Summary
Cet article présente les réponses morphométriques et les résultats de performance d’entraînement d’un protocole d’entraînement par intervalles à haute intensité (HIIT) dans un modèle de rat Sprague-Dawley d’obésité induite par l’alimentation. Le but de ce protocole était de maximiser l’intensité de l’exercice et de déterminer les réponses physiologiques au HIIT chez les rats maigres et obèses.
Abstract
Par rapport à l’entraînement continu, modéré ou de faible intensité, l’entraînement par intervalles à haute intensité (HIIT) est une méthode alternative plus efficace en termes de temps qui entraîne des avantages physiologiques similaires. Cet article présente un protocole HIIT qui peut être utilisé pour évaluer divers marqueurs de santé dans un modèle d’obésité induite par l’alimentation chez le rat Sprague-Dawley. Des rats Sprague Dawley femelles âgés de 21 jours ont été répartis au hasard dans les groupes suivants : témoins (CON, n = 10), entraînés à l’exercice (TRN, n = 10), régime riche en graisses (HFD, n = 10) et régime riche en graisses/entraînement à l’exercice (HFD/TRN, n = 10). Les régimes témoins consistaient en de la nourriture de laboratoire commerciale contenant 10 % de kilocalories (kcal) provenant des matières grasses (3,82 kcal/g), et les régimes riches en graisses (HFD) étaient composés de 45 % de kcal provenant des matières grasses (4,7 kcal/g). Les animaux ont eu un accès ad libitum à leur régime alimentaire tout au long de l’étude. Après une période d’induction du régime de 8 semaines, les cohortes d’exercices ont effectué quatre séances de HIIT par semaine pendant 8 semaines. Chaque séance de HIIT se composait de 10 intervalles de 1 min de sprints/2 minutes de repos à l’aide d’un tapis roulant pour rongeurs avec une courroie motorisée. Après les 8 semaines de formation, les animaux ont été sacrifiés pour la collecte de tissus. Les résultats n’ont révélé aucune différence dans la distance parcourue entre les groupes TRN et HFD/TRN, et la vitesse d’entraînement a augmenté régulièrement pendant toute la durée de l’étude, avec une vitesse de course finale de 115 cm/s et 111 cm/s pour les groupes TRN et HFD/TRN, respectivement. L’apport calorique hebdomadaire a diminué (p < 0,05) dans le groupe TRN par rapport au groupe CON, mais a augmenté (p < 0,05) dans le groupe HFD/TRN par rapport au groupe HFD. Enfin, les animaux sur le HFD avaient une adiposité plus élevée (p < 0,05) et les animaux entraînés avaient une adiposité réduite (p < 0,05) par rapport aux témoins. Ce protocole démontre une méthode efficace pour évaluer les effets du HIIT sur divers résultats physiologiques dans un modèle d’obésité induite par l’alimentation.
Introduction
L’obésité et les comorbidités, telles que les maladies cardiovasculaires, les maladies métaboliques et le cancer, continuent d’être parmi les plus graves, les plus coûteuses et les plus évitables de tous les problèmes de santé. Actuellement, plus d’un tiers des adultes aux États-Unis et plus de 1,6 milliard d’adultes dans le monde sont classés comme obèses en fonction de leur indice de masse corporelle (IMC, défini comme le poids en kilogrammes divisé par le carré de la taille en mètres)1. L’obésité en tant que maladie résulte d’une prédisposition génétique, d’expositions environnementales et d’une dégradation des mécanismes normaux régulant l’apport énergétique et la dépense énergétique2. Alors que les coûts humains et financiers de l’épidémie d’obésité continuent d’augmenter, l’accent a été mis sur la compréhension des mécanismes impliqués dans l’équilibre énergétique et les effets de l’alimentation et de l’exercice dans la lutte contre les maladies métaboliques.
Des études antérieures ont démontré que l’exposition à des régimes alimentaires très appétissants et riches en énergie stimule la suralimentation dans des modèles de rats3. L’accès ad libitum à des régimes très appétissants entraîne une prise de poids excessive en raison de l’augmentation de l’apport calorique4. Des études ont également montré que l’exercice peut moduler l’appétit et améliorer la sensibilité de la signalisation de la satiété chez les personnes obèses5. Il est théorisé que cette récupération de la sensibilité de la signalisation de la satiété avec l’exercice est partiellement médiée par l’impact de l’entraînement physique sur la réactivité des tissus centraux et périphériques à la leptine, une hormone régulatrice clé dérivée des adipocytes qui supprime l’appétit et stimule la dépense énergétique5. Bien que ces études aient examiné une variété de protocoles d’exercice, il n’y a pas de consensus clair sur l’intervention la plus performante 6,7. Il existe des preuves suggérant que l’entraînement par intervalles à haute intensité (HIIT), qui implique des rafales répétées d’exercices intenses entrelacés d’intervalles de récupération, peut améliorer la régulation de l’appétit plus que d’autres formes d’exercice, telles que l’entraînement continu d’intensité modérée (MICT), l’entraînement continu d’intensité vigoureuse ou l’activité physique volontaire8. Cependant, il existe des lacunes dans les connaissances concernant l’intersectionnalité de l’entraînement par intervalles à haute intensité, de l’alimentation et de la régulation de l’appétit.
