה-G2 וה-G4 מדווחות רק מכמה מקומות טרופיים בדרום אסיה, וקבוצת ה-G5 דווחה מאסיה ומאזורים אחרים (למשל, ארגנטינה, ברזיל, הוואי ומקסיקו) ממארחים לא ידועים (Buffington, תצפית אישית). אוספי שדה של פירות בר שורצי D. suzukii בדרום קוריאה7, סין8 ויפן 9,23,25 מצאו G1 לבדו או תערובת של דגימות המייצגות קבוצות G1 ו- G3. נראה ששתי הקבוצות סימטריות ומתקיימות יחד על אותם צמחים מארחים המאוכלסים על ידי D. suzukii וזבובים מארחים קרובים אחרים. עם זאת, נצפו כמה הבדלים בין שתי הקבוצות, כאשר נראה כי ל-G1 יש רמה גבוהה יותר של ספציפיות של בית גידול מארח או מארח ל-D. suzukii מאשר ל-G3, למרות ששניהם תוקפים מספר מינים קרובים במבחני ההסגר21,22. ניתוחים מולקולריים מפורטים נוספים עשויים לסייע בקביעת מצב המינים, במיוחד עבור קבוצות G1 ו-G3. מחקר זה מתייחס אליהם כ- G1 G. brasiliensis ו- G3 G. brasiliensis. כמה מחקרים מוקדמים גם כינו את G1 G. brasiliensis כ-G. cf. brasiliensis 14,21,22. ה- G1 G. brasiliensis אושר לאחרונה לשחרור שדה נגד D. suzukii בארה"ב ובאיטליה (מספר מדינות אירופיות אחרות שוקלות גם הן כעת את הצגתו), בעוד שה- G3 G. brasiliensis עשוי להיחשב לשחרור שדה בעתיד הקרוב. סקרים אחרונים מצאו גם אוכלוסיות אדוונטיות של L. japonica ו- G1 G. brasiliensis בקולומביה הבריטית, קנדה26, ומדינת וושינגטון, ארה"ב (Beers et al., נתונים שלא פורסמו), ואוכלוסיות L. japonica הרפתקניות במחוז טרנטו, איטליה27.

בהתחשב בעניין המשמעותי בפיתוח תוכניות הדברה ביולוגית לניהול Drosophila suzukii ופוטנציאל ההדברה הביולוגית המשמעותי של הקדמה הרפתקנית ומכוונת של Ganaspis brasiliensis, יש צורך לפתח שיטות גידול יעילות עבור טפילות זחל זו עבור מחקר ארוך טווח עתידי ו / או שחרור שדה. פרוטוקול זה ומאמר וידאו נלווה מתארים שתי קבוצות של שיטות גידול עבור טפיל זה: (1) גידול מעבדה בקנה מידה קטן בצלוחיות באמצעות תערובת של פירות מארחים (אוכמניות) ותזונה מלאכותית לתרבית של D. suzukii. השיטות פותחו באמצעות חומר G3 שנאסף במקור מקונמינג, סין8. (2) גידול המוני לשחרור שדה בכלובים גדולים באמצעות פרי מארח (אוכמניות) לתרבית של D. suzukii. הקבוצה הגנטית ששימשה לגידול בקנה מידה גדול הייתה מלאי G1 שמקורו בטוקיו, יפן 9,22. קשקשים אחרים של שיטות גידול, כגון שימוש בבקבוקונים או במיכלים קטנים עבור שתי הקבוצות, נדונים גם הם בקצרה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. שיטות לגידול מעבדה בקנה מידה קטן של G3 Ganaspis brasiliensis

