Summary
O protocolo descreve traumatismo cranioencefálico leve em modelo de camundongo. Em particular, um protocolo passo-a-passo para induzir um traumatismo cranioencefálico fechado na linha média leve e a caracterização do modelo animal são totalmente explicados.
Abstract
Modelos animais altamente reprodutíveis de traumatismo cranioencefálico (TCE), com patologias bem definidas, são necessários para testar intervenções terapêuticas e entender os mecanismos de como um TCE altera a função cerebral. A disponibilidade de múltiplos modelos animais de TCE é necessária para modelar os diferentes aspectos e gravidades do TCE observados em pessoas. Este manuscrito descreve o uso de um traumatismo cranioencefálico fechado (TCE) na linha média para desenvolver um modelo de TCE leve em camundongos. O modelo é considerado leve porque não produz lesões cerebrais estruturais baseadas em neuroimagem ou perda neuronal macroscópica. No entanto, um único impacto cria patologia suficiente para que o comprometimento cognitivo seja mensurável pelo menos 1 mês após a lesão. Um protocolo passo-a-passo para induzir um CHI em camundongos usando um impactor eletromagnético guiado estereotaxicamente é definido no artigo. Os benefícios do modelo de TCEC leve incluem a reprodutibilidade das alterações induzidas por lesão com baixa mortalidade. O modelo foi caracterizado temporalmente até 1 ano após a lesão para alterações neuromagnéticas, neuroquímicas, neuropatológicas e comportamentais. O modelo é complementar aos modelos de crânio aberto de impacto cortical controlado usando o mesmo dispositivo pêndulo. Assim, os laboratórios podem modelar tanto o TCE difuso leve quanto o TCE focal moderado a grave com o mesmo impactor.
Introduction
O traumatismo cranioencefálico (TCE) é causado por uma força externa no cérebro, frequentemente associada a quedas, lesões esportivas, violência física ou acidentes de trânsito. Em 2014, os Centros de Controle e Prevenção de Doenças determinaram que 2,53 milhões de americanos procuraram o departamento de emergência para procurar ajuda médica para acidentes relacionados ao TCE1. Como o TCE leve (TCEm) representa a maioria dos casos de TCE, nas últimas décadas, vários modelos de TCEm têm sido adotados, os quais incluem queda de peso, traumatismo cranioencefálico fechado por pistão e impacto cortical controlado, lesão rotacional, lesão leve por percussão líquidae modelos de lesão por explosão2,3. A heterogeneidade dos modelos de TCEm é útil para abordar as diferentes características associadas ao TCEm observadas em pessoas e para ajudar a avaliar os mecanismos celulares e moleculares associados à lesão cerebral.
Dos modelos comumente utilizados de TCE fechado, um dos primeiros e mais utilizados é o método de queda de peso, em que um objeto é derrubado de uma altura específica sobre a cabeça do animal (anestesiado ou acordado)2,4. No método de queda de peso, a gravidade da lesão depende de vários parâmetros, incluindo craniotomias realizadas ou não, cabeça fixa ou livre, distância e peso do objeto em queda 2,4. Uma desvantagem desse modelo é a alta variabilidade na gravidade da lesão e a alta taxa de mortalidade associada à depressãorespiratória5,6. Uma alternativa comum é entregar o impacto usando um dispositivo pneumático ou eletromagnético, o que pode ser feito diretamente na dura-máter exposta (impacto cortical controlado: CCI) ou no crânio fechado (traumatismo craniano fechado: CHI). Um dos pontos fortes da lesão conduzida por pistão é sua alta reprodutibilidade e baixa mortalidade. Entretanto, a ICC requer craniotomia7,8, e a própria craniotomia induz inflamação9. Em vez disso, no modelo de TCEC, não há necessidade de craniotomia. Como já dito, cada modelo tem limitações. Uma das limitações do modelo de TCEC descrito neste trabalho é que a cirurgia é realizada com armação estereotáxica e a cabeça do animal é imobilizada. Embora a imobilização total da cabeça assegure a reprodutibilidade, ela não contabiliza o movimento após o impacto que poderia contribuir para a lesão associada a um TCEm.
Este protocolo descreve um método básico para realizar um impacto de CHI com um dispositivo de impacto eletromagnético10 disponível comercialmente em um mouse. Este protocolo detalha os parâmetros exatos envolvidos para se obter uma lesão altamente reprodutível. Em particular, o investigador tem controle preciso sobre os parâmetros (profundidade da lesão, tempo de permanência e velocidade do impacto) para definir com precisão a gravidade da lesão. Como descrito, esse modelo de TCEC produz uma lesão que resulta em fenótipos bilaterais, tanto difusos quanto microscópicos (isto é, ativação crônica da glia, dano axonal e vascular), e comportamentais11,12,13,14,15. Além disso, o modelo descrito é considerado leve, pois não induz lesões cerebrais estruturais baseadas em RM ou lesões macroscópicas anatomopatológicas mesmo 1 ano após alesão16,17.