Des études antérieures ont également démontré que l’exercice est un puissant médiateur des comorbidités liées à l’inactivité, en particulier du point de vue des altérations des muscles et du tissu adipeux 9,10,11. On suppose que ces changements de composition conduisent à la promotion d’un état anti-inflammatoire qui peut être responsable de l’amélioration du risque de maladie observé avec l’exercice12. Les myokines, qui sont des cytokines, d’autres petites protéines et des peptides protéoglycanes libérés par le muscle squelettique lors des contractions musculaires, ont été postulées comme modérant les résultats anti-inflammatoires associés à l’activité physique. En revanche, il a été démontré que les adipokines, des molécules de signalisation cellulaire produites par le tissu adipeux, jouent principalement un rôle plus délétère et contribuent à la promotion d’un état inflammatoire13,14,15,16. Bien qu’il existe des preuves significatives démontrant que les modifications de la composition observées avec le MICT favorisent des résultats positifs pour la santé, moins de travaux ont été faits pour évaluer les avantages potentiels du HIIT1 7,18.
Enfin, les maladies cardiovasculaires sont bien établies comme la principale cause de morbidité chez l’homme et sont fortement corrélées à l’obésité, à l’alimentation et à l’activité physique1. Ce protocole fournit un moyen efficace d’entraîner des rongeurs pour l’évaluation des effets de l’entraînement cardiovasculaire sur de nombreux systèmes. En particulier, l’hypertrophie cardiaque est une adaptation marquée qui se produit avec l’exercice cardiovasculaire. Cette hypertrophie permet des contractions cardiaques plus robustes et l’apport de sang et d’oxygène aux tissus d’exercice. Des recherches antérieures suggèrent que l’exercice de haute intensité est plus susceptible d’induire une hypertrophie cardiaque que l’exercice d’intensité modérée19.
Ce protocole aide à combler les lacunes de la littérature en fournissant une approche pour examiner les effets du HIIT sur la régulation de l’appétit, les changements de composition (donc, les changements de myokine et d’adipokine) et les adaptations cardiovasculaires dans un modèle murin d’obésité induite par l’alimentation. De plus, les augmentations d’intensité basées sur la performance maximisent les résultats de l’entraînement et garantissent que les animaux ne s’adaptent pas à l’entraînement physique et ne s’approchent pas d’une intensité modérée plus tard dans le protocole d’entraînement.
L’objectif global de cette méthode est de maximiser l’effort d’exercice et d’identifier les changements phénotypiques chez les rats Sprague-Dawley en réponse au HIIT, à l’obésité induite par l’alimentation et à l’interaction de ces stimuli. Ce protocole est unique par rapport à d’autres techniques en raison de sa capacité à maximiser l’effort tout au long de la période d’entraînement, même avec une augmentation des niveaux de compétence et de forme physique des rats. Il permet également l’analyse simultanée de l’exercice et de l’obésité, plutôt que de se concentrer uniquement sur l’un ou l’autre. Plus précisément, cette étude visait à tester les hypothèses suivantes. (1) Les vitesses d’exercice peuvent augmenter tout au long de l’entraînement, et la distance parcourue par les rats dans le groupe TRN peut être plus grande que dans le groupe HFD/TRN20. (2) L’apport calorique hebdomadaire moyen des rats entraînés peut être supérieur à celui des témoins, ce qui peut être évident au sein de chaque cohorte de régime21. (3) Le gain quotidien moyen de masse peut être plus important chez les rats témoins que chez les rats exercés, et les rats témoins peuvent avoir une masse grasse plus élevée au moment du sacrifice21. (4) La masse du cœur et du foie peut être plus importante chez les rats HFD/TRN que chez les rats TRN19.
Protocol
Toutes les procédures décrites dans la présente étude ont été conformes à la 8e édition du Guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. La conception expérimentale a été approuvée par l’Office of Research and Sponsored Programs (ORSP) sous l’égide du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) 2019-5 de la West Virginia School of Osteopathic Medicine. Reportez-vous au tableau des matériaux et au tableau 1 pour plus de détails sur tous les matériaux utilisés dans ce protocole. Un aperçu général de la chronologie du protocole est présenté à la figure 1.
1. Plan d’expérience
- Utiliser 40 rats Sprague-Dawley femelles âgés de 21 jours provenant d’une source commerciale (voir le tableau des matériaux).
- Utiliser un équipement de protection approprié lors de la manipulation des animaux conformément aux directives de l’IACUC. Ces mesures de sécurité comprennent, sans s’y limiter, le port de gants stériles à usage unique, d’une blouse de laboratoire, de couvre-chaussures, etc.
- Pesez chaque animal et calculez la moyenne et l’erreur-type de la moyenne pour vous assurer que les groupes ne diffèrent pas en poids. Si les groupes diffèrent, faites correspondre les groupes pour le poids corporel en redistribuant les individus les plus lourds dans les groupes les plus légers et les individus les plus légers dans les groupes les plus lourds.