  1. הכינו את דיאטת המארח.
    1. מוסיפים 600 מ"ל של מים מזוקקים למיכל זכוכית של 1,500 מ"ל ומחממים את המים על צלחת חמה.
    2. הוסיפו 88.6 גרם של תזונה יבשה זמינה מסחרית (העשויה מאגר, שמרי ברואר, ארוחת תירס, מתיל פרבן וסוכרוז) או הכינו דיאטה באמצעות הנוסחה שפורסמה על ידי Dalton et al.28 (ראו שלב 2.1.2).
    3. מוסיפים 300 מ"ל של מים מזוקקים לתזונה היבשה ומערבבים היטב את תערובת הדיאטה.
    4. מוסיפים את התערובת למים הרותחים.
    5. אפשרו לתזונה הנוזלית על הצלחת החמה להרתיח במשך 10 דקות תוך ערבוב תקופתי של התערובת כדי למנוע ממנה להישרף.
    6. אפשרו לתזונה להתקרר בטמפרטורת החדר למשך 30 דקות תוך ערבוב מדי פעם כדי להפיץ את שחרור החום באופן שווה ולמנוע מהתזונה להתמצק על פני השטח.
    7. מדידת 6.7 מ"ל של 95% EtOH במיכל אחד ו-3.5 מ"ל של תמיסת חומצה פרופיונית של 1 M במיכל אחר.
    8. לאחר שהדיאטה התקררה, מוסיפים את ה- EtOH ולאחר מכן את תמיסת החומצה הפרופיונית, תוך ערבוב יסודי לאחר כל תוספת.
    9. מכינים אוכמניות (שנרכשו מהשוק המקומי) על ידי שטיפתן במים קרים, אחר כך בתמיסת אקונומיקה של נתרן היפוכלוריט (מדולל ל-5%), ומים קרים שוב.
    10. מייבשים את הפרי במגבת נייר ומעכים אותם ידנית עד שהקליפה על כל פרי נשברת והמיצים והבשר של הפרי נחשפים.
    11. הוסיפו 25-30 גרם של מחית אוכמניות לכל בקבוקון של 250 מ"ל. הקש על דפנות הבקבוקון כדי לוודא שהחלק התחתון הפנימי של הבקבוקון מכוסה בשכבה אחידה של אוכמניות מחית.
    12. יוצקים את הדיאטה המוכנה לכל בקבוקון, כך שהיא פשוט מכסה את החלק העליון של אוכמניות מחית.
    13. הוסיפו פקקי קצף לצווארי הצלוחיות ואפשרו לתזונה להתמצק בטמפרטורת החדר (איור 1).
    14. לאחר שהדיאטה התמצקה, השתמשו בה מיד או אחסנו בטמפרטורה של 5 מעלות צלזיוס למשך עד 3 שבועות.
  2. מארח אחורי דרוזופילה סוזוקי.
    1. מוציאים את התזונה המאוחסנת מהמקרר ומאפשרים לה להתאזן לטמפרטורת החדר בסביבה, או להשתמש בתזונה טרייה.
    2. חותכים חתיכת מגבת נייר סופגת (למשל, 5 ס"מ על 20 ס"מ) ומסובבים אותה במרכז. הניחו את החלק האמצעי המעוות של מגבת הנייר בבקבוקון (איור 1).
    3. מרטיבים את מגבת הנייר ואת פני השטח של הדיאטה במים מזוקקים כדי לשמור על לחות.
    4. מעבירים זבובים בוגרים מבחינה מינית מבקבוקוני זבוב המושבה הנוכחיים לבקבוקון דיאטה חדש על ידי הסרה קפדנית של הפקק על הבקבוקון הישן והיפוך מהיר של הבקבוקון ויישור הפתח של הבקבוקון הישן עם הבקבוקון החדש.
    5. הקש בעדינות על צד הבקבוקון הישן כדי לגרום לזבובים לצנוח לתוך הבקבוקון החדש. ודא שיש ~ 25-30 זוגות הזדווגות של D. suzukii בבקבוקון החדש. ברגע שיש מספיק זבובים בבקבוקון החדש, הפוך במהירות את הבקבוקון הישן זקוף והחלף את הפקקים בשני הצלוחיות.
    6. חזור על העברות הזבובים עד שלא יישארו זבובים בצלוחיות הישנות. במידת הצורך, שלבו או אספו זבובים מיותר מבקבוקון ישן אחד לתוך בקבוקון חדש כדי להבטיח שיש מספיק זבובים (20-30 זוגות) בכל בקבוקון.
    7. החזיקו את הצלוחיות החדשות לאחר שבוע של חשיפה לזבובים בוגרים בתנאים מתאימים (21 °C (21 °C, 16 L: 8 D photoperiod, 60%-80% לחות יחסית [RH%]) בתא סביבתי במשך 3 שבועות להופעת זבובים.
  3. חשיפת הזחלים המארחים לטפילים.
    1. קח בקבוקון (ראה שלב 1.2.7) המכיל ביצי זבובים וזחלים לאחר הסרת כל הזבובים הבוגרים ומגבת הנייר המעוותת מהבקבוקון.
    2. מקפלים חתיכת מגבת נייר סופגת לשניים ומניחים אותה בבקבוקון כמצע גור לזחלים טפילים.
    3. שאפו שישה זוגות נקבות וזכרים של G3 G. brasiliensis לתוך כל בקבוקון (איור 1). פזרו שכבה דקה של דבש בתחתית פקק הקצף.
    4. השאירו את הטפילים בבקבוקון במשך 5 ימים.
    5. לאחר חשיפה של 5 ימים, הסר את הטפילים והחזק את הצלוחיות בתנאים שתוארו לעיל בתא סביבתי במשך 35 יום עד להופעת הצרעה הצפויה.
  4. לאסוף ולאחסן טפילים בוגרים.
    1. במהלך השבועות השני והשלישי של הדגירה, בדקו את הצלוחיות מדי שבוע להופעת המארחים המוקדמת והסירו את הזבובים הבוגרים.
    2. ברגע שהטפילים הבוגרים מתחילים לצוץ, שאפו אליהם שלוש פעמים בשבוע והחזיקו אותם בבקבוקוני דרוזופילה (למשל, 2.5 ס"מ על 9.5 ס"מ) (איור 1).
    3. מניחים פיסת מגבת נייר קטנה לחה, אך לא רוויה, עם מים מזוקקים בתחתית הבקבוקון.
    4. הוסיפו כ-60 טפילים לכל בקבוקון ותייגו את הבקבוקון עם תאריכי ההופעה. פזרו שכבה דקה של דבש על קרקעית פקק הקצף, פעמיים בשבוע. אחסן את הבקבוקונים עם טפילים בוגרים בתנאים שתוארו לעיל בתא הסביבה למשך עד חודש אם לא נעשה בהם שימוש מוקדם יותר.
    5. יש למרוח מחדש את הנייר בבקבוקון אחת ל-4-7 ימים או להחליף את מגבת הנייר אם יש סימנים של עובש.