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Protocol
Os experimentos realizados foram aprovados pelo Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) da Universidade de Kentucky, e tanto as diretrizes do ARRIVE quanto do Guide for the Care and Use of Laboratory Animals foram seguidas durante o estudo.
1. Arranjo cirúrgico
NOTA: Os ratos são alojados em grupos de 4-5/gaiola, a umidade na sala de alojamento é mantida em 43%-47%, e a temperatura é mantida em 22-23 °C. Os camundongos recebem acesso ad libitum a comida e água e são expostos a um ciclo claro/escuro de 12 h/12 h (7h/19h).
- Use uma área cirúrgica designada, como um capuz ou sala de procedimentos cirúrgicos dedicada, para realizar a cirurgia do animal.
- Certifique-se de que a área cirúrgica inclua uma almofada de aquecimento, uma estrutura estereotáxica equipada com um pêndulo eletromagnético e uma máscara de anestesia projetada para administrar gás isoflurano (ver Figura 1A).
- Certifique-se de que o cirurgião ou o pessoal envolvido na cirurgia use um jaleco limpo, uma máscara facial, luvas e uma touca cirúrgica.
- Use ferramentas cirúrgicas estéreis, aplicadores estéreis com ponta de algodão e compressas de gaze. Use um esterilizador de esferas quentes para esterilizar os instrumentos entre ratos durante o dia da cirurgia.
- Use uma câmara de indução anestésica para preparar o mouse para a cirurgia em uma área pré-operatória.
- Use almofadas de aquecimento para manter a temperatura do animal, limpe as gaiolas de retenção do rato no pós-operatório e temporizadores para registrar o reflexo de retificação do rato após a cirurgia.
2. Procedimento pré-operatório
- Preparar o aparelho de apoio da cabeça (ver Figura 1B).
- Remova a crista da extremidade enrolada de um bulbo de pipeta de látex de 1 mL (extremidade inflável) (ver Figura 1C).
- Conecte o bulbo à tubulação usando parafilme (ver Figura 1C).
- Conecte a tubulação a uma seringa de 10 mL usando uma torneira. Encha a seringa com água (ver figura 1C).
NOTA: O bulbo de pipeta de látex de 1 mL será colocado sob a cabeça do mouse para deslocar a força de impacto para longe das orelhas. Tente remover o máximo de ar possível da lâmpada antes de usar para que a lâmpada seja preenchida principalmente com água e não ar.
- Configuração do impactor.
- Selecione a ponta da sonda de 5 mm, rosqueie-a ao pistão no centro inferior do atuador (dentro do cilindro maior) e aperte suavemente a sonda sem aplicar força excessiva. Reaperte a ponta entre os impactos (ver Figura 1B).
- Antes de ligar o impactor, certifique-se de que o interruptor Estender/Retrair está posicionado na posição central Desligada. Em seguida, conecte o cabo do atuador ao conector no painel frontal da caixa de controle do pêndulo e o cabo do sensor ao conector no painel frontal. Em seguida, ligue o interruptor de alimentação no painel traseiro (consulte a Figura 1D).
NOTA: O botão de alternância Estender/Retrair precisa permanecer na posição central Desligado quando não estiver em uso. - Configure a velocidade de impacto girando o botão grande no lado esquerdo da caixa de controle até que uma velocidade de impacto de 5,0 ± 0,2 m/s apareça no visor (consulte a Figura 1D).
- Defina o contador de permanência para 100 ms girando os mostradores até que o contador de permanência leia 0,01 (consulte a Figura 1D).
NOTA: A permanência é o tempo de contato antes que ocorra a retração automática. - Coloque o atuador do pêndulo em uma bolsa de gelo para evitar que o cilindro plástico se expanda, o que trava o cilindro no lugar, impedindo o movimento do cilindro e a entrega de impactos futuros (ver Figura 1E).
- Prepare o rato para a cirurgia.
- Inspecione visualmente o camundongo antes da cirurgia e elimine o camundongo do estudo se uma das seguintes condições for observada: mau estado da pelagem, letargia ou baixo peso (<20 g) para um camundongo de 4 meses de idade.
- Anestesiar o camundongo com isoflurano a 4%-5% em oxigênio a 100% usando uma câmara de indução colocada em uma almofada de aquecimento por 1-2 min.
- Faça a barba do local da operação usando um cortador de cabelo elétrico.
- Limpe a cabeça com almofadas estéreis de preparação de álcool e aplique um anestésico tópico no couro cabeludo raspado pelo menos 15 minutos antes do início da cirurgia.
- Devolver o rato a uma gaiola de retenção limpa antes da cirurgia. Iniciar a cirurgia após pelo menos 15 min da aplicação do anestésico tópico (tempo de indução).