- Divisez au hasard les animaux en quatre groupes : les animaux témoins (CON, n = 10), les animaux témoins à régime alimentaire / à l’exercice (TRN, n = 10), le régime riche en graisses / le contrôle (HFD, n = 10) et le régime riche en graisses / l’entraînement à l’exercice (HFD / TRN, n = 10).
- Loger les rats dans des cages individuelles (un animal par cage) dans un environnement contrôlé (cycles lumière/obscurité de 12 h, 21 °C ± 2 °C, 60 % ± 10 % d’humidité) et sevrer tous les rats d’un régime témoin de nourriture de laboratoire achetée dans le commerce (voir le tableau des matériaux) pendant une période d’acclimatation d’une semaine. Équipez chaque cage de dispositifs d’enrichissement (abri, rongeages et matériel de nidification).
REMARQUE : Le régime CON se compose de nourriture de laboratoire achetée dans le commerce (voir le tableau des matériaux et le tableau 1 pour plus de détails) avec 10 % de kcal provenant des matières grasses (3,82 kcal/g). - Permettre un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau tout au long de l’expérience.
- Après la période d’acclimatation de 1 semaine, commencez la période de régime de 8 semaines en fournissant de la nourriture HFD aux groupes HFD et HFD/TRN. La nourriture HFD (voir le tableau des matériaux et le tableau 1 pour plus de détails) se compose de 45 % de kcal provenant des matières grasses (4,7 kcal/g), ce qui représente la répartition des macronutriments que l’on trouve dans un régime alimentaire occidental typique. Veiller à ce que tous les animaux continuent d’avoir un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau.
- Au début de chaque semaine, pesez et notez la masse de nourriture donnée à chaque animal. Utilisez 140 g de nourriture pour nourrir chaque animal pendant une semaine complète.
- Pour peser la nourriture, placez un bateau de pesée sur une balance numérique électronique de précision (voir le tableau des matériaux) et tarez la balance en appuyant sur le bouton « tare ». Placez 140 g de nourriture dans le bateau de pesée et notez le poids (g) de la balance. Il s’agit du poids « avant ».
- Placez la nourriture dans l’auge dans la cage d’habitation de chaque animal.
- Si un animal commence à manquer de nourriture, pesez une quantité supplémentaire (20 g pour chaque jour restant) et ajoutez cette nourriture au plateau de nourriture. Notez la quantité de nourriture supplémentaire donnée à chaque animal. Il peut être nécessaire d’ajouter du poids au-dessus de la nourriture dans la trémie pour permettre une plus grande facilité de consommation si les animaux ont du mal à consommer les granulés (comme en témoignent les granulés arrondis dans la trémie).
- À la fin de chaque semaine, pesez la nourriture restante pour chaque animal. Chaque animal devrait avoir des restes de nourriture pour s’assurer qu’ils sont capables de manger ad libitum. À l’aide de la même échelle, notez les aliments restants. Il s’agit du poids « après ».
- Soustrayez le poids « après » du « poids avant » pour chaque animal afin d’enregistrer l’apport alimentaire (g) par semaine.
- Après la période d’induction du régime de 8 semaines, commencez le protocole d’entraînement HIIT pour les rats en TRN et HFD/TRN. Il s’agit d’un régime HIIT de 8 semaines avec des séances d’entraînement chaque semaine le lundi, mardi, jeudi et vendredi (voir « Protocole d’entraînement HIIT » ci-dessous) entre 08h00 et 10h00. S’assurer que tous les animaux ont un accès ad libitum aux régimes expérimentaux qui leur sont attribués tout au long du protocole.
REMARQUE : Il n’y a pas de standardisation du protocole entre les groupes, car ce protocole est conçu pour maximiser les performances de chaque cohorte, et chaque cohorte peut différer (en raison des phénotypes induits par l’alimentation). - Euthanasier les rats 48 h après leur dernière séance d’exercice par prélèvement de tissus vitaux après induction de l’anesthésie à l’aide d’isoflurane inhalé (5%).
- Commencez par vous assurer qu’il y a suffisamment d’oxygène et d’isoflurane dans le système pour induire l’anesthésie. Ouvrez le réservoir d’oxygène en tournant la vanne principale (généralement sur le dessus du réservoir) dans le sens inverse des aiguilles d’une montre. Il peut ou non y avoir une vanne de régulation qui doit également être ouverte sur le réservoir d’oxygène, en fonction de la taille du réservoir d’oxygène. De plus, vérifiez que le tuyau d’échappement est correctement fixé et que le bidon de collecte n’est pas en surpoids.
- Pesez la cartouche avant utilisation et notez la date et le poids sur le côté de la cartouche. Assurez-vous que le robinet d’arrêt est ouvert sur la chambre d’induction et que le robinet d’arrêt du cône de nez est fermé.
- Pour induire l’anesthésie, placez l’animal dans la chambre d’induction et scellez la chambre en fixant les dispositifs de verrouillage. Réglez l’isoflurane à 5 % en appuyant sur le verrou de sécurité et en tournant le cadran dans le sens inverse des aiguilles d’une montre.
- Ensuite, tournez le cadran à la base du débitmètre d’oxygène dans le sens inverse des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que le compteur indique entre 1,5 et 2 L/min.