2. שיטות לגידול בקנה מידה גדול של G1 Ganaspis brasiliensis

  1. יישם גידול בקנה מידה גדול של דרוזופילה סוזוקי מארח.
    1. D. suzukii אחורי בתוך כלובים גדולים מכוסי רשת סרוגים (לדוגמה, 50 ס"מ x 50 ס"מ x 100 ס"מ) שכל אחד מהם מכיל 1,500-2,000 זבובים בוגרים בעלי אופי מיני (יחס מין 50:50) (איור 2).
    2. מכינים את ה-Drosophila Medium הסטנדרטי (SDM) על ידי הרתחת כל המרכיבים (6 גרם של אגר בקטריולוגי, 75 גרם קמח תירס, 17 גרם שמרים תזונתיים, 15 גרם של סכרוז, 10 גרם קמח סויה, 10 מ"ל של חומצה פרופיונית) ב-1 ליטר של מים מזוקקים למשך 10 דקות תוך ערבוב תקופתי של התערובת כדי למנוע ממנה לשרוף28.
    3. תנו לתערובת להתקרר למשך 5 דקות והוסיפו 5 גרם של חומצה אסקורבית.
    4. יוצקים את ה-SDM הטרי לתבשילי פטרי בקוטר 9 ס"מ ומאפשרים למדיום להתמצק בטמפרטורת החדר לפני סגירת הצלחות.
    5. ערמו את כלי ה-SDM Petri, עטפו את הערימה בנייר אלומיניום ואחסנו את הכלים בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס למשך עד שבועיים.
    6. בתוך כלוב גידול, הניחו צלחת עם כותנה ספוגה במים וארבע עד שש צלחות פטרי עם SDM (איור 2).
    7. פעמיים בשבוע, החליפו את מנות ה-SDM Petri שורצות במנות טריות.
    8. מניחים את כלי ה-SDM Petri שורצי ה-SDM ללא מכסים בנפרד בכוסות פלסטיק (קוטר 13.3 ס"מ או 800 מ"ל), סוגרים כל עם כיסוי של רשת עדינה (<0.5 מ"מ) ודגרור למשך 12-15 ימים בטמפרטורה של 23 מעלות צלזיוס ו-75% RH (איור 2).
    9. העבירו את הבוגרים החדשים של D. suzukii מכוסות הפלסטיק לכלובי הגידול.
  2. הכינו זחלים מארחים.
    1. שוטפים את האוכמניות במים קרים למשך דקה אחת, ומשרים את הפירות באגן מלא בתמיסת אקונומיקה (מדוללת ל-5%) למשך 3 דקות.
    2. מסננים את תמיסת האקונומיקה וממלאים את הכיור במים קרים כדי לשטוף את האוכמניות. מערבבים בעדינות ביד במשך 30 שניות לפחות.
    3. חזרו על שלב 2.2.2 עם מים מתוקים לפחות שלוש פעמים כדי להסיר שאריות אקונומיקה ופרוקי רגליים אחרים (למשל, קרדית, תריפס) שעשויים להיות נוכחים על הפרי.
    4. מניחים את הפרי על מגש עם כמה שכבות של מגבות נייר סופגות, מטה בזהירות את המגש קדימה ואחורה, מגלגלים את הגרגרים כדי לייבש אותם.
    5. מכינים מספר כלי פטרי באורך 9 ס"מ (החצאים העליונים או התחתונים, עם הפנים כלפי מעלה) וממלאים כל אחד מהם באוכמניות השטופות (15-25 פירות לצלחת בהתאם לגודל הפרי).
    6. בשעות אחר הצהריים המאוחרות, חשפו את צלחות הפטרי לזבובים בוגרים בוגרים מבחינה מינית בתוך כלובי הגידול של המארחים (ראו שלב 2.1) והשאירו אותם למשך הלילה.
    7. למחרת בבוקר, מוציאים את כלי הפטרי מכלובי הגידול של המארחים על ידי ניפוח או הקשה עדינה עליהם כדי לעקור את הזבובים על הפירות ולהשתמש בפרי שורץ לגידול טפילים (ראו שלב 2.4).
  3. ליישם גידול טפילי בקנה מידה גדול.
    1. השתמש בשני סוגים של כלובים כדי לגדל את הטפילות: אחד עבור טפילות והשני עבור הופעת צרעה.
    2. יש לוודא שכלוב הטפילות הוא מעוקב (למשל, 45 ס"מ בכל צד) עם לוח פלסטיק שקוף מלפנים לצפייה בפעילות החרקים, שני פתחי שרוולים בקוטר 18 ס"מ בלוח הקדמי לתוספת או הסרה של חרקים והחלפת חומר מזון, ורשת פוליאסטר עדינה (למשל, רשת פוליאסטר עדינה (למשל, רשת 96x26) בחלק העליון ובצדדים לאוורור.
    3. הפכו את כלוב ההופעה לקטן יותר (למשל, 30 ס"מ בכל צד), עם פתח שרוול יחיד משני צדדים מנוגדים ופאנל פלסטיק שקוף בחזית לצורך ראות (איור 2).
    4. ודאו שלשני סוגי הכלובים יש חוט דק שתלוי מתחת לתקרה שממנו ניתן לתלות אחד לכמה מזינים (איור 2).
      הערה: מזין מורכב מפקק קצף גלילי גדול (קוטר 9 ס"מ) המכוסה בטיפות דבש מפוזרות, וניתן להניחו על רצפת הכלוב או לתלות אותו מתקרת הכלוב (איור 2).
    5. בתוך כל כלוב, ספקו מים בבקבוקון דרוזופילה בעל דופן ישרה (2.5 ס"מ x 9.5 ס"מ) האטום בתקע תאית אצטט (קוטר 2.5 ס"מ) כל 5-7 ימים בהתאם ל-RH. תלו את הבקבוקון הפוך מתקרת הכלוב (איור 2).
  4. חשוף את הזחלים המארחים לטפילים.
    1. חשיפת הפרי שורץ הפונדקאים בתוך צלחות הפטרי ל-G1 G. brasiliensis מיד לאחר התפשטות הלילה של D. suzukii (ראו שלב 2.2.7).
    2. השאירו את 10-15 צלחות הפטרי של פירות שורצי טפילים בכלוב הטפילים המכיל 1,500-2,000 צרעות למשך 2-3 ימים.
    3. השתמשו בכוסות פלסטיק (בקוטר 13.3 ס"מ או 800 מ"ל) עם שכבות של נייר סופג בתחתית כדי לאסוף את הפרי המכיל את הפונדקאים הטפילים (איור 2).
    4. הניחו את הכוסות הפתוחות בכלוב ההסתרה והדגרו במשך 28 ימים לפחות בטמפרטורה של 21 מעלות צלזיוס ו-65% RH (איור 2).
    5. במהלך השבועות השני והשלישי של הדגירה, בדקו את הכלוב מדי שבוע לאיתור ההסתרה המוקדמת של המארח והסירו את הזבובים הבוגרים כדי להקל על איסוף רציף של טפילים.
    6. בסוף השבוע הרביעי לדגירה, מוסיפים לכלוב מזין ומקור מים.
  5. לאסוף ולאחסן את הטפילים הבוגרים.
    1. ברגע שמתחילה הופעת הטפילים, אספו חלק (10%-15%) מהמבוגרים והעבירו אותם בחזרה לכלוב הטפילות כדי להחליף אנשים ישנים ולא פרודוקטיביים.
    2. אסוף ואחסן את שארית הטפילים בכוסות פלסטיק (קוטר 13.3 ס"מ או 800 מ"ל) (איור 3A).
    3. הניחו בתחתית הכוס צינור (2 מ"ל) מלא במים ואטום בגליל כותנה דנטלי (1 ס"מ על 3.8 ס"מ) בתחתית הכוס (איור 3A).
    4. סגרו את הכוס עם מכסה מותאם המצויד בפקק קצף נשלף (קוטר 3.5 ס"מ) כמצע מזין וחור מכוסה רשת לאוורור (איור 3B).
    5. הוסיפו עד 700 מבוגרים לכל (יחס מין 50:50), תייגו את הכוס עם תאריך הופעתה ואחסנו אותה בתא סביבתי (17 מעלות צלזיוס; 65% RH) עד לשימוש, או עד חודש אחד (איור 3B).
  6. שלח את הטפילים הבוגרים.
    1. השתמש בצינורות חרוטיים (50 מ"ל) כדי לשלוח את הטפילים הבוגרים.
    2. חודרים חור אוורור (קוטר 8 מ"מ) על המכסה ומכסים אותו ברשת רשת עדינה (איור 3C).
    3. הוסיפו טבעת האכלה של תאית אצטט בחלק הפנימי של הכובע (איור 3C).
    4. מכינים תמיסת סוכרוז רוויה באמצעות מים מזוקקים, מורחים כמה טיפות על טבעת ההזנה ונותנים לה לספוג את הנוזל.
    5. הניחו בתוך הצינור פיסת מגבת נייר סופגת בצורת מאוורר (איור 3D).
    6. הוסיפו כ-200 טפילים בוגרים לכל צינור, והניחו את הצינורות במיכל שילוח מבודד יחד עם חבילות קרח.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

