Summary
تهدف هذه المقالة إلى تزويد الباحثين بدليل مفصل ويمكن الوصول إليه لإعداد نموذج خنزير للرضع للصدمة النزفية.
Abstract
الصدمة النزفية هي السبب الرئيسي للمراضة والوفيات لدى مرضى الأطفال. من الصعب تفسير المؤشرات السريرية التي تم التحقق من صحتها في البالغين لتوجيه الإنعاش والمقارنة بين العلاجات المختلفة عند الأطفال بسبب عدم التجانس المتأصل في هذه الفئة من السكان. نتيجة لذلك ، بالمقارنة مع البالغين ، لا تزال الإدارة المناسبة للصدمة النزفية لدى الأطفال غير راسخة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن ندرة المرضى الأطفال الذين يعانون من صدمة نزفية تحول دون تطوير الدراسات ذات الصلة سريريا. لهذا السبب ، من الضروري وجود نموذج حيواني تجريبي للأطفال لدراسة آثار النزف عند الأطفال وكذلك استجابتهم للعلاجات المختلفة. نقدم نموذجا حيوانيا رضيعا للصدمة النزفية التي يتم التحكم فيها بالحجم في الخنازير الصغيرة المخدرة. يحدث النزف عن طريق سحب حجم الدم المحسوب مسبقا ، ويتم مراقبة الخنزير لاحقا وإنعاشه بعلاجات مختلفة. هنا ، نصف نموذجا دقيقا وقابلا للتكرار بدرجة كبيرة للصدمة النزفية في الخنازير غير الناضجة. ينتج النموذج بيانات الدورة الدموية التي تميز الآليات التعويضية التي يتم تنشيطها استجابة لنزيف حاد.
Introduction
النزيف الذي يهدد الحياة بسبب الصدمة ، على الرغم من أنه غير شائع ، هو السبب الرئيسي للوفاة في مرضى الأطفال 1,2. تشمل الأسباب الإضافية للصدمة النزفية الحمى النزفية ونزيف الجهاز الهضمي وجراحة الكبد وجراحة القلب ، خاصة عند استخدام المجازة القلبيةالرئوية 3.
على عكس السكان البالغين ، لا توجد بيانات كافية عن إدارة الصدمة النزفية للأطفال ، والتي تستند إلى حد كبير على آراء الخبراء أو تترجم مباشرة من ممارسة البالغين 2,4. ومع ذلك ، قد لا تكون ترجمة استراتيجيات الإدارة من البالغين مناسبة. على سبيل المثال ، يصعب استقراء المؤشرات السريرية التي تم التحقق من صحتها في البالغين للمرضى الأطفال بسبب عدم التجانس الفسيولوجي الموجود عبر مجموعات من مختلف الأعمار وأنماط الإصابة المختلفة السائدة في الأطفال. وبالتالي ، فإن نقاط النهاية المحددة التي من شأنها أن تؤدي إلى التدخل في مريض الأطفال ليست محددة جيدا. علاوة على ذلك ، لا توجد أدلة كافية على الآثار الضارة التي قد تحدثها العلاجات المطبقة حاليا على البالغين على الأطفال2،4،5.
في ضوء كل هذا ، هناك حاجة إلى مزيد من التحقيق لتحديد عتبات إنعاش محددة للتدخل الفوري ، وكذلك لتحديد أفضل العلاجات الأكثر ملاءمة للصدمة النزفية للأطفال. ومع ذلك ، فإن تطوير دراسات عالية الجودة وذات صلة سريريا للنزيف الذي يهدد الحياة عند الأطفال أمر صعب ، بسبب ندرة المرضى وعدم التجانس المذكور بالفعل في الأطفال من فترة حديثي الولادة حتى المراهقة.
تؤكد الأهمية السريرية للصدمة النزفية ، بالإضافة إلى الصعوبات في إجراء الدراسات السريرية على مرضى الأطفال ، على الحاجة إلى تقييمات ما قبل السريرية على النماذج الحيوانية لدراسة الفيزيولوجيا المرضية بعد الصدمة النزفية عند الأطفال ، وكذلك لمقارنة العلاجات المختلفة. تم استخدام العديد من النماذج الحيوانية على نطاق واسع في الأبحاث لدراسة الصدمة النزفية6،7،8،9. بسبب أوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع البشر ، تحظى الخنازير بتقدير كبير في البحوث الطبية الحيوية. فيما يتعلق بمزايا استخدام نماذج محددة للرضع ، تشير الأدلة إلى أن ديناميكا الدم الخنازير غير الناضجة ، وكذلك الجهاز التنفسي والدموي والتمثيل الغذائي ، قابلة للمقارنة إلى حد كبير مع تلك الموجودة في الشباب9. هذا يمنح فرصة فريدة لمحاكاة سيناريو سريري للصدمة النزفية عند الأطفال.
في هذا النموذج ، يحدث النزف عن طريق سحب حجم الدم المحسوب مسبقا. بعد ذلك ، يتم مراقبة الخنزير ، ويتم إعطاء سوائل الإنعاش المختلفة.
هنا ، نصف نموذجا دقيقا وقابلا للتكرار بدرجة كبيرة للصدمة النزفية في الخنازير غير الناضجة. ينتج النموذج بيانات الدورة الدموية التي تميز الآليات التعويضية التي يتم تنشيطها استجابة لنزيف حاد.
Protocol
تمت الموافقة على التجارب في هذا البروتوكول من قبل لجنة الأخلاقيات المؤسسية للبحوث الحيوانية في مستشفى جامعة غريغوريو مارانيون ، مدريد ، إسبانيا ، ومجلس الزراعة والبيئة التابع لحكومة مدريد المستقلة (رقم التصريح: 12/0013). تم تطبيق المبادئ التوجيهية الأوروبية والإسبانية للرعاية الأخلاقية واستخدام التجارب طوال فترة الدراسة. أجريت التجارب في قسم الطب التجريبي والجراحة ، مستشفى جامعة غريغوريو مارانيون ، مدريد ، إسبانيا.
ملاحظة: يتكون النموذج الحيواني المختار من خنازير صغيرة صحية عمرها 2-3 أشهر (8-12 كجم) (Sus scrofa domestica). الخنازير الصغيرة هي نتيجة عبور ثلاثة سلالات مختلفة تجعلها مناسبة للبحوث الطبية الحيوية. الحيوانات هي سلالات شبه متطابقة ويتم توفيرها من قبل منشأة تربية معتمدة على وجه التحديد في مدريد (IMIDRA) ، والتي تحافظ على الحفاظ على ثلاثة خطوط وراثية متماثلة الزيجوت في نقاء. تم استخدام الحيوانات الذكور والإناث بالتبادل. تم تغذية الحيوانات بنظام غذائي قياسي للخنازير ولوحظ لمدة لا تقل عن 2 أيام لضمان صحة جيدة. تم سحب الطعام ، ولكن ليس الماء ، في الليلة السابقة للإجراءات لتقليل خطر الطموح. تتطلب التجربة النموذجية حوالي 6 ساعات لإكمالها ، بما في ذلك 30 دقيقة لتحريض التخدير والتحضير الجراحي ، و 60 دقيقة للأجهزة ، و 30 دقيقة للتعافي ، و 60 دقيقة لتحريض النزف والتثبيت الخلفي ، و 30 دقيقة للإنعاش ، و 120 دقيقة للمتابعة.