OBS: O tempo de anestesia pode variar de acordo com o anestésico utilizado no procedimento.
- Verifique mais uma vez se o quadro estereotáxico, o impactor e o visor estereotáxico digital (consulte a Figura 1F) estão prontos para serem usados.
- Retorne o camundongo à câmara de indução de isoflurano com isoflurano a 4%-5% em oxigênio a 100% por aproximadamente 3 min.
- Fixe o mouse no headstage.
3. Procedimento cirúrgico
- Fixe o mouse na estrutura estereotáxica usando barras auriculares de ponta cônica de resina acetal leve, uma barra de mordida e uma máscara de anestesia de mouse (consulte a Figura 1G,H). O gás isoflurano é liberado a 2%-3% em ar ambiente a 100-200 mL/min. Monitore cuidadosamente a respiração do mouse para garantir a profundidade da anestesia e ajustar o nível de gás conforme necessário.
- Aplique lubrificante ocular estéril nos olhos para evitar o ressecamento da córnea.
- Esterilizar o couro cabeludo com cotonetes de iodopovidona e compressas de álcool estéreis três vezes.
- Certifique-se de que o mouse está profundamente anestesiado, verificando a falta de uma resposta de pinça dos dedos.
- Realizar incisão de aproximadamente 1 cm na linha média do couro cabeludo entre os olhos e o pescoço com bisturi, expondo o crânio (ver Figura 1I).
- Deixe o crânio secar por 1-2 min.
- Identificar bregma (o ponto de intersecção das suturas coronal e sagital) e lambda (a intersecção das suturas sagital e lambdoide) (ver Figura 1J).
NOTA: Um atlas do cérebro do rato pode ser utilizado como referência. - Coloque o aparelho de apoio da cabeça sob a cabeça e encha o bulbo com água até que ele esteja pressionando contra a parte inferior da cabeça do mouse, mas não levantando a cabeça para longe da barra de mordida.
NOTA: Esta etapa é essencial para reduzir possíveis problemas de ouvido do CHI. Qualquer animal com danos na orelha das barras auriculares, resultando em rolagem ou sangramento, deve ser eliminado do estudo e eutanasiado. - Mova o pêndulo para o lugar sobre a cabeça do animal.
- Estenda o pêndulo colocando o botão de alternância Estender /Retrair (na caixa de controle do pêndulo) em Estender.
NOTA: Certifique-se de verificar se a ponta está totalmente estendida puxando a ponta para baixo. - Alinhe o pêndulo até que ele esteja centralizado sobre o bregma (ver Figura 1K).
- Redefina as coordenadas estereotáxicas digitais x e y no leitor estereotáxico para 0 (no controle de tela sensível ao toque)
- Alinhe a sonda sobre o local do impacto movendo a sonda do bregma para as coordenadas do alvo: médio-lateral = 0,0 mm, anteroposterior = −1,6 mm.
- Encaixe o sensor de contato na orelha do animal.
- Abaixe lentamente a ponta da sonda com a sonda estendida até que seja feito o primeiro contato com a superfície. Pare no bipe.
- Redefina as coordenadas z estereotáxicas digitais no leitor estereotáxico para 0.
- Inspecione cuidadosamente se a ponta está nivelada com o crânio (planos médio-lateral e anteroposterior).
NOTA: O posicionamento da ponta da sonda é a etapa mais crucial deste processo para evitar fraturas no crânio e danos na orelha. - Retraia o pêndulo colocando o botão de alternância na caixa de controle na posição Retrair. A ponta se retira e não tem mais contato com a cabeça do animal até o momento do impacto.
- Ajuste a profundidade de impacto ajustando a profundidade dorso-ventral para -1,2 mm.
NOTA: A profundidade do impacto afeta a gravidade da lesão. A profundidade deve ser titulada para diferentes idades, pesos e linhagens de camundongos para a gravidade de lesão desejada. A profundidade pode precisar ser ajustada/retitulada ao longo do tempo para manter uma gravidade de lesão consistente. A gravidade pode ser avaliada neuropatologicamente: microglia e astrócitos (IHQ), e comportamentalmente: o labirinto aquático do braço radial e o teste de esquiva ativa. - Monitore cuidadosamente a respiração do mouse para garantir a profundidade da anestesia e ajustar o nível de gás conforme necessário.
NOTA: Muitas vezes, a porcentagem de gás isoflurano deve ser reduzida ou desligada por 10-20 s antes do impacto. Observe atentamente para que a respiração acelere ligeiramente. Se a respiração for muito lenta no momento do impacto, o animal pode morrer nos primeiros 60 s após o impacto da apneia. Isso pode ser evitado ajustando a profundidade da anestesia nos segundos antes do impacto. - Induza o impacto pressionando o botão de alternância direito para impactar. A ponta da sonda desce na velocidade exibida e, em seguida, permanece para baixo durante o tempo de permanência definido e se retrai.