- Après 1 à 2 minutes, lorsque l’animal n’est plus conscient, éteignez l’isoflurane en tournant le cadran dans le sens des aiguilles d’une montre tout en appuyant sur le verrou de sécurité. Rincez la chambre d’induction avec de l’oxygène en appuyant sur la soupape de décharge d’oxygène pendant 3 à 5 s. Déverrouillez la chambre d’induction et retirez l’animal inconscient.
- Placez l’animal inconscient sur le dos et fixez un cône nasal pour lui administrer une anesthésie supplémentaire. Ouvrez le robinet d’arrêt pour la distribution du masque facial et fermez le robinet d’arrêt pour la chambre d’induction. Administrez 5 % d’isoflurane avec 100 % d’oxygène pour l’anesthésie via le masque facial jusqu’à ce que les réflexes de la pédale soient absents.
- Vérifiez les réflexes de la pédale en appliquant une pression de pincement sur les orteils de l’animal anesthésié et en recherchant une réponse réflexe.
- Sacrifiez l’animal selon les méthodes approuvées par l’IACUC (qui peuvent varier selon l’étude) et disséquez soigneusement les tissus cibles pour la mesure et une analyse plus approfondie (tissu adipeux sous-cutané, tissu adipeux périrénal, muscle squelettique, foie, gonades et cœur). Selon les protocoles de l’IACUC, l’euthanasie peut être complétée par une décapitation à l’aide d’une guillotine ou par un prélèvement de tissus vitaux (cœur).
- Pour recueillir le cœur, faites une incision sous les côtes et à travers le diaphragme.
- Localisez le cœur et coupez le système vasculaire (aorte, veine cave, artère pulmonaire, veine pulmonaire) avec des ciseaux chirurgicaux. Saisissez le cœur avec une pince et coupez le tissu conjonctif pour libérer le cœur. En travaillant rapidement, rincez le cœur avec une solution saline, tamponnez l’excès de liquide avec de la gaze et notez le poids. Si nécessaire, séparez le ventricule gauche, le ventricule droit et le septum avec des ciseaux chirurgicaux et pesez-les individuellement.
- Placez les échantillons de tissu cardiaque dans un cryoflacon et congelez-les dans de l’azote liquide.
- Ensuite, faites une incision longitudinale le long de l’abdomen avec un scalpel et deux incisions latérales de la région ombilicale au côté latéral de l’animal pour permettre l’accès aux organes abdominaux.
- À l’aide d’une pince et de ciseaux chirurgicaux, retirez tous les organes qui vous intéressent.
REMARQUE : Pour cette étude, le foie, le tissu adipeux viscéral (abdominal), le pancréas et le gastrocnémien ont été prélevés. Le tissu adipeux abdominal a été enlevé en une ou deux grandes sections en coupant doucement le tissu conjonctif autour des organes et de la paroi de la cavité corporelle. La graisse sous-cutanée n’a pas été collectée, comme dans les méthodes précédentes22. - Pour les organes, après le prélèvement, placez-les dans un bateau de pesée propre sur une balance tarée. Enregistrez le poids (g) et placez les échantillons dans des flacons cryogéniques pour la congélation éclair.
- À l’aide d’une pince et de ciseaux chirurgicaux, retirez tous les organes qui vous intéressent.
- Pour le gastrocnémien, faites deux incisions sur les côtés latéraux de la jambe inférieure et une horizontalement sur le tendon d’Achille.
- Coupez ou déchirez le tissu conjonctif reliant la peau à la musculature pour exposer le gastrocnémien. Coupez le tendon d’Achille avec des ciseaux chirurgicaux le plus près possible du muscle et saisissez le gastrocnémien avec une pince.
- Suivez le gastrocnémien jusqu’au point de connexion supérieur et faites une incision similaire pour libérer le muscle.
- Peser l’échantillon sur un bateau de pesée propre et taré, le placer dans un cryoflacon et le congeler dans de l’azote liquide.
- Pour recueillir le cœur, faites une incision sous les côtes et à travers le diaphragme.
- Placez immédiatement tous les autres échantillons de tissus prélevés dans des flacons cryogéniques, congelez-les dans de l’azote liquide et conservez-les à −80 °C. Ces tissus peuvent être conservés pour de futures analyses de laboratoire telles que la PCR, le transfert Western ou d’autres méthodes en fonction des objectifs de recherche.
2. Protocole d’entraînement HIIT
- Pour commencer une séance d’entraînement, allumez le tapis roulant (voir le tableau des matériaux) en actionnant l’interrupteur d’alimentation situé à l’arrière de l’unité de commande.
- Réglez le choc du tapis roulant à 0,00 mA en tournant le cadran de l’unité de commande dans le sens inverse des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que le moniteur affiche 0,00 mA.
- Réglez l’inclinaison du tapis de course à 5,0 % en desserrant l’écrou de blocage au bas du tapis de course et en réglant l’inclinaison sur le premier cran. Resserrez l’écrou de blocage pour fixer l’inclinaison du tapis roulant dans cette position.
- En soutenant le corps de l’animal d’une main, saisissez doucement la base de la queue avec l’autre main et placez l’animal dans une voie individuelle sur le tapis roulant.