איור 4 מראה תוצאות מייצגות של גידול מעבדה בקנה מידה קטן של G3 Ganaspis brasiliensis באמצעות שתי צפיפויות טפיליות שונות (שישה או 10 זוגות) ושני זמני חשיפה שונים (5 או 10 ימים) במתקן ההסגר של יחידת ההחדרה לחרקים מועילים של USDA-ARS (ניוארק, דלאוור). היו 14 שכפולים לכל שילוב של צפיפות טפילים וזמן חשיפה. בסך הכל, 64 הצלוחיות ייצרו 4,018 צרעות (71.7 ± 4.9 צאצאים לבקבוק) עם 49.5% ± 1.9% צאצאים נקבות. בטמפרטורה של 21 מעלות צלזיוס, טפילים בוגרים הופיעו בערך 30-35 יום לאחר ההטלה. צפיפות הטפילים וזמן החשיפה לא השפיעו באופן משמעותי על המספר הכולל של הצאצאים שהופקו לכל שכפול (בקבוקון) (ANOVA חד-כיווני, F3,52 = 0.379, P = 0.769) והייתה להם השפעה שולית בלבד על אחוז הצאצאים הנקביים (ANOVA חד-כיווני, הנתונים השתנו לפני הניתוח לפי הצורך כדי לייצב את השונות, F3,52 = 2.796, P = 0.049), אם כי יעילות הייצור לנפש של נקבה (ANOVA חד-כיוונית, F3,52 = 3.576, P = 0.020) ירדה בצפיפות הטפילות הגבוהה. נראה כי זמן החשיפה של יותר מ-5 ימים לא הגדיל את התפוקה. נראה כי צפיפות טפילים מוגברת באופן דומה לא הגדילה את התפוקה. לכן, השילוב של שישה זוגות וזמני חשיפה של 5 ימים נראה הכי מתאים לגידול במעבדה.