1. التخدير والتنبيب والتهوية الميكانيكية
- دلل الخنزير بالحقن العضلي للكيتامين (10 ملغم / كغم) والأتروبين (0.02 ملغم / كغم) في المنطقة الجانبية من الرقبة ، خلف الأذن ، أو في منطقة الفخذ الخلفية.
ملاحظة: الأدوية المضادة للكولين ، مثل الأتروبين ، مفيدة لأن الخنازير قد يسيل لعابها بشكل مفرط تحت التخدير10. في تجربتنا ، هذه الجرعة من الكيتامين كافية للحد من التوتر وتحفز التخدير الكافي وتسكين الألم في الخنازير دون آثار ضارة. ومع ذلك ، إذا لم يتم تخدير الحيوان بشكل صحيح أو إذا كانت المسافة من السكن إلى غرفة العمليات طويلة ، يمكن إعطاء جرعة أخرى من الكيتامين (10 مجم / كجم) بأمان.
تنبيه: القفازات ضرورية عند التعامل مع الحيوانات. - انقل الحيوان المخدر إلى غرفة العمليات وضعه على طاولة جراحية مزودة ببطانية دافئة.
- قم بقياس تشبع الأكسجين المحيطي (Sp02) باستخدام مستشعر مثبت على أذن الخنزير وابدأ المراقبة المستمرة لتخطيط القلب الكهربائي ثلاثي الخيوط (EKG).
- تطهير الجلد مع ما لا يقل عن 3 جولات بالتناوب من بوفيدون اليود أو فرك الكلورهيكسيدين والكحول. أدخل قسطرة الوريد المحيطي (22-24 جم) في وريد الأذن. تطهير الجلد مسبقا بمحلول مطهر.
- تحفيز التخدير عن طريق الحقن الوريدي للفنتانيل (5 ميكروغرام / كجم) ، البروبوفول (4 ملغ / كغ) ، والأتراكوريوم (0.5 ملغ / كغ). بمجرد اختفاء التنفس التلقائي وتأكيد عدم وجود ردود الفعل ، ضع الحيوان في وضع الاستلقاء الظهري وابدأ على الفور تهوية قناع حقيبة اليد باستخدام قناع مع جزء من الأكسجين المستوحى (Fi02) بنسبة 100٪.
ملاحظة: من أجل الحد من مخاطر الوعي العرضي المتعلق باستخدام حاصرات عصبية عضلية ، يجب استخدام عوامل مخدرة ذات فعالية معروفة في الخنازير ومع جرعات على الحد الأعلى لضمان مستوى مناسب من التخدير. بالإضافة إلى ذلك ، راقب باستمرار علامات القلب والأوعية الدموية مثل معدل ضربات القلب وضغط الدم ودرجة حرارة الجسم ، وقم بإدارة حاصرات عصبية عضلية فقط عند غياب ردود الفعل الانسحابية (سحب الدواسة ، وردود الفعل الجفنية ، ونبرة الفك) واسترخاء العضلات. - أداء التنبيب الرغامي. هناك حاجة إلى اثنين على الأقل من المشغلين لهذا الإجراء.
- تأكد من أن المعدات الأساسية والأدوات الجراحية اللازمة للتنبيب الرغامي جاهزة: ربط الشاش لفتح الفم وتأمين الأنبوب ، منظار الحنجرة البيطري بشفرة مستقيمة يتراوح طولها بين 17 و 25 سم ، أنبوب القصبة الهوائية المشترك (ID 4-5) ، نمط ، حقنة بالهواء ، وشريط لاصق.
- اسحب اللسان قليلا وأمسك الفك مفتوحا باستخدام شاش ربط يوضع خلف أسنان الكلاب العلوية والسفلية.
- قم بإجراء تنظير الحنجرة ، وبمجرد ظهور لسان المزمار ، استخدم طرف منظار الحنجرة للضغط على لسان المزمار لأعلى باتجاه قاعدة اللسان.
ملاحظة: إذا كان لسان المزمار عالقا في الحنك الرخو ، فيمكن إزاحته ظهريا بطرف الأنبوب. يقوم المشغل 1 بتنفيذ الخطوة 1.6.2 بينما يقوم المشغل 2 بتنفيذ الخطوة 1.6.3. - بمجرد تصور الحبال الصوتية ، قم بدفع الأنبوب برفق مع دوران طفيف في القصبة الهوائية.
ملاحظة: أضيق نقطة في القصبة الهوائية هي على المستوى تحت المزمار. إذا كان إدخال الأنبوب صعبا ، فحاول الدوران الطفيف أو أنبوب أصغر. - أزيلي النمط واستخدمي حقنة سعة 5 مل لتضخيم الكفة.
- تأكد من وضع الأنبوب الرغامي من خلال مراقبة ارتفاع الصدر المتماثل ، وتشبع الأكسجين الكافي (95٪ -100٪) ، وشكل الموجة المناسب وقراءة CO2 (EtCO2) المناسبة.
تنبيه: الخنازير معرضة جدا لتشنج الحنجرة وذمة الغشاء المخاطي للحنجرة ، وقد يحدث ثقب الحنجرة بعد عدة محاولات للتنبيب أو إذا كان التخدير غير كاف10.
- بعد التأكد من التنبيب ، ابدأ التهوية الميكانيكية باستخدام جهاز التنفس الصناعي بمعدل تنفس 20 نفسا في الدقيقة ، وحجم المد والجزر 8 مل / كجم ، و FiO2 بنسبة 40٪ ، وضغط الزفير النهائي الإيجابي 4 سم H2O. اضبط التهوية لتحقيق ضغط جزئي لثاني أكسيد الكربون (PaCO2) بين 35 و 45 مم زئبق.
- الحفاظ على التخدير العميق طوال التجربة عن طريق التسريب المستمر للفنتانيل (10 ميكروغرام / كجم / ساعة) ، البروبوفول (10 ملغ / كغ / ساعة) ، والأتراكوريوم (2 ملغ / كغ / ساعة).
2. الأجهزة
- تحضير منطقة الفخذ لقسطرة الأوعية. استخدم الضمادات لسحب الساقين للخلف وتطهير المنطقة الأربية بما لا يقل عن 3 جولات متناوبة من فرك البوفيدون واليود أو الكلورهيكسيدين والكحول.