NOTA: Os ratos simulados recebem um manuseamento idêntico ao dos ratos CHI, mas o impacto não é entregue. - Inicie o temporizador imediatamente após o impacto do CHI ser entregue para registrar os tempos de endireitamento (tempo para retornar da posição lateral para a posição prona) ou inicie o temporizador quando o mouse for removido do quadro estereotáxico para os ratos falsos. O tempo médio do reflexo de endireitamento é de 5-15 min.
NOTA: Os tempos de reflexo de retificação podem variar com base na tensão do rato e na idade. - Avalie os camundongos quanto a fraturas visíveis do crânio, hemorragias e apneia. Excluir os ratos com uma fratura craniana deprimida ou hemorragia visível do estudo.
NOTA: Existem níveis graduados de fraturas cranianas. Animais com fraturas de crânio descomprimido, onde o osso está pressionando observavelmente o tecido cerebral, são eutanasiados (CO2 primeiro, e decapitação usada como método secundário). Se a ponta do pêndulo estiver ajustada corretamente, esses tipos de fraturas cranianas são extremamente raros. Se ocorrer uma fratura craniana, a apresentação mais comum é uma pequena gota de sangue no crânio e um leve desbaste tátil do crânio, muitas vezes ao longo da sutura que conecta a ponta posterior do osso nasal. Esses camundongos são apontados como possível fratura craniana nos registros, mas normalmente não são excluídos do estudo. - Remova o animal da estrutura estereotáxica.
- Feche o couro cabeludo grampeando a pele.
NOTA: Suturas absorvíveis ou inabsorvíveis podem ser usadas para fechar o couro cabeludo como uma alternativa aos grampos. - Aplique pomada antibiótica tripla com um aplicador estéril com ponta de algodão na incisão fechada.
- Retorne o mouse para uma gaiola de retenção limpa para recuperação. Metade da gaiola de recuperação está em uma almofada de aquecimento (ajuste baixo), proporcionando a capacidade de se afastar do calor quando acordado e mantendo a temperatura do animal enquanto inconsciente (ver Figura 1L).
Observação : o mouse é colocado em seu lado na gaiola de recuperação. Para evitar sufocamento, coloque o animal em uma gaiola de recuperação sem cama ou em um lenço de papel se a cama estiver na gaiola. - Retorne o botão de alternância Estender/Retrair para a posição Centro/Desativar .
NOTA: A corrente continuará a ser executada se o interruptor for deixado na posição de extensão ou retraição, fazendo com que o pistão inche. O pêndulo não funcionará até que o pistão esfrie. - Retire o pêndulo do suporte e coloque-o delicadamente sobre a bolsa de gelo.
NOTA: Manter o pêndulo em uma bolsa de gelo ajuda a reduzir o inchaço potencial do pêndulo. - Monitorar o animal até que ocorra o reflexo de endireitamento e documentar o tempo até a retificação (ver Figura 1M).
NOTA: O reflexo de retificação é definido como o momento em que o mouse retorna a uma posição prona. A gaiola precisa ser deixada intacta; o mouse pode acertar se a gaiola for tocada, movida ou exposta a alguns ruídos. - Devolva os ratos à sua gaiola de casa quando estiverem acordados e alertas. Normalmente, dentro de 1 h após a lesão, os animais estão totalmente conscientes e deambulando. Além disso, adicione um pouco de alimento úmido no fundo da gaiola.
4. Cuidados pós-cirúrgicos
- Monitorar os animais por 5 dias pós-operatórios.
- Registre seu peso e quaisquer alterações físicas/comportamentais, como frequência respiratória (função respiratória qualitativa), marcha, condição do corpo e do pelo, alimentação, bebida, defecação e micção.
- Observe o rato para qualquer sinal de desconforto e a ferida cirúrgica para inchaço, exsudatos ou bordas vermelhas, ordeiscência. Entre em contato com um veterinário se o animal apresentar sinais de dor e desconforto (vocalizações, não se mover, hipotermia, não beber ou comer).
- Remova os grampos 7-10 dias após a cirurgia sob anestesia e em uma almofada de aquecimento.
NOTA: Se forem usadas suturas inabsorvíveis, elas devem ser removidas 7-10 dias após a cirurgia sob anestesia.
5. Limpeza
- Limpar e esterilizar a área cirúrgica e ferramentas.
- Limpe a ponta da sonda após cada uso e no final do dia com compressas de preparação de álcool.
NOTA: O pêndulo é calibrado na fábrica e é relatado para ser estável ao longo do tempo e uso. Nenhuma calibração de rotina é necessária. No entanto, o pêndulo e o quadro estereotáxico devem ser inspecionados rotineiramente. Além disso, os perímetros finais do modelo, como tempo reflexo de retificação, mortalidade e neuropatologia, devem ser monitorados para avaliar uma possível deriva experimental.