איור 5 מראה מגמת פרודוקטיביות של 6 חודשים של גידול בקנה מידה גדול של G1 Ganaspis brasiliensis במתקן ההסגר של קרן אדמונד מאך (טרנטו, איטליה) בשנת 2021. הגידול החל באמצעות 150 נקבות צרעות מזדווגות בנות שלושה ימים, שמקורן בגידול בקנה מידה קטן במעבדת ההסגר של CABI בדלמונט, שווייץ. צרעות נוספות מהגידול נוספו בהדרגה לכלוב הטפילות, עד שהגיעו ל-1,500-2,000 פרטים (יחס מין 50:50) בשבוע 5. התפוסה של כלוב הטפילות נשמרה לאחר מכן באותה רמה על ידי הוספת צרעות חדשות שיוצרו בגידול בקנה מידה גדול עצמו. במשך כל התקופה, כלוב הטפילות סופק עם פירות שורצי טרי כל 2-3 ימים. הפרי (אוכמניות) הוצע ל- G1 G. brasiliensis מיד לאחר החשיפה הלילית לדרוזופילה סוזוקי. ייצור הטפילים החל 5 שבועות לאחר החשיפה הראשונית של המארח (איור 5A). משבוע 8 עד שבוע 22, ייצור הטפילים היה פרופורציונלי לכמות הפרי שנחשף, בממוצע 0.44 ± 0.03 גרם/טפיל (ממוצע ± SE; איור 5ב). בסך הכל נאספו 53,736 טפילים, עם צאצא נקבה ממוצע של 45.9% (טווח: 32.4%-79.0%).

Figure 1
איור 1: תרשים זרימה להליכי גידול מעבדה בקנה מידה קטן של Drosophila suzukii ו-G3 Ganaspis brasiliensis. הצד השמאלי מציג את נהלי גידול הזבוב המארח בעוד שצד ימין ממחיש את מחזור הגידול הטפילי. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

Figure 2
איור 2: תרשים זרימה עבור הליכי הגידול בקנה מידה גדול של Drosophila suzukii ו-G1 Ganaspis brasiliensis. הצד השמאלי מציג את נהלי גידול הזבוב המארח בעוד שצד ימין ממחיש את מחזור הגידול הטפילי. קיצור: SDM = מדיום דרוזופילה סטנדרטי. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

Figure 3
איור 3: מכולות וצינורות המשמשים לאחסון ומשלוח של G1 Ganaspis brasiliensis מהגידול בקנה מידה גדול. (א) מבט אופקי על מיכל האחסון המציג צינור מים בתוך המיכל, (ב) מבט אנכי על המיכל המציג מכסה מאוורר ופקק קצף, ו-(ג) מכסה מאוורר ופיסת נייר סופג עבור (ד) צינור המשלוח. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

Figure 4
איור 4: דוגמה מייצגת לגידול מעבדה בקנה מידה קטן של G3 Ganaspis brasiliensis. (A) מספר הצאצאים המופקים לכל בקבוקון, (B) מספר הצאצאים המיוצרים לכל צרעה נקבה, ו-(C) אחוז הצאצאים הנקביים, תחת שתי צפיפויות טפילים שונות וזמני חשיפה שונים. ערכים הם ממוצעים ± SE, וסורגים הנושאים אותיות שונות שונים באופן משמעותי (ANOVA, HSD של Tukey, P < 0.05). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

Figure 5
איור 5: מגמת הפרודוקטיביות של הגידול בקנה מידה גדול מתחילתו ועד שבוע 23. (A) ברים מצביעים על המספרים של צאצאי G1 Ganaspis brasiliensis שנאספו מדי שבוע מכלובי ההסתרה כדי להחליף פרטים ישנים בכלוב הטפילות (ירוק כהה) ולאחסן או לשלוח אותם (ירוק בהיר). הקו הכתום מציין את כמות הפירות שורצי הפונדקאי (ק"ג אוכמניות) המסופקים מדי שבוע לטפילים בתוך כלוב הטפילות. (B) יחס שבועי בין משקלם של פירות שורצי פונדקאי למספר הצאצאים הטפילים המופקים 5 שבועות לאחר החשיפה (כלומר, גרם פרי הנדרש לייצור טפיל בוגר יחיד). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