- تقييم الأوعية الفخذية باستخدام الموجات فوق الصوتية واستخدام تقنية دوبلر للتمييز بين الشريان والوريد. اعتمادا على حجم الوريد ، أدخل قسطرة وريدية مركزية فرنسية (F) 5.5-7.5 مع ثلاثة منافذ في أحد الأوردة الفخذية تحت عرض الموجات فوق الصوتية المستمر وباستخدام تقنية Seldinger11,12.
- مباشرة بعد وضع القسطرة الوريدية المركزية ، قم بتوصيل نظام محول لقياس الضغط الوريدي المركزي.
- تأكد من توصيل المنحل بالكهرباء مع ضخ الجلوكوز (20 مل / ساعة) بأحد منافذ الخط المركزي وأن ضخ محلول ملحي للصيانة (5 مل / ساعة) يتم ضخه عبر المنفذ المتبقي لمنع انسداد القسطرة.
- استخدم نفس التقنية لقنية الشريان الفخذي المقابل باستخدام قسطرة شريانية 4 F مصممة خصيصا لمراقبة النتاج القلبي. قم بإجراء اختبار غازات الدم لتحديد الموضع الصحيح للقسطرة إذا كان تأكيد الموجات فوق الصوتية غير ممكن.
ملاحظة: في حالة حدوث تشنج كبير أو ورم دموي، انتقل إلى الشريان الفخذي المقابل. - بمجرد إدخال القسطرة الشريانية ، قم بتوصيل السلك الشرياني لنظام مراقبة إخراج القلب ومحول الطاقة الشرياني مباشرة بمنفذ المراقبة. قم بتوصيل وحدة القياس الوريدية للشاشة في نفس الوقت بمحول الطاقة الوريدي المركزي.
ملاحظة: تم تحديد جهاز مراقبة النتاج القلبي المستخدم في هذه التجربة في جدول المواد. للاطلاع على الإعداد والمعايرة والمقاييس، راجع إرشادات الشركة المصنعةرقم 13. - تأكد من معايرة كل من محولات الطاقة الوريدية والشريانية إلى الصفر.
- كشف الشريان السباتي الداخلي الأيسر والوريد الوداجي الخارجي الأيسر عن طريق تقنية القطع.
- تأكد من توفر المعدات والأدوات الجراحية اللازمة: مشرط ، مقص جراحي ذو طرف حاد ، ملقط أنسجة ، مبعدة أنسجة صغيرة ذاتية الاحتفاظ ، حامل إبرة ، مقايضات جراحية ، خياطة بإبرة ، قنية واحدة 18 G IV ، غمد قسطرة 5 F مع مقدم ، وسلك توجيه Seldinger واحد.
- مع وجود الحيوان في وضع الاستلقاء الظهري ، قم بتطهير جلد الرقبة بمحلول مطهر.
- استخدم مشرطا لعمل شق قصبة هوائية يسار ~ 10 سم ، مع تقسيم خط بين manubrium وزاوية الفك.
- لكشف الوريد الوداجي الخارجي ، قم بتشريح الأنسجة الجانبية ل SCM وعزل الوريد عن اللفافة المحيطة.
- بعد العزل ، استخدم خيطين حريريين غير قابلين للامتصاص (USP-0) ملفوفين حول الوريد لتثبيت الوعاء قبل الثقب.
- شق الوريد بإبرة Venflon (18 جم). بمجرد دخول الوريد ، اسحب الإبرة وأدخل سلك التوجيه من خلال أنبوب Venflon.
- قم بإزالة أنبوب Venflon وأدخل الغمد مع المعرف (5 F) فوق السلك. بعد الإدخال ، قم بإزالة كل من المقدم والسلك.
- بعد الإدخال مباشرة، اشطف الأغماد بمحلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ (5 مل/ساعة) لمنع تكون الجلطة.
- اربط الخيط الحريري القريب حول الغمد لإصلاحه. بعد ذلك ، قم بتأمين مقبض الغمد إلى SCM وأغلق الجلد بدبابيس.
- بعد التحضير الجراحي ، اسمح للحيوانات بالاستقرار لمدة 30 دقيقة قبل الحصول على قيم المراقبة الأساسية وعينات الدم.
- الحفاظ على درجة حرارة الدم عند 37-39 درجة مئوية باستخدام بطانية حرارية وتدفئة علوية طوال التجربة.
ملاحظة: يتم قياس درجة الحرارة باستخدام الثرمستور الموجود في طرف قسطرة الشرايين للتخفيف الحراري.
3. مراقبة الدورة الدموية والتروية
- راقب مخطط كهربية القلب ، وتشبع الأكسجين المحيطي ، وأحجام وضغوط الجهاز التنفسي ، و Fi02.
- قم بتوصيل مقياس التنفس بين الأنبوب الرغامي وشاشة متعددة المعلمات لقياس EtC02 النوعي والكمي.
ملاحظة: لمزيد من المعلومات حول جهاز العرض متعدد المعلمات، راجع جدول المواد. - استخدم التحليل الطيفي بالأشعة تحت الحمراء القريبة (NIRS) لمراقبة مؤشر أكسجة أنسجة المخ (bTOI) ومؤشر أكسجة الأنسجة البلانشية (aTOI). ضع المستشعرات على جلد الجبهة وجدار البطن الأمامي (المنطقة تحت الكبدية).
ملاحظة: لا تضع مستشعر الدماغ في خط الوسط ، لأنه قد يكون ملوثا بالدم الوريدي للجيوب الأنفية السهميةالعلوية 14. - قم بتوصيل مسبار تدفق الدم المتصل بالشريان السباتي الداخلي بجهاز مراقبة التدفق لقياس تدفق الدم السباتي (CaBF).
- ضع مستشعر دوبلر بالليزر على جلد جدار البطن الأمامي للقياس المستمر لتدفق الدم الجلدي (CuTBF).
ملاحظة: لمزيد من المعلومات حول مستشعرات تدفق النفخ السباتي والجلدي ، راجع جدول المواد. - سجل المعلمات التالية عند خط الأساس وكل 30 دقيقة: درجة حرارة الدم ، حجم المد والجزر الشهيقي ، EtCO2 ، إيقاع القلب ، معدل ضربات القلب (HR) ، ضغط الدم الانقباضي والانبساطي ، متوسط ضغط الدم الشرياني (MAP) ، مؤشر الصدمة (HR / ضغط الدم الانقباضي) 15 ، الضغط الوريدي المركزي ، مؤشر القلب (CI) ، مؤشر حجم الانبساطي العالمي (GEDVI) ، مؤشر حجم السكتة الدماغية (SVI) ، انقباض البطين الأيسر (Dt / Dpmax) ، مؤشر مقاومة الأوعية الدموية الجهازية (SVRI) ، مؤشر ماء الرئة خارج الأوعية الدموية (ELWI) ، تباين نبض الضغط (PPV) ، تشبع الهيموغلوبين المحيطي ، التشبع الوريدي المركزي (ScvO2) ، مؤشر أكسجة الأنسجة الدماغية (bTOI) و splanchnic (aTOI) بواسطة NIRS و CaBF و CuTBF.