6. Critérios de exclusão
- Excluir animais antes da cirurgia com uma condição de saúde ruim, como peso baixo <20 g para um camundongo de 4 meses de idade, letargia e má condição de pelagem.
- Excluir animais com complicações durante a cirurgia, como uma fratura de crânio deprimida, uma hemorragia visível relacionada à cirurgia ou sangramento no ouvido.
- Excluir animais do estudo com os seguintes sintomas pós-cirúrgicos: falha em comer e/ou mover-se normalmente, vocalizações incomuns, perda de peso ou falha na cicatrização normal da ferida após a cirurgia.
NOTA: Este modelo pode ser usado como um modelo repetitivo de TCE leve. Se os camundongos receberem a segunda cirurgia com 24 h de diferença da primeira, os grampos ou sutura poderiam ser removidos, e a mesma incisão poderia ser usada para expor o crânio. Uma nova incisão precisa ser feita se passar um tempo maior entre as cirurgias.
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Representative Results
Este dispositivo estereotáxico eletromagnético é versátil. É usado tanto para um impacto cortical controlado de crânio aberto (CCI) ou uma cirurgia de traumatismo craniano fechado (CHI). Além disso, a gravidade da lesão pode ser modulada alterando-se os parâmetros da lesão, como velocidade de impacto, tempo de permanência, profundidade do impacto, ponta do pêndulo e alvo da lesão. Aqui é descrita uma cirurgia de TCEC usando um pêndulo de ponta de aço de 5,0 mm. Essa lesão é considerada leve, pois não há lesões cerebrais estruturais. A taxa de mortalidade em camundongos adultos é inferior a 0,9%11,14 e aumenta ligeiramente até atingir ~2,5% em camundongos mais velhos (>8 meses de idade)11. A mortalidade ocorre durante os primeiros 2 minutos devido à apneia, que pode ser amplamente evitada monitorando-se cuidadosamente a profundidade da anestesia nos segundos antes do impacto.
A vantagem desse modelo de TCEC é que o impacto produz patologia difusa bilateral sem a necessidade de exposição da superfície dural cortical (craniotomia). Outra característica que torna este um modelo eficaz de TCE é que menos de 1% dos camundongos são excluídos do estudo devido a fraturas de crânio ou problemas de orelha após o procedimento cirúrgico. É importante ressaltar que o modelo produz comprometimentos neuropatológicos e comportamentais com um único impacto, o que reduz a complexidade experimental associada a modelos repetitivos de TCEC leve15. Por exemplo, um padrão temporal reprodutível de alterações morfológicas da micróglia e dos astrócitosé identificado 11 (Figura 2A,B). Na validação do modelo, recomenda-se utilizar as faixas de partida das coordenadas anteroposteriores como −1,5 mm ± 0,2 mm e a profundidade de impacto como 1,0 ± 0,2 mm. As coordenadas podem precisar ser ajustadas para a idade e cepa dos camundongos, bem como a marca e o modelo do equipamento usado. Uma vez que as configurações tenham sido validadas, elas devem ser mantidas constantes para um experimento. Para validação, recomenda-se a caracterização neuropatológica da micróglia e dos astrócitos aos 3 dias pós-lesão. A coloração imuno-histoquímica (IHQ) foi completada seguindo os métodos de Bachstetter et al.18. Especificamente, cortes coronais flutuantes de 30 μm foram corados para ativação glial com anti-GFAP de coelho (1:10.000) e para astrócitos usando um anti-IBA1 de coelho (1:10.000). Uma IgG de cabra conjugada HRP anti-coelho (1:200) foi usada para detectar GFAP e AIB-1. Um software de quantificação foi utilizado para quantificar a coloração em cada região considerada. Além disso, no 1 dia pós-lesão, marcadores de lesão axonal foram encontrados no neocórtex, e alterações no metabolismo mitocondrial foram encontradas até 28 dias pós-TCEC16 (dados não mostrados).