- Répétez le processus jusqu’à ce que les cinq voies individuelles du tapis roulant soient occupées par un rat de la même cohorte.
- Réglez la vitesse du tapis de course à 45 cm/s en tournant le cadran de vitesse dans le sens des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que le moniteur affiche 45 cm/s. Appuyez sur le bouton Stop/Run pour démarrer le tapis de course et laissez-le fonctionner pendant 5 minutes. Appuyez à nouveau sur le bouton Stop/Run pour arrêter le tapis de course après 5 min. Aucun choc électrique n’est utilisé pendant ce temps.
REMARQUE : Les animaux peuvent avoir besoin d’être encouragés avec des brosses à poils durs pour rester à l’écart de la grille de choc pendant les premières étapes du protocole afin de faciliter leur apprentissage de l’utilisation du tapis roulant. - À la fin des 5 min, prévoyez un repos de 2 min avant de commencer la période d’entraînement. Tournez la molette de l’unité de commande dans le sens des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que le moniteur indique la vitesse de départ correspondante de l’entraînement. Utilisez une vitesse de course initiale de 55 cm/s pour la première séance. Pour le premier sprint de chaque nouvelle journée d’entraînement, utilisez une vitesse de départ inférieure de 4 cm/s à la vitesse la plus élevée atteinte la veille.
- Démarrez le tapis roulant en appuyant sur le bouton Start , faites courir les animaux jusqu’à ce que le moniteur indique 1 :00 (1 min), puis arrêtez le tapis roulant en appuyant à nouveau sur le bouton Stop/Run .
- Agitez les animaux avec des brosses pour encourager le mouvement vers l’avant si l’animal atteint la grille de choc (située à l’arrière du tapis roulant). Si un animal par groupe d’entraînement ne répond pas aux brosses plus de deux fois par séance d’entraînement, allumez la grille de choc à 2,0 mA pour le reste de la séance.
- Après le sprint, laissez les animaux se reposer pendant 2 min. À la fin des 2 minutes de repos, commencez le sprint suivant en démarrant le tapis roulant en appuyant sur le bouton Stop/Run de l’unité de commande. Les détails concernant la vitesse du tapis roulant sont définis ci-dessous.
- Augmentez la vitesse de 4 cm/s pour l’intervalle de sprint suivant par rapport à la vitesse précédente utilisée si les cinq animaux d’une cohorte terminent l’intervalle de sprint sans avoir besoin de motivation (encouragement avec une brosse à poils durs ou contact avec la grille de choc plus de cinq fois) pendant un intervalle de sprint complet de 1 minute. La vitesse est augmentée en tournant le bouton de vitesse de l’unité de commande dans le sens des aiguilles d’une montre.
- Utilisez la même vitesse d’intervalle que l’intervalle de sprint précédent si les brosses sont utilisées pour encourager la course ou si un animal touche la grille de choc plus de cinq fois en un seul sprint de 1 minute.
- Réduire la vitesse pour l’intervalle suivant de 4 cm/s si un animal se débat excessivement pendant un intervalle de sprint (plus de 20 s de temps cumulé sur la grille de choc).
REMARQUE : D’après notre expérience, 100% des animaux ont été en mesure d’effectuer la course requise. Néanmoins, il peut être nécessaire de retirer les animaux de l’étude à la discrétion de l’investigateur s’ils démontrent une réticence à courir ou s’ils subissent des chocs excessifs. - Enregistrez la vitesse et la distance parcourues pour chaque combat.
- Répétez le processus pour un total de 10 séances d’entraînement HIIT chaque jour d’entraînement. Chaque séance d’entraînement consiste en 1 min de course à haute intensité suivi de 2 min de repos.
- À la fin de la séance d’entraînement, retirez chaque animal du tapis roulant et placez-le dans sa cage individuelle.
- Pour chaque nouvelle journée d’entraînement, la vitesse de course initiale pour le premier combat commence à 4 cm/s plus lentement que la vitesse la plus rapide obtenue lors de l’entraînement de la veille, avec une vitesse minimale de 55 cm/s.
3. Analyse statistique
- Déclarez les mesures morphométriques et les autres mesures des résultats sous forme de moyennes et d’erreurs-types.
- Déterminer les différences entre les groupes dans un logiciel d’analyse (voir Tableau des matériaux) à l’aide d’un modèle à effets mixtes permettant de multiples comparaisons.
NOTE : La correction de Šidák a été mise en œuvre pour tenir compte des comparaisons multiples. Un modèle de mesures répétées a été mis en œuvre lorsque cela était approprié. Les différences significatives ont été déterminées par p < 0,05.
Representative Results
La figure 2 montre que les performances d’entraînement ont augmenté pendant la durée du protocole. Les vitesses finales de fonctionnement des groupes TRN et HFD/TRN étaient respectivement de 115 cm/s et 111 cm/s. La distance totale de course ne différait pas entre les groupes TRN et HFD/TRN (Figure 3).