- للحصول على قيم CI ، قم بحقن 5 مل من الجرعات من محلول ملحي طبيعي بنسبة 0.9٪ عند درجة حرارة أقل من 8 درجات مئوية من خلال القسطرة الوريدية المركزية. سجل متوسط مقياسين متتاليين.
- تحديد ملامح غازات الدم الشرياني والوريدي وتركيز اللاكتات كل 30 دقيقة عن طريق سحب 0.3 مل من الدم من الأوعية الفخذية. إجراء تعداد الدم الكامل القياسي ، ودراسات التخثر ، والكيمياء الحيوية عند خط الأساس ، بعد تحريض النزف ، وفي نهاية التجربة.
- بعد كل سحب للدم ، اغسل الخطوط ب 0.5 مل من 100 وحدة دولية / مل من الهيبارين.
4. تحريض الصدمة النزفية
- بمجرد تحقيق حالة مستقرة بعد جمع الأجهزة وبيانات خط الأساس ، قم بإحداث صدمة نقص حجم الدم عن طريق سحب 30 مل / كجم من الدم من الوريد الوداجي على مدى 30 دقيقة.
- اترك فترة 30 دقيقة للاستقرار. لا تبذل جهود الإنعاش خلال هذه الفترة لمحاكاة التأخير في وصول فرق الطوارئ الطبية.
5. التسريب والمتابعة
- بعد فترة التثبيت ، قم ببث بلعة من موسع الحجم أو عامل نشط في الأوعية على مدى 30 دقيقة.
ملاحظة: أمثلة على موسعات الحجم والعوامل النشطة في الأوعية التي تم اختبارها هي محلول ملحي طبيعي ، ألبومين مفرط التوتر ، أنجيوتنسين ، وتيرليبريسين. في هذه الدراسة ، تم استخدام 30 مل / كجم من المحلول الملحي العادي (NS) (ن = 13) ، 15 مل / كجم 5٪ ألبومين بالإضافة إلى 3٪ محلول ملحي مفرط التوتر (AHS) (ن = 13) ، أو بلعة وريدية واحدة من 15 ميكروغرام / كجم تيرليبريسين بالإضافة إلى 15 مل / كجم 5٪ ألبومين بالإضافة إلى 3٪ محلول ملحي مفرط التوتر (TAHS) (ن = 13). - بعد التسريب ، تابع الحيوان لمدة 120 دقيقة. تسجيل معلمات الدورة الدموية والحصول على عينات الدم كل 30 دقيقة لمحات غازات الدم الشرياني والوريدي وتحديد تركيز اللاكتات. لا تبذل جهود الإنعاش خلال هذه الفترة.
6. نهاية التجربة والقتل الرحيم
- بمجرد الانتهاء من التجربة ، استخدم جرعة زائدة مهدئة (5 ميكروغرام / كغ فنتانيل و 10 ملغ / كغ من البروبوفول) وحقن في الوريد من كلوريد البوتاسيوم (2 ملي مكافئ / كجم) للتضحية بجميع الحيوانات التي تم إنعاشها بنجاح.
- تأكد من عدم وجود الدورة الدموية عن طريق الانقباض أو النشاط الكهربائي غير النبضي على شاشة مخطط كهربية القلب المستمر ، وغياب التدفق النابض أثناء مراقبة الضغط الشرياني الغازي ، وغياب العلامات الحيوية الأخرى.
- إذا انخفض ضغط الدم الشرياني خلال فترة المتابعة إلى أقل من 25 مم زئبق ، ضحي بالحيوان لتجنب المزيد من المعاناة.
Representative Results
تم استخدام النموذج المقدم بنجاح في العديد من التجارب لدراسة تغيرات الدورة الدموية الكبيرة والدورة الدموية الدقيقة بعد الصدمة النزفية والإنعاش اللاحق ، ومقارنة السوائل المختلفة والأدوية الفعالة في الأوعية16،17،18،19.
بالنظر إلى الاستجابة للصدمة ، أظهر هذا النموذج باستمرار أن النزف المتحكم فيه ينتج تغيرات ملحوظة في المعلمات الديناميكية الدموية ، وكذلك في التروية الدماغية والأنسجة.
بعد انسحاب الحجم ، تم الكشف عن عدم انتظام دقات القلب بشكل كبير وانخفاض في MAP و CI و SVI ومعلمات حجم الدم (GEDVI و ITBI) وتدفق الدم الشرياني السباتي ، إلى جانب زيادة في مؤشر مقاومة الأوعية الدموية الجهازية (الشكل 1 والشكل 2).
فيما يتعلق بمعلمات التروية الجهازية ، يزداد اللاكتات بشكل كبير ، بينما ينخفض ScvO2 و CuTBF و bTO (الشكل 3). لا يتم عادة تسجيل الاختلافات في الضغط الوريدي المركزي ، Dt / Dpmax ، و ELWe.
أما بالنسبة للمعايير المختبرية ، فإن محتوى الهيموغلوبين والهيماتوكريت لا ينخفض إلا بعد إعطاء السوائل. ينخفض تركيز الألبومين ، وتزداد مستويات التروبونين بشكل ملحوظ بعد النزيف الخاضع للرقابة. المعلمات الأخرى ، بما في ذلك درجة الحرارة الأساسية ، PaO2 ، PaCO2 ، تشبع الأكسجين الشرياني ، EtCO2 ، الشوارد ، ومعلمات وظائف الكلى والكبد ، عادة ما تظل مستقرة.
إلى جانب فائدته في تحليل استجابات القلب والأوعية الدموية والكيمياء الحيوية للصدمة ، فقد ثبت أن هذا النموذج يميز بنجاح بين سوائل الإنعاش المختلفة.
في الدراسات السابقة ، كنا نهدف إلى تحديد ما إذا كان ، في نموذج حيواني رضيع من الصدمة النزفية ، فإن استخدام ضخ حجم أقل من السوائل مفرطة التوتر - وحدها أو جنبا إلى جنب مع مثبطات الأوعية المختلفة - من شأنه أن يحسن معلمات الدورة الدموية والتروية العالمية عند مقارنتها بالمحلول الملحي الطبيعي.
كما ذكرنا سابقا ، لاحظنا باستمرار أن ضخ السوائل مفرطة التوتر ينتج استجابة مماثلة لضخ ضعف حجم السائل متساوي التوتر16،17،18.