Os desfechos secundários para a validação do modelo seriam ensaios comportamentais. Foram encontrados déficits reprodutíveis induzidos por CHI no labirinto aquático do braço radial (RAWM)12 e comportamentos de esquivaativa13 (Figura 3). Os camundongos foram testados em um RAWM de 8 braços, um teste especial de aprendizagem, como descrito em Macheda et al.12. Resumidamente, os camundongos foram testados em um total de 28 ensaios ao longo de um protocolo de 4 dias e tiveram 60 s para localizar a plataforma posicionada no braço alvo. O número total de tentativas por dia foi de sete; Os dias 1 e 2 foram considerados como dias de treinamento e os dias 3 e 4 como dias de teste. Durante os dias de treinamento, os camundongos foram treinados para localizar a plataforma, alternando entre testes visíveis e ocultos; Durante os dias de testes, a plataforma ficou escondida durante todos os testes. Os experimentos foram gravados por meio de uma câmera fotográfica e um sistema de rastreamento foi utilizado para análise do comportamento (número de erros, distância total e latência). Os camundongos foram testados 2 semanas após a lesão. Embora não tenha havido efeito do sexo, os camundongos CHI cometeram mais erros para realizar a tarefa com sucesso e alcançar a plataforma (Figura 3A). Além disso, também foram detectados prejuízos de memória em um teste RAWM de 6 braços11,14,15,16. A esquiva ativa, um teste associativo baseado na aprendizagem, tem sido usada para medir os déficits cognitivos associados a esse modelo leve de CHI. Os camundongos foram testados usando um protocolo de 5 dias e expostos a 50 tentativas/dia13. Os camundongos foram treinados para evitar um leve choque nos pés (estímulo incondicionado, US) associando um estímulo condicionado (CS, leve) a ele. Com o tempo, os ratos aprenderam a evitar os EUA quando o CS foi apresentado. Os camundongos CHI apresentaram função cognitiva prejudicada na esquiva ativa em comparação com camundongos sham (Figura 3B). Os camundongos fêmeas simulados aprenderam significativamente mais rápido em comparação com os machos, mas o sexo não desempenhou um papel nos camundongos CHI13. O comportamento foi registrado por meio de um software de esquiva ativa/passiva. Não foi detectado déficit reprodutível da função motora após a primeira semana após a lesão11.
Neste modelo de TCE leve, não foram encontradas lesões estruturais macroscópicas no cérebro, e um único impacto induziu ativação glial bilateral e alterações na morfologia da micróglia. Além disso, déficits cognitivos estão associados a esse modelo de TCE.
Figura 1: Passo 1: Configuração da área cirúrgica. (A) Um exemplo da área cirúrgica e das ferramentas necessárias para realizar a cirurgia de TCEC (bolsa de gelo para o impactor, estrutura estereotáxica equipada com o impactor, caixa de controle do pêndulo e ferramentas cirúrgicas) é mostrado. (B) Uma visão de perto da ponta da sonda de aço de 5 mm, da barra de mordida e do aparelho de apoio da cabeça, que ilustra o posicionamento necessário para o impacto na linha média. (C) O aparelho de apoio da cabeça é feito de um bulbo de pipeta de látex de 1 mL preso à tubulação por parafilme. Uma seringa de 10 mL é preenchida com água para inflar o bulbo, com uma torneira para manter o bulbo inflado uma vez na posição. (D) Caixa de controle do pêndulo: (1) um botão grande para ajustar a velocidade do impacto, (2) um contador de morna, (3) um interruptor de alternância de extensão/retração, (4) um botão de alternância que, quando pressionado para baixo, fornecerá o impacto. (E) Quando não está em uso, o pêndulo é mantido em uma bolsa de gelo para evitar superaquecimento e possível mau funcionamento. (F) Um display estereotáxico digital é usado para estabelecer as coordenadas x (anteroposterior), y (médio-lateral) e z (dorso-ventral). Passo 2: Procedimento cirúrgico. (G,H) O rato anestesiado e rapado é fixado no quadro estereotáxico, (I) uma incisão na linha média é feita para expor o (J) bregma, (K) que é usado durante a cirurgia para alinhar o impactor. Passo 3: Recuperação. (L) O mouse é removido do quadro estereotáxico. Depois que o couro cabeludo é fechado grampeando ou suturando a pele juntos, ele é colocado em uma gaiola de recuperação limpa em seu lado. (M) O mouse é monitorado até que o mouse role e ocorra o reflexo de endireitamento. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Os padrões temporais das alterações morfológicas dos astrócitos (GFAP) e da micróglia (IBA1) após a coloração de CHI. (A) A coloração de GFAP em baixa magnificação mostra o aumento regional na coloração observado no córtex do grupo CHI. A aparência morfológica dos astrócitos é mostrada nas inserções de maior aumento, que foram retiradas das seções do cérebro médio e das mesmas regiões do córtex. (B) A coloração positiva para IBA1 no córtex em 1 dia, 7 dias e 2 meses após a lesão mostra mudanças na morfologia da micróglia no neocórtex após o TCEC (n = 7-14, 50/50 homens/mulheres). Os camundongos (fundo CD-1/129) tinham 8 meses de idade no momento da cirurgia. Este número foi adaptado de 11 e reproduzido com permissão. Barra de escala = 1 mm, 50 μm e 100 μm, conforme indicado na figura. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Déficits de memória induzidos por CHI em RAWM e esquiva ativa. (A) Em 2 semanas após a lesão, tanto os camundongos operados com CHI quanto os operados por simulação foram capazes de aprender a tarefa RAWM, mas os camundongos CHI cometeram mais erros em comparação com os camundongos sham (*** p < 0,0005); sham (n = 20/20 homens/mulheres); TCEC (n = 20/20 homens/mulheres). Os camundongos (C57BL/6J) tinham 3-4 meses de idade no momento da cirurgia. (B) Em 4 semanas após a lesão, os camundongos CHI e sham-operados foram capazes de aprender a tarefa de esquiva ativa, mas os camundongos CHI evitaram menos choques nos pés em comparação com os camundongos sham (*** p = 0,0005; **** p < 0,0001); sham (n = 10/10 homens/mulheres); TCEC (n = 9/10 homens/mulheres). Os camundongos (C57BL/6J) tinham de 3 a 5 meses de idade no momento da cirurgia. Os dados são apresentados como média ± MEE. (A) Este valor foi adaptado de 12 e reproduzido com permissão. (B) Este valor foi adaptado de 13 e reproduzido com permissão. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Várias etapas estão envolvidas na recriação de um modelo consistente de lesão usando o modelo descrito. Primeiro, é fundamental prender corretamente o animal no quadro estereotáxico. A cabeça do animal não deve ser capaz de se mover lateralmente, e o crânio deve ser completamente plano com bregma e lambda lendo as mesmas coordenadas. A colocação correta das barras auriculares é o aspecto mais difícil desta cirurgia, e isso só pode ser aprendido com a prática. Se o crânio não estiver nivelado, a cabeça deve ser ajustada antes de induzir o CHI. Para avaliar se o crânio é plano, deve-se olhar para o espaço entre o crânio e a ponta do impacto de todos os ângulos ao redor da ponta. Camundongos com fraturas de crânio deprimidas devem ser excluídos dos experimentos, pois apresentam uma resposta inflamatória muito mais forte e uma lesão mais grave em comparação com camundongos que não sofreram fraturas de crânio19. Além disso, camundongos com fraturas cranianas apresentam desfechos mais graves de TCE, como depressão respiratória pós-traumática, lesão secundária de rebote e, eventualmente, morte20.
Neste estudo, a cabeça do animal foi fixada com barras auriculares. Em particular, recomenda-se o uso de barras auriculares de resina acetal específicas de camundongo com um ponto cônico, e não barras auriculares grandes de ratos. É possível utilizar barras auriculares de borracha sem punção, mas essas barras auriculares comprimem o crânio, alterando a biomecânica do TCE, e são menos reprodutíveis. Além disso, há uma limitação no uso de barras auriculares, pois não permite nenhuma força rotacional. No entanto, a maior reprodutibilidade das barras auriculares supera o número limitado de forças rotacionais que podem ser geradas se a cabeça não for fixada.
No entanto, fixar a cabeça com barras auriculares também pode causar lesões na orelha no impacto se as forças de impacto forem todas colocadas nas orelhas. Foi desenvolvido um aparelho de apoio da cabeça colocado sob a cabeça para deslocar as forças para longe das orelhas. Depois de testar vários objetos semelhantes a travesseiros, o que funcionou melhor foi o bulbo de pipeta de látex de 1 mL preenchido com água. O bulbo da pipeta sob a cabeça do animal pode ser expandido depois que o animal está na estrutura estereotáxica, permitindo que ele tenha um ajuste apertado e forneça apoio total sob a cabeça. Quando colocado corretamente, não deve haver sangramento das orelhas ou indicações comportamentais de danos na orelha (rolagem/inclinação da cabeça) após a lesão.
Algumas versões do modelo CHI utilizam uma sonda de ponta de borracha 21,22 ou capacete metálico 23,24 para reduzir a ocorrência de fraturas cranianas. Desde que a ponta do pêndulo de 5 mm esteja nivelada com o crânio, não há necessidade de usar nenhum deles. Pode ser tentador para novos usuários que não têm ampla experiência com cirurgia estereotáxica induzir a lesão com a ponta não nivelada com o crânio no plano médio-lateral. Se o crânio não está nivelado no plano médio-lateral, é porque as barras auriculares não estão posicionadas corretamente. A única solução para esse problema é remover o animal do pêndulo e atribuir o rato a uma lesão simulada. Se a ponta não estiver nivelada no plano anteroposterior, a altura da barra de mordida precisa ser ajustada e a ponta realinhada com o bregma. Além disso, o uso de um pêndulo de 5 mm com uma ponta plana reduz a chance de causar fraturas cranianas19 em comparação com pontas de pêndulos de diâmetros menores. Outros fatores importantes a serem considerados são a idade e o peso do indivíduo, bem como a espessura do crânio25 e as cepas dos camundongos26.