L’ingestion alimentaire hebdomadaire moyenne des animaux suivant le régime témoin était plus élevée (p < 0,0001) que celle des animaux suivant un régime riche en graisses (103 g/semaine ± 1,0 g/semaine contre 91 g/semaine ± 1,0 g/semaine, respectivement). La prise alimentaire hebdomadaire moyenne était également plus élevée (p < 0,001) dans les groupes entraînés que dans les groupes non entraînés (98 g/semaine ± 1,3 g/semaine contre 92,2 g/semaine ± 1,0 g/semaine, respectivement). En examinant les interactions, les groupes CON et TRN ne différaient pas les uns des autres, mais avaient un apport hebdomadaire supérieur (p < 0,05) à celui du groupe HFD/TRN, qui mangeait plus (p < 0,05) que le groupe HFD (Figure 4). Lors de la traduction de l’ingestion alimentaire en apport en kcal, les animaux soumis à un régime riche en graisses avaient un apport calorique plus élevé (p < 0,0001) que ceux suivant le régime témoin (430 kcal/semaine ± 4,6 kcal/semaine contre 396 kcal/semaine ± 3,7 kcal/semaine, respectivement). Il en a résulté des différences (p < 0,05) dans l’apport calorique hebdomadaire entre les quatre groupes, le groupe HFD/TRN affichant le plus grand apport calorique hebdomadaire, suivi séquentiellement des groupes HFD, CON et TRN (Figure 5).
Le poids corporel ne différait pas d’un groupe à l’autre jusqu’à la semaine 8 de la période d’alimentation, lorsque les groupes HFD et HFD/TRN ont atteint une masse supérieure (p < 0,05) à celle des groupes CON et TRN (293 g ± 10,1 g et 298 g ± 13,1 g contre 270 g ± 8,6 g et 264 g ± 6,8 g, respectivement). Les groupes HFD et HFD/TRN sont restés plus lourds (p < 0,05) que les groupes CON et TRN pour le reste de l’étude (atteignant respectivement 332 g ± 14,4 g, 347 g ± 16,3 g, 304 g ± 10,3 g et 304 g ± 10,1 g pour les groupes HFD, HFD/TRN, CON et TRN, respectivement). Le gain quotidien moyen (GMQ) était plus élevé (p < 0,05) chez les animaux entraînés par rapport aux animaux non entraînés au cours de la partie exercice de l’étude (0,8 g/jour ± 0,11 g/jour contre 0,5 g/jour ± 0,09 g/jour, respectivement), et il n’y avait aucune différence dans l’ADG entre les groupes CON et HFD au cours de cette période. Ensemble, cela s’est traduit par un GMQ plus élevé (p < 0,05) dans le groupe HFD/TRN que dans le groupe HFD et aucune différence entre les groupes CON et TRN (Figure 6) au cours de la période d’entraînement. Cependant, la période d’entraînement de 8 semaines n’a pas induit de différence de poids entre les groupes HFD/TRN et HFD (347 g ± 16,3 g contre 331,5 g ± 14,4 g, respectivement).
Après l’achèvement du protocole d’entraînement, le prélèvement tissulaire a révélé que les animaux du HFD avaient une adiposité viscérale supérieure (p < 0,05) à celle du groupe CON (25 g ± 2,1 g contre 19 g ± 1,5 g, respectivement), et que les animaux entraînés à l’exercice présentaient une adiposité viscérale réduite (p < 0,05) par rapport aux animaux témoins (21 g ± 2,4 g contre 25 g ± 2,1 g, respectivement). Le groupe HFD avait une adiposité viscérale plus élevée (p < 0,05) que les groupes TRN et HFD/TRN (Figure 7). La masse cardiaque était plus élevée dans le groupe HFD/TRN que dans les groupes CON, TRN et HFD (p < 0,05 ; 1,3 g ± 0,2 g contre 1,1 g ± 0,1 g, 1,1 g ± 0,1 g et 1,0 g ± 0,1 g, respectivement). Aucune différence n’a été observée dans la masse hépatique entre les groupes. Aucune différence n’a été identifiée dans la masse d’autres organes ou tissus.
Figure 1 : Chronologie du protocole d’étude selon l’âge de l’animal en jours. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Vitesse HIIT tout au long du protocole d’entraînement pour les animaux TRN et HFD/TRN par session. Le HIIT a été effectué quatre jours différents chaque semaine pendant 8 semaines, ce qui a donné lieu à 32 séances d’entraînement. Les données moyennes par séance d’entraînement sont présentées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Distance moyenne parcourue par sprint dans les groupes TRN et HFD/TRN tout au long du protocole d’entraînement. Le HIIT a été effectué quatre jours différents chaque semaine pendant 8 semaines, ce qui a donné lieu à 32 séances d’entraînement. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± MEB. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Consommation alimentaire hebdomadaire moyenne des cohortes CON, TRN, HFD et HFD/TRN. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± d’erreur-type de la moyenne (SEM). a, b, cLes moyennes avec des lettres différentes diffèrent (p < 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Apport calorique hebdomadaire des cohortes CON, TRN, HFD et HFD/TRN. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. a,b,c,dLes moyennes avec des lettres différentes diffèrent (p < 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Gain de poids quotidien moyen dans les cohortes CON, TRN, HFD et HFD/TRN. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. a,bLes groupes avec des lettres différentes diffèrent (p < 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Masse grasse viscérale moyenne à l’autopsie. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. a,bLes groupes avec des lettres différentes diffèrent (p < 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Tableau 1 : Composition des régimes utilisés dans le protocole. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Discussion
Ce protocole fournit une méthode efficace pour examiner les effets du HIIT sur plusieurs marqueurs de santé dans un modèle d’obésité induite par l’alimentation. La procédure s’appuie sur des études antérieures pour permettre une méthode plus rapide d’examen de plusieurs variables de résultats, telles que les variables d’entraînement à l’exercice, les marqueurs de régulation de l’appétit et les analyses invasives de la composition corporelle 3,7,8,18,23,24. Le contenu de l’alimentation, la durée et le protocole d’intervention de l’exercice étaient cohérents avec les publications antérieures23,24. Dans le cadre de cette étude, on a acheté de la nourriture de laboratoire disponible dans le commerce (voir le tableau des matériaux). La nourriture de laboratoire pour les régimes riches en graisses et les régimes témoins contenait la même quantité de protéines et de micronutriments. La teneur en glucides et en lipides des régimes alimentaires a été modifiée pour fournir une méthode sûre d’induction de l’obésité dans le groupe expérimental (voir le tableau 1).
La période d’induction de l’obésité de 8 semaines utilisée dans la présente étude a été modélisée sur la base de recherches antérieures montrant des changements significatifs dans le poids après la fourniture de nourriture de laboratoire commerciale composée de 45% de kcal provenant des graisses (4,7 kcal / g), ce qui représente la répartition des macronutriments trouvée dans le régime alimentaire occidental typique23. De plus, des études antérieures ont démontré l’efficacité d’un protocole HIIT de 8 semaines sur l’influence de l’apport alimentaire 7,8, des profils adipeux 18,23 et du gain musculaire 18. Les résultats du protocole décrit dans cette étude étaient cohérents avec les études antérieures rapportant que le HIIT a un impact sur la régulation de l’appétit, ainsi que sur les changements de composition de l’adiposité et de la masse musculaire.
L’un des avantages de ce protocole est qu’il maximise l’intensité de l’entraînement physique chez les animaux et maintient un effort maximal tout au long du protocole. Au fur et à mesure que les animaux apprennent à utiliser le tapis roulant de manière compétente et à faire des gains de forme physique, la vitesse du tapis roulant est augmentée en conséquence par rapport à leurs performances. De plus, l’utilisation de l’inclinaison de 5,0 % permet aux animaux d’atteindre l’intensité maximale à chaque séance et tout au long du protocole plus rapidement que ce qui serait accompli sans l’utilisation de l’inclinaison. En conséquence, la performance de l’exercice est maximisée pour chaque entraînement et pour la durée du protocole.
Au cours de l’étude, un animal n’a pas été en mesure de terminer le protocole expérimental en raison d’une maladie, ce qui a fait que n = 39 animaux ont terminé l’étude, avec seulement n = 9 rats dans la cohorte HFD. Ce protocole a été initialement conçu pour évaluer les changements dans les profils de cytokines en réponse à l’exercice et à l’alimentation, et l’analyse de puissance a révélé une puissance supérieure à 90% pour identifier une différence (p < 0,05) dans la cytokine cible primaire (irisine). Les études futures utilisant ce modèle devraient s’appuyer sur des analyses de puissance uniques pour déterminer les tailles d’échantillon appropriées.
Cette étude a été principalement conçue pour examiner les résultats physiologiques du HIIT dans un modèle rongeur d’obésité induite par l’alimentation et pour maximiser l’intensité de l’exercice. Ce protocole a permis de démontrer la variation de l’ADG et de l’adiposité en réponse à l’alimentation et au HIIT (Figure 6 et Figure 7). De futures études pourraient identifier spécifiquement les réponses endocriniennes, myokines et adipokines au HIIT. L’élucidation de ces mécanismes peut s’avérer bénéfique dans le traitement et la prévention de l’obésité et de ses comorbidités.
Cette étude a également démontré l’impact de l’alimentation et du HIIT sur la prise alimentaire. Les résultats ont indiqué que lorsque les animaux consommaient un régime riche en graisses, les animaux entraînés consommaient plus de calories que les animaux non entraînés. En revanche, lorsque les animaux ont mangé le régime témoin, les animaux entraînés ont consommé moins de calories que les animaux non entraînés, démontrant des réponses de régulation de l’appétit différentes en fonction de la composition du régime alimentaire. Par conséquent, les stratégies de perte de poids qui utilisent le HIIT peuvent être moins efficaces pour ceux qui consomment simultanément un régime riche en graisses, car ils peuvent être plus susceptibles de consommer des calories en excès. En revanche, un apport équilibré en macronutriments pendant le HIIT peut favoriser un faible apport calorique et, par conséquent, faciliter la perte de poids. Ce modèle peut faciliter les efforts de recherche visant à développer une compréhension plus approfondie des mécanismes à l’origine de l’équilibre énergétique et les efforts visant à développer des stratégies efficaces de perte de poids.
Enfin, ce protocole a démontré une variation du tissu cardiaque entre les cohortes, reflétant des changements adaptatifs dans la composition corporelle en réponse à l’alimentation et à l’entraînement physique. Ces données suggèrent que l’induction de l’obésité suivie d’un HIIT peut prédisposer les individus à l’hypertrophie myocardique sans aucune altération de la taille hépatique accompagnée. De futures analyses visant à déterminer les mécanismes à l’origine de ces résultats pourraient être utiles pour étudier l’hypertrophie myocardique et les liens métaboliques entre l’obésité, le HIIT et les maladies cardiovasculaires.
Le protocole décrit dans cette étude présente plusieurs limites. Tout d’abord, le tapis roulant utilisé dans cette étude avait cinq voies, ce qui permettait de faire courir cinq rats en même temps. Bien que cette façon d’exécuter le protocole soit efficace, il était difficile pour un seul chercheur de s’occuper de chacun des animaux à la fois. Il y avait des occasions où il était difficile pour le préposé au tapis roulant de répartir son attention entre les multiples animaux qui avaient besoin d’être stimulés avec des brosses à poils. À l’avenir, il sera prioritaire de veiller à ce qu’un plus grand nombre de chercheurs soient disponibles pour aider à l’élaboration des protocoles de formation. De plus, le modèle de tapis roulant à cinq voies n’a pas la capacité de mesurer les échanges gazeux et, par conséquent, le métabolisme aérobie/anaérobie des animaux pendant le protocole n’a pas pu être évalué. L’entreprise qui a fourni le tapis roulant pour rongeurs (voir le tableau des matériaux) offre un tapis roulant capable de mesurer les échanges gazeux, mais il s’agit d’un tapis roulant à voie unique et, par conséquent, nécessiterait beaucoup plus de temps et d’efforts. Cet effort peut toutefois être utile pour les chercheurs qui ont besoin de mesurer ou de contrôler des résultats spécifiques de la calorimétrie indirecte. De plus, il existe très peu de preuves disponibles sur la façon dont la grille de choc peut avoir un impact sur la performance de l’exercice, ce qui devrait être pris en compte lors de l’interprétation des résultats de ce modèle. Enfin, le protocole d’exercice décrit dans cette étude a été conçu avec de jeunes rats femelles Sprague-Dawley. Des études antérieures ont montré des effets de dimorphisme sexuel, en particulier en ce qui concerne le HIIT et la régulation de l’appétit 3,7. Bien que des résultats similaires soient prévus, ce protocole n’a pas testé d’animaux d’espèces, d’âges, de sexes ou de résultats de santé différents.
Par rapport aux modèles précédents, ce protocole démontre une méthode plus efficace en termes de temps pour évaluer une gamme de variables de résultat. Par exemple, ce protocole a permis d’identifier les interactions entre le HIIT et la régulation de l’appétit dans un protocole qui impliquait quatre séances d’entraînement par semaine pendant 8 semaines, par rapport à des études antérieures qui impliquaient cinq séances d’entraînement par semaine pendant 8 semaines24 ou même 12 semaines d’entraînement8. De plus, cette conception d’étude a permis l’analyse d’une variété de marqueurs de santé, tels que les données d’exercice, les marqueurs de la régulation de l’appétit et la composition corporelle. Ces marqueurs, ainsi que les adaptations cardiaques à l’entraînement physique, représentent également des moyens prometteurs d’évaluer les adaptations d’entraînement du système cardiovasculaire. Des mesures de la fonction endothéliale, de la composition du type de fibres musculaires et de l’hypertrophie des myocytes cardiaques pourraient facilement être ajoutées pour mieux comprendre ces adaptations induites par l’exercice. De plus, ce protocole prévoyait des augmentations d’intensité basées sur les performances. Cette conception a permis de maximiser les résultats de l’entraînement et de s’assurer que les rats ne s’adaptent pas à l’environnement d’exercice et s’approchent d’un modèle d’entraînement continu d’intensité modérée vers la fin de l’intervention. C’est ce que montre la figure 2 ; Plus précisément, les vitesses de sprint de ces animaux étaient plus du double des vitesses atteintes dans les publications précédentes, qui ont ensuite démontré de nombreuses adaptations cardiovasculaires, musculaires squelettiques et thermorégulatrices compatibles avec les interventions HIIT25.
Disclosures
Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflits d’intérêts concernant la publication de cet article.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à remercier Michael Pankey, Chris Butler et le personnel de WVSOM pour leur aide dans les soins aux animaux et la collecte de données.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Commercial laboratory chow for control diet | Research Diets Inc., New Brunswick, NJ | D12450H | |
| Commercial laboratory chow for high-fat diet | Research Diets Inc., New Brunswick, NJ | D12451 | |
| GraphPad Prism software | GraphPad Software Inc., San Diego, CA | ||
| Precision Electronic Digital Scale | Ohaus Corporation, Pine Brook, NJ | V11P30 | |
| Rodent treadmill | Panlab, Barcelona, Spain | ||
| Sprague Dawley rats | Charles River, Durham, NC | ||
| Table top anesthesia machine | VetEquip Inc., Livermore, CA | V0557 |
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