وبشكل أكثر تحديدا ، أدى استخدام الألبومين بالإضافة إلى محلول ملحي مفرط التوتر إلى توسع حجم أكبر وأطول من المحلول الملحي العادي أو المحلول الملحي مفرط التوتر وحده ، مع وجود اختلافات كبيرة في HR و SVI و PPV ، وغياب الانخفاض التدريجي بعد التوسع الحجمي في ضغط الدم و GEDVI ، كما لوحظ في المجموعات الأخرى (الشكل 1 والشكل 2). علاوة على ذلك ، لاحظنا أيضا تحسنا أكبر في معلمات التروية مع الألبومين مفرط التوتر ، ممثلا في زيادة أكبر في bTOI و CaBF ، وانخفاض أكبر في مستويات اللاكتات من المجموعات الأخرى مقارنة ببداية تمدد السوائل (الشكل 3). نعتقد أن هذا الاختلاف قد يكون ثانويا بالنسبة لقدرة الألبومين على زيادة حجم الدم والبقاء لفترة أطول من الوقت داخل المقصورة داخل الأوعية الدموية من المحلول الملحي العادي. ومن المثير للاهتمام ، أننا رأينا أن إضافة بلعة واحدة من terlipressin في بداية إنعاش السوائل أسفرت عن نتائج مماثلة لتلك التي لوحظت في مجموعة الألبومين مفرط التوتر ، دون أي فوائد إضافية من حيث معلمات الدورة الدموية أو التروية17,18.
الشكل 1: معلمات الدورة الدموية. أ: تطور معدل ضربات القلب، ب: متوسط الضغط الشرياني، ج: مؤشر القلب عند خط الأساس (t0')، د: مؤشر المقاومة الوعائية الجهازية عند خط الأساس (t0'). طوال التجربة: نهاية النزيف المتحكم فيه (Shock30'); بداية التسريب ، بعد 30 دقيقة من نهاية النزيف المتحكم فيه (Res0') ؛ نهاية التسريب (Res30') ؛ المتابعة بعد 30 دقيقة من نهاية التسريب (Obs30') ؛ المتابعة بعد 60 دقيقة من نهاية التسريب (Obs60') ؛ المتابعة بعد 90 دقيقة من نهاية التسريب (Obs90'). (*) فرق كبير (p < 0.05) عن خط الأساس ، نفس المجموعة. (‡) P < 0.05 من النزف ، نفس المجموعة. (#) p < 0.05 من المجموعة NS. الاختصارات: NS = محلول ملحي عادي ؛ AHS = الزلال الملحي مفرط التوتر. TAHS = تيرليبريسين بالإضافة إلى الألبومين الملحي مفرط التوتر. يتم تقديم البيانات كمتوسط وانحراف معياري. تم تكييف هذا الرقم بإذن من Urbano et al.17. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: معلمات حجم الدم. (أ) تطور مؤشر حجم السكتة الدماغية ، (ب) تغير ضغط النبض ، و (ج) مؤشر الحجم الانبساطي العالمي عند خط الأساس (t0'). طوال التجربة: نهاية النزيف المتحكم فيه (Shock30'); بداية التسريب ، بعد 30 دقيقة من نهاية النزيف الخاضع للرقابة (Res0') ؛ نهاية التسريب (Res30') ؛ المتابعة بعد 30 دقيقة من نهاية التسريب (Obs30') ؛ المتابعة بعد 60 دقيقة من نهاية التسريب (Obs60') ؛ المتابعة بعد 90 دقيقة من نهاية التسريب (Obs90'). (*) فرق كبير (p < 0.05) من خط الأساس ، نفس المجموعة. (‡) P < 0.05 من النزف ، نفس المجموعة. (#) p < 0.05 من المجموعة NS. الاختصارات: NS = محلول ملحي عادي ؛ AHS = الزلال الملحي مفرط التوتر. TAHS = تيرليبريسين بالإضافة إلى الألبومين الملحي مفرط التوتر. يتم تقديم البيانات كمتوسط وانحراف معياري. تم تكييف هذا الرقم بإذن من Urbano et al.17. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: معلمات التروية الجهازية. أ: تطور لاكتات الدم الشرياني، ب: تشبع الأكسجين في الدم الوريدي المركزي، ج: مؤشر أكسجة أنسجة المخ عند خط الأساس (t0'). طوال التجربة: نهاية النزيف المتحكم فيه (Shock30'); بداية التسريب ، بعد 30 دقيقة من نهاية النزيف الخاضع للرقابة (Res0') ؛ نهاية التسريب (Res30') ؛ المتابعة بعد 30 دقيقة من نهاية التسريب (Obs30') ؛ المتابعة بعد 60 دقيقة من نهاية التسريب (Obs60') ؛ المتابعة بعد 90 دقيقة من نهاية التسريب (Obs90'). (*) فرق كبير (p < 0.05) من خط الأساس ، نفس المجموعة. (‡) P < 0.05 من النزف ، نفس المجموعة. (#) p < 0.05 من المجموعة NS. يتم تقديم البيانات كمتوسط وانحراف معياري. تم تكييف هذا الرقم بإذن من Urbano et al.17. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Discussion
يمكن أن يكون تنفيذ الإجراءات على الخنازير الصغيرة معقدا وقد يهدد الحياة بسبب بعض السمات التشريحية والفسيولوجية لهذه الحيوانات. لتحقيق نتائج متسقة وتقليل فقدان الحيوانات ، هناك بعض الخطوات الحاسمة التي يجب مراعاتها بعناية. أولا ، يعد تحقيق مستوى كاف من التخدير أمرا ضروريا لتقليل استجابة الإجهاد الحيواني ، والتي ، إذا كانت مفرطة ، قد تغير النتائج بسبب إطلاق الكاتيكولامين الداخلي. من المهم أيضا تجنب التأخير بين الحقن العضلي والتنبيب ، حيث يمكن للحيوانات تطوير استجابة إجهاد شديدة مع عدم انتظام دقات القلب والحماض الأيضي الذي لا رجعة فيه والذي قد يعجل بنهاية التجربة. على الرغم من أن المجموعات الأخرى تستخدم التخدير المستنشق مع نتائج جيدة20,21 ، فإننا نفضل الأدوية عن طريق الوريد ، لأن المهدئات المستنشقة لا تسمح بقياس تبادل الغازات التنفسية مع قياس السعرات الحرارية غير المباشرة. في تجربتنا ، مزيج من البروبوفول والفنتانيل فعال وله آثار ضارة قليلة جدا. تعد الإدارة الدقيقة لدرجة الحرارة طوال التجربة جانبا رئيسيا آخر من البروتوكول ، حيث يمكن أن تؤثر التغيرات السريعة في درجة الحرارة بشكل كبير على استجابة الدورة الدموية للحيوان للصدمة ، مما يؤدي إلى تزوير النتائج أو يؤدي في النهاية إلى فشل التجربة.
