Nous montrons la formation et la caractérisation dimensionnelle des micro et nanoplastiques (MP et NP, respectivement) en utilisant un processus par étapes de fraisage mécanique, de meulage et d’analyse d’imagerie.
Les microplastiques (MP) et les nanoplastiques (NP) dispersés dans les écosystèmes agricoles peuvent constituer une grave menace pour le biote dans le sol et les cours d’eau avoisinants. En outre, les produits chimiques tels que les pesticides adsorbés par les NP peuvent nuire aux organismes du sol et potentiellement entrer dans la chaîne alimentaire. Dans ce contexte, les plastiques utilisés à des fins agricoles, tels que les films de paillis plastique, contribuent de manière significative à la pollution plastique dans les écosystèmes agricoles. Cependant, la plupart des études fondamentales sur le devenir et l’écotoxicité utilisent des matériaux MP idéalisés et peu représentatifs, tels que les microsphères de polystyrène.
Par conséquent, comme décrit ici, nous avons développé une procédure en plusieurs étapes à l’échelle du laboratoire pour former mécaniquement des MP et des IP représentatifs pour de telles études. La matière plastique a été préparée à partir de pellicules de paillis plastique disponibles dans le commerce de polybutyrate d’adipate-co-téréphtalate (PBAT) qui ont été fragilisées par traitement cryogénique (CRYO) ou altération environnementale (W), et à partir de granulés PBAT non traités. Les matières plastiques ont ensuite été traitées par fraisage mécanique pour former des MPs d’une taille de 46 à 840 μm, imitant l’abrasion des fragments de plastique par le vent et les machines mécaniques. Les MP ont ensuite été tamisés en plusieurs fractions de taille pour permettre une analyse plus approfondie. Enfin, la fraction tamisée de 106 μm a été soumise à un broyage humide pour générer des NP de 20 à 900 nm, un processus qui imite le processus de réduction lente de la taille pour les MP terrestres. Les dimensions et la forme des MP ont été déterminées par l’analyse d’images de stéréomicrographies, et la diffusion dynamique de la lumière (DLS) a été utilisée pour évaluer la taille des particules pour les NP. Les MP et les IP formés par ce processus possédaient des formes irrégulières, ce qui correspond aux propriétés géométriques des MP récupérés dans les champs agricoles. Dans l’ensemble, cette méthode de réduction de la taille s’est avérée efficace pour former des MP et des NP composés de plastiques biodégradables tels que le polybutylène adipate-co-téréphtalate (PBAT), représentant des matériaux de paillis utilisés pour la production de cultures spéciales agricoles.
Au cours des dernières décennies, l’augmentation rapide de la production mondiale de plastiques, l’élimination inappropriée et le manque de recyclage des déchets plastiques ont entraîné une pollution environnementale qui a eu un impact sur les écosystèmes marins et terrestres 1,2,3. Les matières plastiques sont essentielles pour l’agriculture contemporaine, en particulier pour cultiver des légumes, des petits fruits et d’autres cultures spéciales. Leur utilisation comme films de paillis, revêtements de tunnel hauts et bas, ruban d’égouttage et autres applications vise à améliorer le rendement et la qualité des cultures, à réduire les coûts de production et à promouvoir des méthodes agricoles durables 4,5. Cependant, l’emploi croissant de la « plasticulture » a soulevé des préoccupations concernant la formation, la distribution et la rétention de morceaux de plastique dans les environnements agricoles. Après un processus de fragmentation continu causé par la fragilisation par dégradation de l’environnement pendant la durée de vie, des fragments de plastique plus gros forment des micro- et nanoplastiques (MNP), qui persistent dans le sol ou migrent vers les cours d’eau adjacents par le ruissellement de l’eau et le vent 6,7,8. Les facteurs environnementaux tels que le rayonnement ultraviolet (UV) à travers la lumière du soleil, les forces mécaniques de l’eau et les facteurs biologiques déclenchent la fragilisation plastique des plastiques dispersés dans l’environnement, entraînant la décomposition de fragments de plastique plus gros en particules macro ou mésoplastiques 9,10. Une défragmentation ultérieure forme des microplastiques (MP) et des nanoplastiques (NP), réfléchissant des particules de taille moyenne (diamètre nominal; dp) de 1-5000 μm et 1-1000 nm, respectivement11. Cependant, la limite supérieure dp pour les IP (c.-à-d. une limite inférieure pour les députés) n’est pas universellement acceptée et, dans plusieurs documents, elle est de 100 nm12.