Em pessoas, um TCE leve não está associado à morte durante os primeiros minutos após a lesão. Em animais, mesmo uma lesão leve pode causar a morte. Entretanto, nesse modelo, a mortalidade está quase sempre associada a complicações cirúrgicas, e não apenas à lesão. A razão mais comum pela qual um rato morreria após o impacto é a profundidade da anestesia. Isso poderia ocorrer se a cirurgia demorasse mais do que o esperado ou se o gás isoflurano estivesse em uma concentração maior do que a necessária para aquele animal. Se a respiração do animal for lenta ou trabalhosa, isso pode ser um sinal de que a profundidade da anestesia deve ser reduzida antes de causar o impacto. Se a respiração do animal estiver lenta ou laboriosa no momento do impacto, o animal provavelmente terá apneia e poderá morrer.
Existem muitos modelos de TCE leve. Cada um tem pontos fortes e fracos, e nesse modelo não é diferente. Como relatado, descreve-se aqui um modelo de TCE de acerto único, porém o modelo tem sido utilizado para causar TCE repetitivo15. Os passos descritos neste protocolo podem ser repetidos para induzir uma lesão repetitiva por TCE. Ao avaliar os diferentes modelos de TCE, é importante considerar se o modelo tem a patologia desejada que se está tentando modelar. Deve-se considerar também o quão reprodutível é o modelo. Recomenda-se fortemente que o ponto de partida para o uso deste ou de qualquer modelo de TCE seja validar e caracterizar independentemente que o modelo funciona como relatado anteriormente.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado em parte pelos Institutos Nacionais de Saúde sob os números de prêmio R01NS120882, RF1NS119165 e R01NS103785 e pelo número de prêmio do Departamento de Defesa AZ190017. O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa as opiniões oficiais dos Institutos Nacionais de Saúde ou do Departamento de Defesa.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 9 mm Autoclip Applier | Braintree scientific | ACS- APL | Surgery |
| 9 mm Autoclip Remover | Braintree scientific | ACS- RMV | Surgery |
| 9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips | Braintree scientific | ACS- CS | Surgery (Staples) |
| Aperio ImageScope software | Leica BioSystems | NA | IHC |
| BladeFLASK Blade Remover | Fisher Scientific | 22-444-275 | Surgery |
| Cotton tip applicator | VWR | 89031-270 | Surgery |
| Digitial mouse stereotaxic frame | Stoelting | 51730D | Surgery |
| Dumont #7 Forceps | Roboz | RS-5047 | Surgery |
| Ear bars | Stoelting | 51649 | Surgery |
| EthoVision XT 11.0 | Noldus Information Technology | NA | RAWM |
| Fiber-Lite | Dolan-Jeffer Industries | UN16103-DG | Surgery |
| Fisherbrand Bulb for Small Pipets | Fisher Scientific | 03-448-21 | Head support apparatus |
| Gemini Avoidance System | San Diego Instruments | NA | Active avoidance |
| Heating Pad | Sunbeam | 732500000U | Surgery prep |
| HRP conjugated goat anti-rabbit IgG | Jackson Immuno Research laboratories | 111-065-144 | IHC |
| Induction chamber | Kent Scientific | VetFlo-0530XS | Surgery prep |
| Isoflurane, USP | Covetrus | NDC: 11695-6777-2 | Surgery |
| Mouse gas anesthesia head holder | Stoelting | 51609M | Surgery |
| Neuropactor Stereotaxic Impactor | Neuroscience Tools | n/a | Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one |
| NexGen Mouse 500 | Allentown | n/a | Post-surgery, holding cage |
| Parafilm | Bemis | PM992 | Head support apparatus |
| Peanut - Professional Hair Clipper | Whal | 8655-200 | Surgery prep |
| Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory | Ricca | 3955-16 | Surgery |
| Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant | Dechra | 17033-211-38 | Surgery |
| Rabbit anti-GFAP | Dako | Z0334 | IHC |
| Rabbit anti-IBA1 | Wako | 019-19741 | IHC |
| 8-arm Radial Arm Water Maze | MazeEngineers | n/a | RAWM |
| Scale | OHAUS CS series | BAL-101 | Surgery prep |
| Scalpel Handle #7 Solid 6.25" | Roboz | RS-9847 | Surgery |
| Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v) | Fisher Brand | 22-363-750 | Surgery prep |
| SumnoSuite low-flow anesthesia system | Kent Scientific | SS-01 | Surgery |
| 10 mL syringe Luer-Lok Tip | BD Bard-Parker | 302995 | Head support apparatus |
| Timers | Fisher Scientific | 6KED8 | Surgery |
| Topical anesthetic cream | L.M.X 4 | NDC 0496-0882-15 | Surgery prep |
| Triple antibiotic ointment | Major | NDC 0904-0734-31 | Post-surgery |
| Tubing | MasterFlex | 96410-16 | Head support apparatus |
| Vaporizer Single Channel Anesthesia System | Kent Scientific | VetFlo-1210S | Surgery prep |
References
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