جزء آخر مهم من الأجهزة هو التنبيب ، بالنظر إلى خصوصيات تشريح الخنازير وقابليتها للتشنج الحنجري. لذلك ، يجب أن يتم تنفيذ الإجراء من قبل مشغل واحد على الأقل لديه خبرة سابقة ، وينصح باستخدام النمط واسترخاء العضلات10,22. يمكن أن تكون قسطرة الأوعية صعبة أيضا بسبب صغر حجم الحيوانات. للوصول إلى الفخذ ، يفضل إجراء ثقب موجه بالموجات فوق الصوتية ، حيث تقع الأوعية بعمق ، وعادة ما يكون لها أقطار صغيرة ، وتظهر دورات ومواضع مختلفة22. للوصول إلى عنق الرحم ، نستخدم الوصول الجراحي للسماح بوضع مسبار التدفق السباتي ، ولكن تقنية الموجات فوق الصوتية ممكنة أيضا23,24. عادة ما يفضل قنية الوريد الوداجي الخارجي بسبب قطره الأوسع وموقعه السطحي وانخفاض عدد الهياكل المحيطة22. يجب شطف القسطرة مباشرة بعد إدخالها بمحلول ملحي لمنع الانسداد. نحن لا نستخدم الهيبارين لتجنب تغيرات التخثر. أيضا ، في البداية ، تجنبنا إعطاء دفعات الجلوكوز لمنع التشويه المحتمل للاستجابة الديناميكية الدموية عن طريق إعطاء سوائل إضافية ، لكننا وجدنا أن الحيوانات أصيبت بنقص السكر في الدم الشديد والمبكر. أخيرا ، حتى مع التخدير والتقنيات الأقل توغلا المستخدمة في الوقت الحاضر ، تولد الأجهزة استجابة إجهاد كبيرة في الحيوانات ، لذلك من المستحسن ترك وقت كاف للتعافي قبل البدء في إزالة الدم. فيما يتعلق بتحريض الصدمة النزفية ، نوصي بإزالة 30 مل / كجم ، لأن هذا يولد استجابة فسيولوجية مرضية كبيرة مع معدلات بقاء ممتازة. في تجربتنا ، لا تتسامح الخنازير الرضع مع كميات أكبر من فقدان الدم ، ومعدل الوفيات مرتفع. الانسحاب التدريجي للدم مهم أيضا ، لأن الإزالة السريعة يمكن أن تؤدي إلى عدم استقرار الدورة الدموية الشديد والموت المبكر للحيوان.
على الرغم من وجود مجموعة واسعة من الأنواع والنماذج التجريبية المتاحة للباحثين ، إلا أن النموذج المثالي للصدمة النزفية الحيوانية - التكرار البسيط والقابل للتكرار بسهولة والدقيق للحالة السريرية - لا يزال يمثل تحديا. تستخدم النماذج الحيوانية الصغيرة - الفئران والجرذان في المقام الأول - للتحقيق في الآليات الفيزيولوجية المرضية للصدمة. ومع ذلك ، فإن صغر حجمها يعقد بشكل كبير أداء العمليات الجراحية وأخذ العينات. الحيوانات الأكبر حجما ، مثل الكلاب والخنازير ، أكثر تكلفة وتعقيدا في التعامل معها ، لكن حجمها وتشابهها الفسيولوجي مع البشر يجعلها أكثر ملاءمة للتقييم قبل السريري لاستراتيجيات العلاج. ومع ذلك ، فإن استخدام الكلاب في الماضي وما زال في الوقت الحاضر أمر مشكوك فيه أخلاقيا. لا تقدم أي ميزة على الخنازير كنماذج حيوانية تجريبية ، كما أن ذكاءها والعلاقة الثنائية الخاصة بين البشر والكلاب تضعها في مكانة أعلى في مقياس النشوء والتطور6،7،8.
في ضوء كل هذا ، تم استخدام الخنازير البالغة على نطاق واسع لأبحاث القلب والأوعية الدموية بسبب أوجه التشابه بينها وبين فسيولوجيا الإنسان البالغ والحجم والتشريح ، وهو أفضل من معظم الأنواع. ومع ذلك ، كما هو راسخ في الأدبيات ، هناك اختلافات كبيرة بين المرضى البالغين والأطفال من حيث نظام القلب والأوعية الدموية ، وحجم الدم ، وتنظيم درجة الحرارة ، والاستجابة للصدمة2،3،4. في الوقت نفسه ، تشير الأدلة إلى أن هذه الاختلافات تنطبق أيضا على الخنازير ، وقد وجد أن الخنازير لها ملامح قلبية وعائية ودماغية ودموية وإلكتروليتية مشابهة جدا لتلك الموجودة في المرضى من الأطفال 9,25. أخيرا ، بالإضافة إلى هذه الاختلافات التشريحية والفسيولوجية بين البالغين والرضع في كلا النوعين ، فإن استخدام نماذج الحيوانات الرضيعة ، وخاصة الخنازير الصغيرة ، يوفر الفرصة لاختبار نفس الأجهزة المستخدمة في الإعداد السريري الحقيقي للمراقبة. في كثير من الحالات ، ثبت أن موثوقية هذه الأجهزة منخفضة بسبب التكيف البسيط للخوارزميات أو أجهزة الاستشعار أو المقاييس البالغة. تدعم كل هذه الجوانب أهمية تطوير نماذج حيوانية محددة للأطفال وأهميتها من حيث المنفعة الانتقالية للإعداد السريري للأطفال.