מחקר ארוך טווח ושחרור שדה לאחר מכן של חומר הדברה ביולוגית תלויים בזמינות של טכניקות גידול יעילות וחסכוניות. השיטות המתוארות במחקר זה הוכחו כפרוטוקולים יעילים הן לגידול בקנה מידה קטן והן לגידול בקנה מידה גדול של Ganaspis brasiliensis. פרוטוקול הגידול בקנה מידה קטן פותח במשך מספר שנים כדי לייעל את כמות העבודה ולהפחית את הציוד המיוחד הדרוש לתחזוקת הטפילים והמושבות המארחות בו זמנית. הוא מתאים לתחזוקת מושבה למחקר מעבדה או לבדיקות ביולוגיות. שיטות דומות שימשו את המחברים כדי לגדל את הטפיל הזה להערכות הסגר של טפיל זה. פרוטוקול הגידול בקנה מידה גדול יאפשר לייצר מספר רב של צרעות לשחרור שדה, כפי שנערך לאחרונה באיטליה. ניתן להעביר טכנולוגיות אלה בקלות למעבדות, יצרנים או חברות אחרות לגידול בקנה מידה גדול בעתיד הקרוב, כמו גם לשמש בסיס לשיפורים נוספים במתודולוגיות.

פרוטוקולים אלה עשויים לשמש גם כדי לגדל את Leptopilina japonica, שכן הן Ganaspis brasiliensis והן L. japonica דומים מבחינת העדפת בית הגידול המארח שלהם 7,8, העדפת שלב המארח או ביולוגיה של הרבייה15, ביצועים תרמיים18, ויעילות ההזדקנות בבדיקות ביולוגיות במעבדה 13,15, כמו גם תגובות התנהגותיות כלפי רמזים הקשורים למארח12, למעט L. japonica נראה שיש לו טווח מארח רחב יותר מזה של אפילו G3 G. brasiliensis20. שני הטפילים גודלו בשיטות דומות כמתואר להלן. עבור גידול בקנה מידה קטן, ניתן לגדל את שני הטפילים גם בבקבוקוני דרוזופילה, בדרך כלל על ידי העברת 20 זחלי Drosophila suzukii צעירים (בני 1-2 ימים) לבקבוקון דרוזופילה מלא ב-2 ס"מ של תזונה מלאכותית, או הנחת שני פירות שורצי, שכל אחד מהם מכיל 5-10 זחלי D. suzukii צעירים, וחשיפתם לשתי נקבות צרעות מזדווגות למשך 2-3 ימים, שניהם מייצרים כ-10 צאצאים לכל בקבוקון 13,15,22.

כפי שפורט לעיל, G1 ו- G3 Ganaspis brasiliensis המשמשים בפרוטוקול זה עשויים להיות שונים במקצת בחלק מהתנהגויות חיפוש המארח וספציפיות המארח21,22. Girod et al.21 מדווחים כי ה-G1 G. brasiliensis היפני היה ספציפי יותר ל-Drosophila suzukii, ולא נראה כי הוא מתפקד היטב בתזונה מלאכותית טהורה בבקבוקונים בהשוואה לביצועיו על פירות המארחים. Matsuura et al.25 דיווחו גם כי אוכלוסיות G1 G. brasiliensis שנאספו מדובדבנים שורצי סוזוקי D. suzukii ביפן מתמחים ב- D. suzukii. שיטת הגידול בקנה מידה קטן תוך שימוש בתזונה מעורבבת עם אוכמניות פותחה בתחילה לגידול G3 G. brasiliensis מכיוון ש- G1 G. brasiliensis לא היה זמין באותה תקופה. מאוחר יותר, שיטה זו נמצאה לא עובד טוב עבור גידול של G1 G. brasiliensis (Wang et al. נתונים שלא פורסמו).

לכן, עבור גידול בקנה מידה קטן של G1 G. brasiliensis, מוצע לשנות את המצע המארח על ידי (1) חשיפת הזבובים ישירות לאוכמניות (או לפרי מארח אחר) כדי לאסוף זחלים מארחים בפרי, ו-(2) העברת פירות חשופים למדיום סטנדרטי של תרבית דרוזופילה כדי שהזחלים יתפתחו בסביבה של תחרות נמוכה על ידי הצבת הפירות שורצי הפירות המכילים את הזחלים המארחים על התזונה בצלוחיות לצורך חשיפה לטפילים. זה יאפשר לזחלים הטפילים להיזון מהתזונה, במיוחד בצפיפות פונדקאית גבוהה, ואת הגלמים המארחים הטפיליים להיאסף ממגבת הנייר. לחלופין, ניתן לגדל את G1 G. brasiliensis על פירות ישירות במיכלי פלסטיק (בגדלים שונים) על ידי חשיפת 5-10 צרעות נקבות ל-10-20 אוכמניות שורצות במשך 4-5 ימים, שהניבו עד 80 צאצאים לכל מיכל, בהתאם לצפיפות המארח (Wang et al., נתונים שלא פורסמו). לצורך שיטה זו, מומלץ להניח את הפרי השורץ על רשת מתכת מוגבהת ("בד חומרה") כדי לאפשר לטפילים לגשת לפרי השורץ מכל הכיוונים, במיוחד אם יותר מדי פירות מונחים במיכל אחד. באופן אידיאלי, שכבה אחת או שתיים של פרי שורץ יש לשים בכל מיכל עבור שיטת גידול זו. שיטות חלופיות אלה בקנה מידה קטן אמורות לעבוד היטב גם עבור גידול של G3 G. brasiliensis.