Les MNP provenant des déchets plastiques constituent une menace mondiale émergente pour la santé des sols et les services écosystémiques. L’adsorption des métaux lourds de l’eau douce par les MP a conduit à une concentration de métaux lourds 800 fois plus élevée que dans le milieu environnant13. De plus, les MP dans les écosystèmes aquatiques posent de multiples facteurs de stress et contaminants en modifiant la pénétration de la lumière, en provoquant un appauvrissement en oxygène et en provoquant l’adhésion à divers biotes, y compris la pénétration et l’accumulation dans les organismes aquatiques14.
Des études récentes suggèrent que les PMN peuvent avoir un impact sur la géochimie et le biote du sol, y compris les communautés microbiennes et les plantes15,16,17. De plus, les IP menacent le réseau trophique17,18,19,20. Étant donné que les PMN subissent facilement un transport vertical et horizontal dans le sol, ils peuvent transporter les contaminants absorbés tels que les pesticides, les plastifiants et les microorganismes dans le sol dans les eaux souterraines ou les écosystèmes aquatiques tels que les rivières et les ruisseaux21,22,23,24. Les plastiques agricoles conventionnels tels que les films de paillis sont fabriqués à partir de polyéthylène, qui doit être retiré du champ après utilisation et éliminé dans des sites d’enfouissement. Cependant, l’enlèvement incomplet entraîne une accumulation importante de débris plastiques dans les sols 9,25,26. Alternativement, les paillis en plastique biodégradables au sol (BDM) sont conçus pour être labourés dans le sol après utilisation, où ils se dégraderont avec le temps. Cependant, les BDM persistent temporairement dans le sol et se dégradent et se fragmentent progressivement en MP et NPs 9,27.
De nombreuses études environnementales écotoxicologiques et de devenir actuelles utilisent des matériaux modèles idéalisés et non représentatifs de MP et de NP. Les PMN de substitution les plus couramment utilisés sont les microsphères ou nanosphères de polystyrène monodispersé, qui ne reflètent pas les PMN réels résidant dans l’environnement12,28. Par conséquent, la sélection de députés et d’IP non représentatifs peut donner lieu à des mesures et à des résultats inexacts. En raison de l’absence de modèles ΜNP appropriés pour les études environnementales terrestres, les auteurs ont été motivés à préparer de tels modèles à partir de plastiques agricoles. Nous avons déjà fait état de la formation de MNP à partir de BDM et de granulés de polyéthylène par broyage mécanique et broyage de granulés de plastique et de matériaux de film, ainsi que des caractéristiques dimensionnelles et moléculaires des PMN29. Le présent document fournit un protocole plus détaillé pour la préparation des PMN qui peut être appliqué plus largement à tous les plastiques agricoles, comme les pellicules de paillis ou leurs matières premières granulées (figure 1). Ici, à titre d’exemple, nous avons choisi un film de paillis et des granulés sphériques du polymère biodégradable polybutylène adipate téréphtalate (PBAT) pour représenter les plastiques agricoles.
Cette méthode décrit un procédé efficace initialement décrit dans une publication précédente29, pour préparer des MNP provenant de granulés et de films de paillis pour des études environnementales. Le processus de réduction de la taille impliquait un refroidissement cryogénique (pour film seulement), un broyage à sec et des étapes de broyage humide, pour fabriquer des MNP modèles. Nous avons appliqué cette méthode pour préparer des MNP à partir d’une large gamme de matières p…
The authors have nothing to disclose.
Cette recherche a été financée par le Herbert College of Agriculture, le Biosystems Engineering and Soil Department et la Science Alliance de l’Université du Tennessee, Knoxville. En outre, les auteurs remercient le soutien financier fourni par le biais de la subvention USDA 2020-67019-31167 pour cette recherche. Les matières premières initiales pour la préparation des PMN de film de paillis biodégradable à base de PBAT ont été aimablement fournies par BioBag Americas, Inc. (Dunevin, FL, États-Unis) et les granulés PBAT par Mobius, LLC (Lenoir City, TN).