إلى جانب نوع الحيوان ، هناك ثلاثة نماذج أساسية تستخدم بشكل عام في دراسة الصدمة النزفية: النزف المتحكم فيه - إما بالحجم أو الضغط - والنزيف غير المنضبط. يصف البروتوكول المقدم في هذه المقالة نموذج نزيف ثابت الحجم ، حيث تتم إزالة حجم دم ثابت ، يتم حسابه عادة بنسبة مئوية من وزن الجسم ، خلال فترة زمنية يحددها المراقب. على العكس من ذلك ، في نماذج النزف ذات الضغط الثابت ، تنزف الحيوانات إلى خطة عمل محددة مسبقا ، والتي يتم الحفاظ عليها بعد ذلك بنزيف دوري أو ضخ السوائل خلال فترة محددة ، اعتمادا على الأنواع الحيوانية ودرجة أو نتيجة الصدمة. تسمح كل من نماذج الصدمات النزفية ذات الحجم الثابت والضغط الثابت بدراسة التغيرات الفيزيولوجية المرضية الناجمة عن الصدمات في ظل ظروف خاضعة للرقابة ، مما يوفر ميزة واضحة من حيث قابلية التكرار والتوحيد القياسي. ومع ذلك ، فإن قيدها الرئيسي هو أنها لا تسمح بدراسة آثار استراتيجيات الإنعاش المختلفة على النزيف النشط ، حيث من المعروف أن إنعاش السوائل العدواني قبل السيطرة الجراحية على النزف يزيد من النزيف ويقلل من البقاء على قيد الحياة ، بسبب تثبيط تكوين الجلطة وارتفاع متوسط ضغط الدم. تم اقتراح نماذج النزف غير المنضبط الناجمة عن صدمة الأوعية الدموية الموحدة - سحق / تمزق الكبد والطحال ، أو إصابة الشريان ، أو بتر الزائدة الدودية - لتعكس الوضع السريري بشكل أفضل ، مما يسمح بفهم أفضل لآثار استراتيجيات إنعاش السوائل المختلفة والتدخلات الأخرى ، مثل انخفاض حرارة الجسم ومنتجات مرقئ. ومع ذلك ، على الرغم من كونها الأكثر صلة سريريا ، فإن نماذج النزف غير المنضبط هذه تمارس بعض العيوب الواضحة من حيث التوحيد القياسي والتكاثر. في ضوء كل هذا ، يبدو أن النموذج المثالي غير موجود ، وبالتالي يجب أن يوازن البحث في هذا المجال بين الأهمية السريرية والتوحيد التجريبي والموثوقية6،7،8،9،26.
قد يقدم النموذج الموصوف في هذه الدراسة تطبيقات محتملة واسعة في أبحاث القلب والأوعية الدموية ، مثل التحقيق في الخلل البطاني وتغيرات دوران الأوعية الدقيقة18 أثناء الصدمة ، بالإضافة إلى التحقق من صحة أنظمة مراقبة الدورة الدموية المختلفة. علاوة على ذلك ، يمكن استخدامه أيضا في مجالات بحثية أخرى ، مما يسمح بدراسة الغدد الصماء أو الاستجابات المناعية بعد النزف الحاد وكذلك تحديد الآثار الجانبية للسوائل المختلفة ومثبطات الأوعية. ومع ذلك ، فيما يتعلق بالبحث في استراتيجيات الإنعاش المختلفة ، فمن المستحسن دراسة آثارها في نماذج النزف غير المنضبط قبل تنفيذ التغييرات في الإعداد السريري 7,26.
إلى جانب صعوبة استقراء النتائج في الحياة الواقعية ، فإن هذا النموذج له قيود أخرى. بادئ ذي بدء ، هناك بعض المتغيرات المربكة المتعلقة بالإعداد التجريبي ، مثل استخدام عوامل التخدير أو التهوية الميكانيكية ، والتي قد تخفف من الاستجابات الفسيولوجية أثناء الصدمة وتعقد تفسير النتائج. إلى جانب ذلك ، قد تؤثر استجابة إجهاد الأجهزة على الحيوانات والتحكم في درجة الحرارة على دوران الأوعية الدقيقة والكلي من خلال آليات مختلفة. ومن القيود المهمة الأخرى لهذا النموذج - المتعلقة بالضرورات التجريبية وتوافر الموارد - فترة المراقبة المحدودة بعد الصدمة ، والتي تحد من دراسة العواقب طويلة المدى للصدمة النزفية. بالإضافة إلى ذلك ، على الرغم من أوجه التشابه الفسيولوجية بين البشر والخنازير ، هناك بعض الاختلافات بين الأنواع التي ينبغي مراعاتها. نظام التخثر ، على سبيل المثال ، يبدو أنه أكثر فعالية في الخنازير27,28. أيضا ، تختلف مستويات اللاكتات والسكسينات في البلازما بين الأنواع ، والخنازير لديها قلاء قاعدي ، مما قد يؤدي إلى التقليل من آثار النزف على التوازن الحمضيالقاعدي 29. أخيرا ، من المعروف أيضا أن الاستجابات الالتهابية والمناعية ، وكذلك بعض مستقبلات الأوعية الدموية ، تختلف في الخنازير9. يجب أيضا اعتبار الاختلافات الحيوانية المحددة عوامل مؤثرة. أشارت العديد من الدراسات إلى الاختلافات بين الجنسين من حيث التعرض للصدمة ، حيث تتمتع الإناث بميزة بقاء كبيرة على الذكور 6,9. ومع ذلك ، في التجارب التي أجريت في هذه الدراسة ، نستخدم من نفس الفئة العمرية وذات خلفية وراثية مماثلة لتقليل التباين المحتمل المتأصل في الأنواع.
في الختام ، تقدم هذه المقالة دليلا عمليا وخطوة بخطوة لإعداد نموذج الخنازير للصدمة النزفية للأطفال. بالمقارنة مع النماذج الأخرى الموجودة ، يعد هذا بروتوكولا موثوقا وسهل المتابعة مع قابلية تطبيق واسعة في البحوث الطبية الحيوية ، إما للتحقيق في الاستجابات الفيزيولوجية المرضية بعد النزيف الحاد أو لتقييم استراتيجيات الإنعاش المختلفة.
Disclosures
ليس لدى مؤلفي هذا العمل أي تضارب في المصالح.