ללא קשר לשיטות הגידול והקשקשים (בקבוקון, בקבוקון, בקבוקון, מיכל או כלוב), חיוני לשמור על טמפרטורה, לחות מתאימים, כמו גם לשלוט בגיל המארח או נקבת הצרעה, הצפיפות וזמן החשיפה לגידול הן של G1 Ganaspis brasiliensis והן של G3 G. brasiliensis. זחלי Drosophila suzukii התפתחו תוך כשבוע בתנאי מעבדה רגילים (למשל, 22 ± 2 °C (2 °C) 15). נקבת G. brasiliensis העדיפה לתקוף זחלים מארחים צעירים יותר (בני 1-2 ימים) יותר מאשר זחלים מארחים מבוגרים יותר (בני 3-4 ימים), אם כי ניתן לתקוף גילאים שונים של זחלים מארחים15. בטמפרטורה של 22 ± 2 מעלות צלזיוס, נקבות G. brasiliensis הגיחו עם שיעור גבוה משמעותית (כ-50%) מהביצים הבוגרות שלהן, ועומס הביצים הבוגרות הגיע לשיא לאחר 2-3 ימים15. נקבות בוגרות שרדו כ-20 יום כאשר ניתנה להן גישה בלתי מוגבלת לפונדקאים והחלו ב-oviposition תוך יומיים לאחר הופעתן, והגיעו לשיא של oviposition תוך 5-10 ימים ולאחר מכן הפחיתו בהדרגה את ה-oviposition15. לכן, יש להשתמש בנקבות צרעות צעירות (בנות <10 ימים) בגידול, אך ניתן לעשות שימוש חוזר בצרעות נקבות לגידול כאשר הן נמצאות במחסור. הטפילים יכלו להתפתח בקלות בטמפרטורה של 21-25 מעלות צלזיוס, אך נראה כי טמפרטורות מתחת ל-17.2 מעלות צלזיוס גרמו לדיאפאוזהפקולטטיבית 17. לכן מומלץ להשתמש בטווח טמפרטורות של 21-25 מעלות צלזיוס לפיתוח אופטימלי הן של הזבוב והן של הטפיל.

יתר על כן, זמן חשיפה של יותר מ -5 ימים לא צפוי להגדיל את התפוקה של הטפילים. נראה כי צפיפות טפילים מוגברת המבוססת על גידול בקנה מידה קטן עבור G3 G. Brasiliensis אינה מגדילה את התפוקה, אולי בשל הפרעה הדדית בקרב נקבות צרעות. שישה זוגות זכר-נקבה וזמן חשיפה של 5 ימים נראים כשילוב אידיאלי לגידול בקנה מידה קטן במעבדה, אם כי שיטות הגידול עשויות להשתפר בעתיד על ידי אופטימיזציה נוספת של היחס בין הפונדקאי לטפיל. נראה כי גורם תמותה מרכזי עבור הטפיל קשור ללחות נמוכה, שכן טפילים רבים נצפו כמי שאינם מסוגלים לקלוע בתנאי מצע יבש. הוספת חתיכת מגבת נייר סופגת מתחת לפרי לא רק סופגת מיצים כשהפרי מתפרק, אלא גם מספקת מצע שניתן להרטיב כדי להגביר את הלחות או לספק מצע גור לזבוב.

עבור גידול בקנה מידה קטן, בקבוקון יכול לשמור על לחות טוב יותר מאשר בקבוקון כי הראשון יש צוואר צר. במחקר זה נמצא גם כי אוכמניות טריות המצופים באבק של שמרים יבשים פעילים סייעו למנוע היווצרות עובש והגבירו את משיכת הפרי לזבובים. היבטים אחרים של גידול הטפילים שנותר לחקור כוללים (1) את האפשרות לגדל טפיל זה על פונדקאים חלופיים או על פירות מארחים וכיצד פונדקאים חלופיים או פירות מארחים ישפיעו על יעילות הטפיל, (2) גורמים המשפיעים על כושר הצאצאים של הטפילים ויחס המין שלו, (3) היכולת של טפיל זה טפיל (הן G1 והן G3 ) להסתגל לתנאי תזונה מלאכותיים, ו-(4) השינויים הגנטיים או ההתנהגותיים שעלולים להתרחש עם ההסתגלות.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