Aluminum dish, 150 mL | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 08-732-103 | Drying of collected NPs |
Aluminum dish, 500 mL | VWR International, Radnor, PA, USA | 25433-018 | Collecting NPs after wet-grinding |
Centrifuge | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | Centrific 228 | Container for centrifugation |
Delivery tube, #20, 840 µm | Thomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA | 3383M30 | Sieving of the first fraction during milling |
Delivery tube, #60, 250 µm | Thomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA | 3383M45 | Sieving of the second fraction (3x) during milling |
Thermomixer, 5350 Mixer | Eppendorf North America, Enfield, CT, USA | 05-400-200 | Analysis of sieving experiments |
FT-IR Spectrum Two, spectrometer with attenuated total reflectance (ATR) | Perkin Elmer, Waltham, MA, USA | L1050228 | Measuring FTIR spectra |
Glass beaker, 1000 mL | DWK Life Sciences, Milville, NJ, USA | 02-555-113 | Stirring of MPs-water slurry before grinding |
Glass front plate | Thomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA | 3383N55 | Front cover plaste for Wiley Mini Mill |
Glass jar, 50 mL | Uline, Pleasant Prairie, WI, USA | S-15846P | Collective MPs after milling |
Glove Box, neoprene | Bel-Art-SP Scienceware, Wayne, NJ, USA | BEL-H500290000 | 22-Inch, Size 10 |
Zetasizer Nano ZS 90 size analyzer | Malvern Panalytical, Worcestershire, UK | Zetasizer Nano ZS | Measuring nanoplastics dispersed in DI-water |
Microscope camera | Nikon, Tokyo, 108-6290, Japan | Nikon Digital Sight 10 | Combined with Olympus microscope to receive digital images |
Microscope | Olympus, Shinjuku, Tokyo, Japan | Model SZ 61 | Imaging of MPs |
Nitrogen jar, low form dewar flasks | Cole-Palmer, Vernon Hills, IL, USA | UX-03771-23 | Storage of liquid nitrogen during cryogenic cooling |
Accurate Blend 200, 12-speed blender | Oster, Boca Raton, FL, USA | 6684 | Initiating the size reduction of cryogenically treated plastic film |
PBAT film, – BioAgri™ (Mater-Bi®) | BioBag Americas, Inc, Dunedin, FL, USA | 0.7 mm thick | Feedstock to form MPs and NPs, agricultural mulch film |
PBAT pellets | Mobius, LLC, Lenoir City, TN, USA | Diameter 3 mm | Feedstock to form microplastics (MPs) and nanoplastics (NPs) trough milling and grinding |
Plastic centrifuge tubes, 50 mL | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 06-443-18 | Centrifugation of slurry after wet-grinding |
Plastic jar, 1000 mL, pre-cleaned, straight sided | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 05-719-733 | Collection of NPs during and after wet grinding |
Polygon stir bars, diameterø=8 mm, length=50.8 mm | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 14-512-127 | Stirring of MPs slurry prior to wet-grinding |
Scissors, titanium bonded | Westcott, Shelton, CT, USA | 13901 | Cutting of initial PBAT film feedstocks |
Square glass cell with square aperture and cap, 12 mm O.D. | Malvern Panalytical, Worcestershire, UK | PCS1115 | Measuring of NPs particle size |
Stainless steel bottom, 3 inch, pan | Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA | 8401 | For sieving after Wiley-milling |
Stainless steel sieve, 3 inch, No. 140 (106 µm) | Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA | 1308 | For sieving after Wiley-milling |
Stainless steel sieve, 3 inch, No. 20 (850 µm) | Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA | 1296 | Sieving of MPs after Wiley-milling |
Stainless steel sieve, 3 inch, No. 325 (45 µm) | Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA | 1313 | Sieving of MPs after Wiley-milling |
Stainless steel sieve, 3 inch, No. 60 (250 µm) | Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA | 1303 | Sieving of MPs after Wiley-milling |
Stainless steel top cover, 3 inch | Hogentogler & Co. Inc, Columbia, MD, USA | 8406 | Sieving of MPs after Wiley-milling |
Stainless steel tweezers | Global Industrial, Port Washington, NY, USA | T9FB2264892 | Transferring of frozen film particles from jar into blender |
Vacuum oven, model 281A | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | 13-262-50 | Vacuum oven to dry NPs after wet-grinding |
Friction grinding machine, Supermass Colloider | Masuko Sangyo, Tokyo, Japan | MKCA6-2J | Grinding machine to form NPs from MPs |
Wet-grinding stone, grit size: 297 μm -420 μm | Masuko Sangyo, Tokyo, Japan | MKE6-46DD | Grinding stone to form NPs from MPs |
Wiley Mini Mill, rotary cutting mill | Thomas Scientific, Swedesboro, NJ, USA | NC1346618 | Size reduction of pellets and film into MPs and NPs |
Software | |||
FTIR-Spectroscopy software | Perkin Elmer, Waltham, MA, USA | Spectrum 10 | Collection of spectra from the initial plastic, MPs and NPs |
Image J, image processing program | National Institutes of Health, Bethesda, MD, USA | Version 1.53n | Analysis of digital images received from microscopy |
Microscope software, ds-fi1 software | Malvern Panalytical , Malvern, UK | Firmware DS-U1 Ver3.10 | Recording of digital images |
Microsoft, Windows, Excel 365, spreadsheet software | Microsoft, Redmond, WA, USA | Office 365 | Calculating the average particle size and creating FTIR spectra images |
JMP software, statistical software | SAS Institute Inc., Cary, NC, 1989-2021 | Version 15 | Statistical analysis of particle size and perform best fit of data set |
Unscrambler software | Camo Analytics, Oslo, Norway | Version 9.2 | Normalizing and converting FTIR spectra into .csv fromat |