Acknowledgments
تم تمويل هذه الدراسة من قبل معهد كارلوس الثالث (ISCIII) من خلال مشروع "PI20/01706" وشارك في تأسيسها الاتحاد الأوروبي. لم يكن للممولين أي دور في تصميم الدراسة أو جمع البيانات وتحليلها أو قرار النشر أو إعداد المخطوطة. نود أن نظهر امتناننا لجميع زملائنا من وحدة العناية المركزة للأطفال Gregorio Marañón ومن معهد Gregorio Marañón التجريبي ، لأنه بدون عملهم لم يكن هذا المشروع ممكنا.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ADA swabs | Albino Dias de Andrade, S.A. | 300575750400 | Non-woven swabs |
| Alaris SE | Carefusion | N/A | Volumetric infusion pump |
| Atracurium | Aspen Pharma Trading Limited. Dublin, Ireland | N/A | Muscle relaxant |
| Atropine 1 mg/mL | B. Braun | 481377/1013 | |
| Barrier adhesive aperture drape | Mölnlycke | 63621 | |
| BD emerald syringe 5 mL, 10 mL, 20 mL | Becton Dickinson S.A | https://www.bd.com/en-eu/offerings/capabilities/syringes-and-needles/injection-syringes/bd-emerald-3-piece-syringe | various options available |
| BLF21A laser doppler monitor | Transonic Systems Inc. | BLF21A | Skin blood flow monitor |
| BlueSensor NF ECG electrodes | Ambu | NF-50-A/12 | |
| Check-Flo performer introducer set 5Fr | Cook Medical | G12018 | Vascular Sheath |
| Datex ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | M1162897 | Hemodynamic monitor |
| Fentanyl 0.05 mg/mL | Kern Pharma | N/A | Anesthesia |
| GE Vivid S5 | GE Healthcare | S series | Ultrasound machine |
| Introcan Safety 18 G, 22 G, 24 G | B. Braun | Introcan series | Safety intravenous catheter |
| INVOS cerebral/somatic oximetry adult sensors | Medtronic PLC, USA | https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry/invos-cerebral-somatic-oximetry-adult-sensors.html | |
| INVOS OXIMETER cerebral/somatic | Somanetics | 08-10566 | Regional oxygenation monitor |
| Ketamin 50 mg/mL | Pfizer, S.L. | 47034 | Sedation |
| Leon plus | Heinen + Löwenstein | N/A | Ventilator |
| Life scope VS | Nihon Kohden | N/A | Bedside monitor |
| Miller laryngoscope blade 12″ | Jorgensen Labs, USA | J0449F | Laryngoscope |
| Multi-lumen central venous catheterization set 7 French, 3 lumen, 30 cm | Arrow | CS-14703 | Central venous catheter |
| Nellcor WarmTouch 5300A | Covidien | Thermal blancket | |
| Nitrile gloves | Medihands | KS-ST RT021 | Single use gloves |
| Pediatric SomaSensor INVOS cerebral/somatic | Covidien | https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry.html | Disposable regional oxygen saturation sensor |
| PICCO monitoring kit | Pulsion Medical Systems | PV8215 | |
| PICCO thermodilution catheter 5F/20 cm | Pulsion Medical Systems | N/A | |
| Propofol Lipoven 10 mg/mL | Fresenius Kabi, Spain | N/A | Anesthesia |
| Pulse contour cardiac output (PiCCO2) | Pulsion Medical Systems | N/A | Hemodynamic monitor |
| Rüsch flexislip | Teleflex Medical | 503700 | Endotracheal tube stylet |
| Softa swabs | B. Braun | 19579 | Alcohol pads |
| Surgical silk sutures USP 0 | Aragó, Barcelona, Spain. | 6245 | |
| TruWave pressure monitoring set | Edwards | T001767A | Pressure monitoring set |
| Ultrasound transmission gel | Ultragel Hungary 2000 Kft. | UC260 |
References
- Disease Control and Prevention (CDC). Vital signs: Unintentional injury deaths among persons aged 0-19 years-United States, 2000-2009. MMWR. Morbidity and Mortality Weekly Report. 61, 270-276 (2012).
- Russell, R. T., et al. Pediatric traumatic hemorrhagic shock consensus conference recommendations. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 94, S2-S10 (2023).
- Leonard, J. C., et al. Life-threatening bleeding in children: A prospective observational study. Critical Care Medicine. 49 (11), 1943-1954 (2021).
- Cannon, J. W.
- Dehmer, J. J., Adamson, W. T. Massive transfusion and blood product use in the pediatric trauma patient. Seminars in Pediatric Surgery. 19 (4), 286-291 (2010).
- Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: a review. European Surgical Research. 50 (2), 57-70 (2013).
- Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. Hemorrhagic shock: an overview of animal models. Frontiers in Bioscience. 14 (12), 4631-4639 (2009).
- Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, 33-39 (2005).
- Hildebrand, F., Andruszkow, H., Huber-Lang, M., Pape, H. C., van Griensven, M. Combined hemorrhage/trauma models in pigs-current state and future perspectives. Shock. 40 (4), 247-273 (2013).
- Chum, H., Pacharinsak, C.
- Leibowitz, A., Oren-Grinberg, A., Matyal, R. Ultrasound guidance for central venous access: Current evidence and clinical recommendations. Journal of Intensive Care Medicine. 35 (3), 303-321 (2020).
- Lockwood, J., Desai, N.
- Operator's Manual PiCCO2. Version 3.1. Pulsion Medical Systems. , Available from: https://www.manualslib.com/manual/2821743/Pulsion-Picco2.html#manual (2013).
- Operations Manual INVOS ® System, Model 5100C. Medtronic. , Available from: http://www.wemed1.com/downloads/dl/files/id/7947/product/10495/manual_for_mo_s_5100c.pdf (2013).
- Acker, S. N., Ross, J. T., Partrick, D. A., Tong, S., Bensard, D. D. Pediatric specific shock index accurately identifies severely injured children. Journal of Pediatric Surgery. 50 (2), 331-334 (2015).
- Urbano, J., et al. Comparison of normal saline, hypertonic saline and hypertonic saline colloid resuscitation fluids in an infant animal model of hypovolemic shock. Resuscitation. 83 (9), 1159-1165 (2012).
- Urbano, J., et al. Comparison of normal saline, hypertonic saline albumin and terlipressin plus hypertonic saline albumin in an infant animal model of hypovolemic shock. PLoS One. 10 (3), e0121678 (2015).
- González, R., et al. Microcirculatory alterations during haemorrhagic shock and after resuscitation in a paediatric animal model. Injury. 47 (2), 335-341 (2016).
- López-Herce, J., Rupérez, M., Sánchez, C., García, C., García, E. Haemodynamic response to acute hypovolaemia, rapid blood volume expansion and adrenaline administration in an infant animal model. Resuscitation. 68 (2), 259-265 (2006).
- Gil-Anton, J., et al. Addition of terlipressin to initial volume resuscitation in a pediatric model of hemorrhagic shock improves hemodynamics and cerebral perfusion. PLoS One. 15 (7), e0235084 (2020).
- Williams, A. M., et al. Complete and partial aortic occlusion for the treatment of hemorrhagic shock in swine. Journal of Visualized Experiments. (138), e58284 (2018).
- Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment, and heart disease research. Lab Animal. 51 (2), 46-67 (2022).
- Chiesa, O. A., et al. Minimally invasive ultrasound-guided technique for central venous catheterization via the external jugular vein in pigs. American Journal of Veterinary Research. 82 (9), 760-769 (2021).
- Anderson, J. H., et al. Ultrasound guided percutaneous common carotid artery access in piglets for intracoronary stem cell infusion. Laboratory Animals. 52 (1), 88-92 (2018).
- Hughes, H. C.
- Mayer, A. R., et al. A systematic review of large animal models of combined traumatic brain injury and hemorrhagic shock. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 104, 160-177 (2019).
- Velik-Salchner, C., et al. Normal values for thrombelastography (ROTEM) and selected coagulation parameters in porcine blood. Thrombosis Research. 117 (5), 597-602 (2006).
- Siller-Matula, J. M., Plasenzotti, R., Spiel, A., Quehenberger, P., Jilma, B.
- Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 84 (3), 537-541 (2018).