Acknowledgments

המחברים מודים ללוקאס סיהאוזן ולמארק קניס (CABI, שוויץ) על שסיפקו בחביבות את G1 G. brasiliensis. המימון באיטליה ניתן על ידי Provincia Autonoma di Trento, טרנטו, איטליה, ובארה"ב על ידי המכון הלאומי למזון וחקלאות, פרס יוזמת המחקר של גידולים מיוחדים של USDA (#2020-5118-32140), שירות הפיקוח על בריאות בעלי חיים וצמחים של USDA (הצעת חוק החווה, קרן 14-8130-0463), וקרנות הבסיס של USDA ARS CRIS (פרויקט 8010-22000-033-00D). משרד החקלאות האמריקאי הוא ספק ומעסיק של שוויון הזדמנויות ואינו תומך במוצרים המוזכרים בפרסום זה.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Active dry yeast Fleischmanns Yeast, Cincinatti, OH, USA None Used to cover fruit to reduce mold growth and enhance the frui attraction to the flies
Bacteriological agar Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy A1296 - 5KG Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Bleach solution Clorox Company, Oakland, CA, USA None Used to disinfect flesh fruit
Blue stopper Azer Scientific, Morgantown, PA, USA ES3837 Used for sealing the tube while allowing ventilation for insects
Blueberries Grocery Store, Newark, DE, USA None Provided as host fruit for the flies (various other fruit can also be used)
BugDorm insect rearing cage (W24.5 x D24.5 x H63.0 cm) Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan 4E3030 Used for rearing parasitoids (parasitism cage)
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan 4E4590 Used for rearing flies
BugDorm insect rearing cage (W32.5 x D32.5 x H32.5 cm) Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan 4E4545 Used for rearing parasitoids (eclosion cage)
Chicken wire (0.64 cm, 19 gauge) Everbilt, OH, USA 308231EB Used to lift up the fruit to allow maximum parasitoid oviposition
Cornmeal Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Dental cotton roll (1 x 3.8 cm) Gima S.p.A., Gessate, MI, Italy 35000 Used for providing water to the parasitoids within the storage container
Drosophila diet Frontier Scientific, Newark, DE, USA TF1003 Custom diet used to rear flies
Drosophila vial narrow, Polystirene (2.5 x 9.5 cm) VWR International, LLC., Radnor, PA, US 75813-160 Used for providing water to the parasitoids within the cage
Drosophila vial plugs, Cellulose acetate (2.5 cm) VWR International, LLC., Radnor, PA, US 89168-886 Used for providing water to the parasitoids within the cage
Erlenmeyer flask (250 mL) Carolina Biological, Burlington, NC, USA 731029 Used for rearing flies and parasitoids
Falcon-style centrifuge tube (50 mL) VWR International, LLC., Radnor, PA, US VWRI525-0611 Modified to ship adult parasitoids
Foam stopper Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA L800-C Used for sealing the flasks while allowing ventilation for insects
Honey Grocery Store, Newark, DE, USA None Provided as food for parasitoids
Identi-Plug plastic foam stopper Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US 14-127-40E Used as feeder for parasitoids and to seal the storage container
Industrial paper towel Grocery Store, Newark, DE, USA None Provided as a pupation substrate for pupae and mitigated moisture
Micron mesh fabric (250 mL) Industrial Netting, Maple Grove, MN, USA WN0250-72 Used to make ventilation lid for insects
Nutritional yeast (flakes) Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Paper coaster (10.2 cm) Hoffmaster, WI, USA 35NG26 Porvided as pupation substrate for flies and parsitized pupae
Plastic cup (Ø 13.3 cm, 800 mL) Berry Superfos, Taastrup, Denmark Unipak 5134 Modified to store adult parasitoids
Plastic lid (Ø 13.3 cm) Berry Superfos, Taastrup, Denmark PP 2830 Modified to store adult parasitoids
Propionic acid Merk Life Science S.r.l., Milan, Italy P1386 - 1L Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Saccharose Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
Soup cup with lid (475 mL) StackMan, Vietnam DC1648 Used for parasitized larvae to pupate
Soybean flour Grocery Store, Trento, TN, Italy None Used to prepare the Standard Drosophila Medium
White felt washer (0.64 cm thick, 5 mm ID x 20 mm OD) Quiklok, Lincoln, NH, US WFW/.25 x 5 x 20 mm Used as feeding ring for parasitoids

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Asplen, M. K., et al. Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities. Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).
  2. Tait, G., et al. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program. Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).
  3. Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Drosophila suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 41-92 (2020).
  4. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. Biological control of Drosophila suzukii. CAB Reviews. 15, 054 (2020).
  5. Lee, J. C., et al. Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics. Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13 (2019).
  6. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. Drosophilia suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 143-167 (2020).
  7. Daane, K. M., et al. First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents. Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).
  8. Giorgini, M., et al. Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid. Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).
  9. Girod, P., et al. The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia. Scientific Reports. 8 (1), 11839 (2018).
  10. Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster. PLoS ONE. 7 (4), 34721 (2012).
  11. Buffington, M. L., Forshage, M. Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae). Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).
  12. Biondi, A., et al. Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila. Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).
  13. Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).
  14. Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet. Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).
  15. Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 121, 58-65 (2018).
  16. Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).
  17. Wang, X. G., et al. Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii. Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).
  18. Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Biological Control. 136, 104000 (2019).
  19. Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 130, 18-26 (2019).
  20. Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).
  21. Girod, P., et al. Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).
  22. Seehausen, M. L., et al. Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent. Scientific Reports. 10 (1), 19096 (2020).
  23. Nomano, F. Y., et al. Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).
  24. Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).
  25. Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan. Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).
  26. Abram, P. K., et al. New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis. Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).
  27. Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. First report of Leptopilina japonica in Europe. Insects. 11 (9), 611 (2020).
  28. Dalton, D. T., et al. Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States. Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).

Tags

ביולוגיה גיליון 184 הדברה ביולוגית Figitidae מזיקים פולשים טפילים גידול דרוזופילה מנומרת-כנף
שיטות לגידול <em>ה-Ganaspis brasiliensis הטפילי</em>, חומר הדברה ביולוגי מבטיח <em>לסוזוקי דרוזופילה הפולשני</em>
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Rossi-Stacconi, M. V., Wang, X.,… More

Rossi-Stacconi, M. V., Wang, X., Stout, A., Fellin, L., Daane, K. M., Biondi, A., Stahl, J. M., Buffington, M. L., Anfora, G., Hoelmer, K. A. Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii. J. Vis. Exp. (184), e63898, doi:10.3791/63898 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter