Summary
Centralnervesystemet (CNS) tumorer er den største årsag til kræftrelateret død hos børn, og lokoregionale immunbaserede terapier testes i stigende grad for patienter i kliniske forsøg. Denne protokol beskriver metoder til lokoregional kanyleimplantation hos mus til præklinisk evaluering af immunterapeutiske infusioner rettet mod CNS-tumorer.
Abstract
Pædiatriske CNS-tumorer er ansvarlige for størstedelen af kræftrelaterede dødsfald hos børn og har dårlige prognoser på trods af fremskridt inden for kemoterapi og strålebehandling. Da mange tumorer mangler effektive behandlinger, er der et afgørende behov for at udvikle mere lovende terapeutiske muligheder, såsom immunterapier; brugen af kimær antigenreceptor (CAR) T-celleterapi rettet mod CNS-tumorer er af særlig interesse. Celleoverflademål såsom B7-H3, IL13RA2 og disialogangliosidet GD2 udtrykkes stærkt på overfladen af flere pædiatriske og voksne CNS-tumorer, hvilket øger muligheden for at anvende CAR T-celleterapi mod disse og andre overflademål. For at evaluere den gentagne lokoregionale levering af CAR T-celler i prækliniske murine modeller blev der etableret et indbygget katetersystem, der rekapitulerer indlagte katetre, der i øjeblikket anvendes i humane kliniske forsøg. I modsætning til stereotaktisk levering giver det indbyggede katetersystem mulighed for gentagen dosering uden brug af flere operationer. Denne protokol beskriver den intratumorale placering af en fast guidekanyle, der er blevet brugt til med succes at teste serielle CAR T-celleinfusioner i ortopiske murinmodeller af pædiatriske hjernetumorer. Efter ortopisk injektion og indkapsling af tumorcellerne hos mus afsluttes intratumoral placering af en fast styrekanyle på et stereotaktisk apparat og sikres med skruer og akrylharpiks. Behandlingskanyler indsættes derefter gennem den faste styrekanyle til gentagen CAR T-cellelevering. Stereotaktisk placering af styrekanylen kan justeres til at levere CAR T-celler direkte ind i lateral ventrikel eller andre steder i hjernen. Denne platform tilbyder en pålidelig mekanisme til præklinisk test af gentagne intrakranielle infusioner af CAR T-celler og andre nye lægemidler til disse ødelæggende pædiatriske tumorer.
Introduction
På trods af forbedringer i kemoterapi, strålebehandling og kirurgi er tumorer i centralnervesystemet (CNS) den dødeligste malignitet i pædiatri1, hvilket understreger et vigtigt behov for nye tilgange med mere vellykkede resultater. Med betydelige fremskridt inden for immunterapi har adoptiv cellulær terapi (ACT) tilgange vist lovende resultater i forskellige kræftformer, især hæmatologiske maligniteter2. Chimeric antigen receptor (CAR) T-celleterapi, en bestemt type ACT, udnytter immunsystemets naturlige evne til at genkende og dræbe skadelige celler ved at omdirigere T-cellernes specificitet til at generere tumormålrettede T-celler3. CAR T-celleterapi har vist betydelig succes i behandlingen af leukæmier og lymfomer4, hvilket gør det til en lovende immunterapeutisk tilgang og tilskynder til undersøgelse i solide tumorer. Indtil videre har CAR T-celleterapi i solide tumorer imidlertid opnået ringe klinisk succes og står over for mange udfordringer, såsom ineffektiv tumorpenetration, begrænsede målbare antigener og det undertrykkende tumormikromiljø5.
Nylige kliniske forsøg er begyndt at evaluere CAR T-celleterapi til pædiatriske CNS-tumorer, hvilket giver bevis for koncept og tidlige beviser for T-celleaktivitet i foreløbige rapporter 6,7,8. Mens de fleste indledende prækliniske data fokuserede på intravenøs levering af CAR T-cellerne, har nylige prækliniske beviser antydet overlegenheden af lokoregional levering i CNS9,10, som også er blevet brugt med succes i flere kliniske forsøg 6,7,8,11 . Prækliniske undersøgelser til dato, der har inkorporeret den lokoregionale levering af CAR T-celler i CNS, har været afhængige af en enkelt intrakraniel dosis CAR T-celler leveret stereotaktisk 9,10. Imidlertid har kliniske forsøg med mennesker krævet gentagne infusioner af CAR T-celler i CNS 6,7,8,11, hvilket understreger et behov for at evaluere flere gentagne infusioner i præklinisk udvikling. Målet med denne procedure er at teste serielle CAR T-celleinfusioner ved hjælp af et kateter i ortopiske murinmodeller af pædiatriske hjernetumorer. Fordelen ved denne teknik er at undgå flere kirurgiske procedurer for at tilvejebringe gentagne intra-CNS-behandlinger. Kanyler er primært blevet brugt til mikrodialyseprøveudtagning af neurotransmittere og levering af neuroaktive stoffer i neurovidenskab og adfærdsforskning hos gnavere12, med begrænsede rapporter om deres anvendelse til levering af kræftbehandling. På baggrund af de tidligere rapporter bruger denne protokol et stereotaktisk placeret indbygget kanylesystem til at levere CAR T-celler i xenograft murine modeller af CNS-tumorer. Protokollen kan bruges til at teste yderligere terapi i murinmodeller af neurologiske eller neuro-onkologiske lidelser og kan være nyttig til at teste nye behandlinger, hvor omgåelse af blod-hjerne-barrieren er kritisk for effektiviteten.
Protocol
Alle protokolprocedurer blev godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee of Children's Hospital of Philadelphia (IAC 19-000907), som er akkrediteret af AAALAC. Denne undersøgelse brugte 6-12 uger gamle NOD scid gamma (NSG) mus med ortopiske xenograft tumorer; Protokollen kan dog bruges på enhver musestamme. NSG-mus blev anbragt under sterile barriereforhold og kirurgi udført under sterile biosikkerhedsskabe. Når humant materiale såsom tumorceller eller T-celler anvendes, skal procedurer og håndtering udføres i ABSL-2 biosikkerhedsskabe.
1. Forberedelse af musen til operation
- Bedøv musen i et induktionskammer med isofluran (2-4%) ved en iltgennemstrømningshastighed på 1 l / min, indtil et passende anæstesiplan er nået (ca. 5 min).
- Vejen musen vejes med en vægt med en nøjagtighed på 0,1 g, og subkutan buprenorphin med langsom frigivelse (SR) (1 mg/kg) eller andre smertestillende midler administreres.
BEMÆRK: SR buprenorphin giver analgesi i 72 timer. - Barber pelsen på toppen af musens hoved ved hjælp af elektriske klippere eller hårfjerningsmidler.
- Brug en spatel til forsigtigt at åbne bunden af den stereotaktiske arm og indsæt styrekanylen ved hjælp af tang. Stram skruen på armen for at fastgøre kanylen, så ca. 1/2 til 2/3 af kanylens hvide plastdel stikker ud fra bunden af åbningen sammen med hele kanylens 5 mm metallængde.
- Indsæt og fastgør musens øverste tænder i bidestangen på det stereotaksiske apparat. Træk næsekeglen fremad og stram den, og sørg for, at musen indånder isofluran.
- Monter musen på det opvarmede stereotaksiske apparat ved hjælp af øremanchetter eller ørestænger, undgå for stort tryk.
BEMÆRK: Den opvarmede bakke skal have et rektalt termometer indsat, og opvarmningsbakken skal justeres for at opretholde en normal kropstemperatur på musen under proceduren. - Påfør steril oftalmisk salve på begge øjne ved hjælp af en applikator med bomuldsspids.
- Tør det kirurgiske sted med povidon-jod på en pude eller applikator efterfulgt af en alkoholpude. Udfør dette trin tre gange i alt.
- Før du begynder proceduren, skal du udføre en tåklemme med tang for at vurdere for tilstrækkelig sedation.
2. Kirurgisk indgreb
BEMÆRK: Alle aspekter af den kirurgiske procedure anvender steriliserede instrumenter og aseptiske teknikker. Musene fortsætter under anæstesi med isofluran (2-4%) under hele proceduren, ca. 10-20 min.
- Tag forsigtigt hovedbunden op mellem ørerne med tang. Brug en steril saks til at klippe den løftede hovedbund parallelt med kraniet og fjerne en oval hudflap (0,75-1 cm i længden) for at udsætte kraniet.
BEMÆRK: Saks foretrækkes frem for en skalpel for at give en ren, ovalformet åbning og for at forhindre unødvendige skader på omgivende hud og væv. - Skub fascia væk ved hjælp af en skalpel eller vatpinde med bomuldsspids og en hæmostatisk bomuldspiller for at hjælpe med at bremse overdreven blødning efter behov.
BEMÆRK: Brug af træsiden af en steril bomuldsspids kan også skubbe fascia væk og hjælpe med at undgå overdreven blødning. - Identificer landemærkerne bregma og lambda, de respektive forreste og bageste mærker på kraniet, hvor kraniepladerne møder13.
BEMÆRK: Identifikation kan udvides ved at tørre toppen af det udsatte kranium med hydrogenperoxid. - Scor forsigtigt kraniet ved hjælp af en skalpel for at skabe en overflade, som akrylen kan fastgøre. Scoring skal omfatte flere lineære linjer ca. 0,5-1 cm i længden i 90 ° vinkler til hinanden.
- Brug den stereotaksiske arm til at lokalisere kanylen til interessepunktet (bregma eller lambda). Når den er lokaliseret, skal du hæve kanylespidsen 1-2 mm over kraniets overflade og flytte til de ønskede koordinater. Til intratumorale injektioner bruger dette de samme A / P og M / L koordinater som tumorplaceringen.
- På den udsatte kraniet, væk fra det område, hvor kanylen kommer ind, laves to skruehuller med en 18 G nål eller en kirurgisk boremaskine. Sørg for, at hullerne er fordelt for at give plads nok til kanylen. Brug et bor til at dreje gennem skruehullerne, indtil de fanger kraniet. Indsæt og fastgør to skruer i hullerne ved hjælp af en skruetrækker med flad spids. Træk derefter forsigtigt skruerne op for at sikre, at de er fastgjort.
BEMÆRK: Indsæt ikke skruerne, før de flugter med kraniet, ellers kan de beskadige musehjernen nedenunder. Efterlad mindst 1-2 mm mellemrum mellem skruen og kraniet. - Brug en 18 G nål eller kirurgisk boremaskine til at bore gennem kraniet ved de identificerede koordinater for at skabe et hul til kanylen, der skal indsættes.
- Brug den stereotaktiske arm til at sænke kanylen til den ønskede D/V-koordinat.
BEMÆRK: D / V-koordinaten for kanyleimplantation skal tage højde for projektionslængden af dummyen og behandlingskanylerne og kan være mere overfladisk end den ortopiske injektion af tumorceller (figur 1). - I en porcelæn 12-brøndplade skal du fylde en brønd med akrylharpikspulver (ca. 0,3 g) og 10-15 dråber (ca. 0,5-0,75 ml) akrylharpiksvæske. Dette producerer et tyktflydende hvidfarvet materiale. Træk blandingen op i en 1 ml sprøjte og brug den til at belægge og dække kraniet, udfylde mellemrummene omkring kanylen og skruerne.
BEMÆRK: Det viskøse materiale hærder til cement over tid, så dette trin skal afsluttes straks efter blanding. - Mens cementen stadig er bøjelig, løsnes skruen på den stereotaktiske arm og bruges en spatel i åbningen i bunden for forsigtigt at frigøre kanylen fra holderen og langsomt trække den stereotaktiske arm opad væk fra musen.
- Når cementen er helt tør, indsættes dummykanylen i styrekanylen og fastgøres tæt ved at dreje med uret.
- Når proceduren er afsluttet, skal du placere musen tilbage i sit opvarmede hjemmebur for nøje at overvåge, sikre tilstrækkelig restitution og registrere eventuelle observationer efter proceduren, herunder at musen har genvundet bevidstheden fuldt ud, før den vender tilbage til kolonien.
BEMÆRK: Det anbefales generelt kun at placere halvdelen af buret på en varmepude, så dyret kan bevæge sig til den køligere side for at undgå overophedning. - Administrer yderligere smertestillende midler efter behov, hvis musene udviser adfærd, der tyder på smerte postoperativt, såsom meloxicam 5 mg / kg subkutant leveret en gang dagligt i op til 3 dage.
3. Forberedelse af CAR T-celler
- Mål den prætransfekterede CAR T-cellekoncentration ved hjælp af en celletæller.
- Centrifuger prætransfekterede T-celler ved 200 x g i 5 minutter ved stuetemperatur (RT).
- Supernatanten suges til ved hjælp af en steril Pasteur-pipet på et vakuumaspirationssystem, og pellet resuspenderes i fosfatbufferet saltvand (PBS) til den ønskede koncentration. Typiske leveringsmængder er 2-5 μL. Typiske celledoser er 0,5-5 x 106 celler.
4. CAR T-celle infusioner
- Forbered behandlingskanylen ved at føre toppen gennem et lille stykke PKG-slange.
- Fyld behandlingssprøjten med CAR T-cellesuspensionen, og stik den ind gennem den anden ende af PKG-slangen, nok til at dække toppen af behandlingskanylen.
- Bedøv musen med isofluran (2-4%) ved en iltgennemstrømningshastighed på 1 l/min.
- Stabiliser styrekanylen ved hjælp af tang i bunden, og skru derefter forsigtigt dummykanylen af og fjern den, så du får adgang til styrekanylen.
BEMÆRK: En stereotaksisk opsætning er ikke nødvendig, men kan bruges til at stabilisere hovedet til behandling. - Infunderes CAR T-cellerne i 1 min, og hold behandlingskanylen på plads i yderligere 1 minut efter ophør af infusionen.
- Fjern behandlingskanylen, og skru dummykanylen godt på plads igen.
- Administrer subkutan meloxicam (5 mg/kg) til valgfri smertekontrol.
Representative Results
Vellykket kanyleimplantation i musens CNS
Mus med vellykket kanylering har en sikker styrekanyle på plads, der ikke forstyrrer dagligdagens aktiviteter (figur 2A), og som let kan passere en behandlingskanyle og levere væske uden modstand (figur 2B). Efter vores erfaring forbliver de fleste kanyler på plads i over 4 uger, selvom 0-25% kan løsnes over tid. Verifikation af korrekt placering kan bekræftes med Evans blå farvestof injiceret i kanylen. For eksempel viser en kanyle indsat i lateral ventrikel Evans blå farvestof i hele ventrikelsystemet, når det bevæger sig gennem cerebral spinalvæske, hvilket bekræfter korrekt placering (figur 2C). Kanyler indsat i tumoren viser Evans blå farvestof på stedet for tumorimplantation.
Effektiv levering af CAR T-celler til CNS til behandling af xenograft tumorer.
Effekten af det intrakranielle kanylesystem og den terapeutiske effekt af CAR T-celler i murine modeller kan måles gennem en række mekanismer, herunder bioluminescerende billeddannelse og samlet overlevelse. GPC2-rettede CAR T-celler blev testet mod murin medulloblastom og diffuse midline gliommodeller, henholdsvis 7316-4509 og 7316-3058, ved hjælp af gentagen CAR T-celledosering via det angivne intrakranielle kanylesystem14. Ortopisk tumorplacering og engraftment blev bekræftet ved bioluminescerende billeddannelse, og kanyler blev anbragt i tumorlejet ved hjælp af de samme koordinater som den ortopopiske tumorplacering. Behandlingerne bestod af GPC2 CAR T-celleinfusioner en til to gange om ugen i 2-4 uger, i alt fire til seks doser. Efter behandling inducerede GPC2-rettet CAR T-celleterapi signifikant tumorregression i medulloblastommodellen 7316-4509 (p < 0,01) (figur 3A) og signifikant forlænget overlevelse i thalamus diffust midterliniegliom 7316-3058 (p < 0,05) (figur 3B)14.
Figur 1: Styrekanyle med projektionsdukke og behandlingskanyler. (A) Styrekanyle med 0,5 mm projektion og 2 mm projektionsdukkekanyler på plads. (B) Styrekanyle med 0,5 mm projektion og 2 mm projektionsbehandlingskanyler på plads. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Behandlingskanyleafgivelsessystem til gentagne doser af CAR T-celler . (A) Kanyle implanteret i et musekranium med en hætte på plads, når den ikke er i brug. (B) Infusion af CAR T-celler i en pontintumor via behandlingskanylen, mens musen er under bedøvelse. (C) Verifikation af kanylens placering i lateral ventrikel ved hjælp af Evans blå farvestof. Farvestof blev indsat gennem kanylen, efterfulgt af eutanasi og hjerneudskæring, med farvestof til stede i ventriklerne. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: GPC2-rettede CAR T-celler medierer antitumorresponser og forlænger overlevelsen i pædiatriske hjernetumorer in vivo. (A) Kvantificering af bioluminescens af det ortopiske gruppe 4 medulloblastoma xenograft 7316-4509 behandlet med enten GPC2- eller CD19-rettede mRNA CAR T-celler. Doser er angivet med pile på grafen. Data vist som gennemsnit med SD, n = 9-11 mus pr. arm. (B) Samlet overlevelse af mus implanteret med thalamus DMG xenograft 7316-3058 behandlet med seks gentagne doser af 2 x 106 CAR T-celler. Doser er angivet med pile på grafen. n = 7 mus pr. arm. **p < 0,01; *p < 0,05; ns = ikke signifikant. Denne figur er gengivet med tilladelse fra Foster et al.14. Klik her for at se en større version af denne figur.
Discussion
CAR T-celleterapi har revolutioneret behandlingen af hæmatologiske kræftformer og viser lovende værdi i behandling af solide hjernetumorer 6,7,8. Denne protokol blev designet til at muliggøre præklinisk evaluering af lokoregional CAR T-cellelevering til behandling af pædiatriske CNS-tumorer. Kanylesystemet replikerer et Ommaya- eller Rickham-reservoir, et intraventrikulært katetersystem, der i øjeblikket anvendes i igangværende kliniske forsøg med CAR T-celleterapi i pædiatriske CNS-tumorer 6,7,8, hvilket understreger relevansen og translationspotentialet af disse metoder. Dette system giver mulighed for gentagen levering af CAR T-celler, der omgår blod-hjerne-barrieren, igen svarende til metoder, der anvendes i igangværende kliniske forsøg. Lokoregional levering kan give maksimal effektivitet i CNS9 og kan også reducere risikoen for systemiske toksiciteter forbundet med handel fra cirkulation15. Mens stereotaktisk levering kan give en enkelt dosis i CNS, er fordelen ved dette system muligheden for at tilvejebringe flere gentagne doser til et bestemt sted i CNS uden behov for flere operationer. Begrænsningerne ved denne procedure omfatter et fast leveringssted uden mulighed for at ændre placering eller foretage justeringer, når kanylen er på plads, og potentialet for løsrivelse af kanylen.
Et kritisk trin i denne protokol er implantationen af den faste styrekanyle ved en D / V-koordinat, der tager højde for projektionen af behandlingskanylerne. Behandlingskanylen stikker ud over spidsen af styrekanylen, og derfor skal man sørge for, at placeringen resulterer i levering af CAR T-celler til det pågældende område. Projektionslængder af behandlingskanylen kan tilpasses, og efter forfatterens erfaring er 0,5 mm en nyttig projektionslængde. Denne længde sikrer, at det terapeutiske ikke forbliver i styrekanylen ved udlevering, men kræver heller ikke væsentlig justering af D / V-koordinaterne for styrekanylen til det relevante område. Et yderligere vigtigt skridt i denne protokol er det tidspunkt, hvor behandlingskanylen efterlades på plads efter CAR T-celleinfusion. Behandlingskanylen skal holdes på plads i mindst 1 minut efter afslutningen af infusionen for at forhindre lækager og tab af lokoregional levering af CAR T-celleterapi.
Fejlfinding af denne metode er ligetil, idet de fleste komplikationer involverer vanskeligheder med at fjerne dummykanylen eller indsætte behandlingskanylen i den faste styrekanyle, sandsynligvis på grund af tørret blod på indersiden af styrekanylen. Dette kan let løses ved forsigtigt at føre dummykanylen gennem styrekanylen, indtil der er mindre modstand, og snavset er blevet ryddet. Akrylharpiksen kan lejlighedsvis løsne sig fra kraniet, hvilket resulterer i tab af kanylesystemet. Efter vores erfaring er dette generelt begrænset ved at score kraniet med en skalpel og placeringen af to skruer. Derudover fjernes alle genstande fra buret, der ved et uheld kan anvende kraft på kanylen, mens musen bevæger sig rundt, såsom særlige museberigelseshytter med små åbninger.
Afslutningsvis er beskrevet her en protokol til indsættelse af et kanylesystem i murinmodeller af CNS-tumorer til gentagen levering af CAR T-celler. Kanyleplacering kan justeres til flere lokoregionale leveringssteder og teste effektiviteten af forskellige leveringssteder. Derudover kan dette system bruges til yderligere terapi ud over CAR T-celler for at evaluere effektiviteten ved omgåelse af blod-hjerne-barrieren og kan også være nyttigt til evaluering af terapi i murinmodeller af ikke-onkologiske lidelser.
Disclosures
JBF har patent på glypican 2 (GPC2)-rettede immunterapier. Alle andre forfattere har intet at afsløre.
Acknowledgments
Finansiering til dette arbejde blev leveret af Matthew Larson Foundation, Grayson Saves Foundation, Hyundai Hope on Wheels Young Investigator Award, Kortney Rose Foundation, National Institutes of Health NCI K12 CA076931-19 og 1K08CA263179-01 og Department of Defense W81XWH-21-1-0221.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18 G needles | BD | 511097 | 1 1/2 inch metal hub |
| Acrylic resin liquid | Lang Dental | B1323 | |
| Acrylic resin powder | Lang Dental | B1323 | |
| Alcohol wipes | BD | 326895 | |
| Centrifuge 5240 | Eppendorf | 5420000040 | Centrifuge |
| Cotton tipped swabs | Puritan | 826-WC | Handle Width = 2.11 mm (0.083), Head Width = 1.27 mm (0.050), Handle Length = 147.62 mm (5.812), Overall Length = 152.4 mm (6), Head Length = 12.7 mm (0.500) |
| Drill bit holder | P1 Technologies | DH-1 | Drill bit holder for D56-D70 |
| Drill bit | P1 Technologies | D58 | 1.07 mm |
| Dummy cannula | P1 Technologies | C315DCS-5/SPC | Configuration: Small cap; Length: Cut 5.00 mm below pedestal; Projection: 0.50 mm |
| Flat tip screwdriver | P1 Technologies | SD-80 | Screwdriver |
| Graefe forceps | Fine Science Tools | 11051-10 | Forceps |
| Guide cannula | P1 Technologies | C315GS-5/SPC | Configuration: 5.00 mm pedestal height; Length: Cut 5.00 mm below pedestal |
| Hemostatic cotton pellets with racemic epinephrine | Pascal | 1151602 | |
| MOXI Z Mini automated cell counter Kit | Moxi | MXZ001 | Cell counter |
| NOD scid gamma (NSG) mice | Jackson Laboratory | 5557 | 6 to 12-week-old males and females |
| Pasteur pipet | VWR | 14673-043 | |
| PKG tubing | P1 Technologies | C313CT | Diameter: 0.58 mm x 1.27 mm |
| Porcelain 12 well plate | Flinn Scientific | AP6064 | |
| Povidone iodine | Medline | MDS093943 | |
| Scalpel | World Precision Instrument | 50-822-457 | Disposable Scalpel, no.10, sterile, 10/box, Plastic Handle with 6" Ruler |
| Screws | P1 Technologies | 0-80 X 3/32 | 2.4 mm |
| Stereotaxic Frame | David Kopf Instruments | 940 | Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console |
| Student fine scissors | Fine Science Tools | 91460-12 | Scissors |
| Treatment cannula | P1 Technologies | C315IS-5/SPC | 33GA; Configuration: Standard internal; Length: Cut 5.00 mm below pedestal; Projection: 0.50 mm |
| Treatment syringes | Hamilton | 87908 | 5 µL, Model 75 Cemented Needle Special (SN) Syringe, 75SN/22/0.5"/PT3 |
| Vactrap XL | Foxx Life Sciences | 305-4401-FLS | Vacuum System |
References
- Curtin, S. C., Minino, A. M., Anderson, R. N. Declines in cancer death rates among children and adolescents in the United States, 1999-2014. NCHS Data Brief. 257, 1-8 (2016).
- Rohaan, M. W., Wilgenhof, S., Haanen, J. B. A. G. Adoptive cellular therapies: the current landscape. Virchows Archiv. 474 (4), 449-461 (2019).
- Sadelain, M., Brentjens, R., Riviere, I. The basic principles of chimeric antigen receptor design. Cancer Discovery. 3 (4), 388-398 (2013).
- Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. The New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
- Wagner, J., Wickman, E., DeRenzo, C., Gottschalk, S. CAR T cell therapy for solid tumors: Bright future or dark reality. Molecular Therapy. 28 (11), 2320-2339 (2020).
- Vitanza, N. A., et al. Locoregional infusion of HER2-specific CAR T cells in children and young adults with recurrent or refractory CNS tumors: an interim analysis. Nature Medicine. 27 (9), 1544-1552 (2021).
- Majzner, R. G., et al. GD2-CAR T cell therapy for H3K27M-mutated diffuse midline gliomas. Nature. 603 (7903), 934-941 (2022).
- Vitanza, N. A., et al. Intraventricular B7-H3 CAR T cells for diffuse intrinsic pontine glioma: preliminary first-in-human bioactivity and safety. Cancer Discovery. 13 (1), 114-131 (2023).
- Theruvath, J., et al. Locoregionally administered B7-H3-targeted CAR T cells for treatment of atypical teratoid/rhabdoid tumors. Nature Medicine. 26 (5), 712-719 (2020).
- Donovan, L. K., et al. Locoregional delivery of CAR T cells to the cerebrospinal fluid for treatment of metastatic medulloblastoma and ependymoma. Nature Medicine. 26 (5), 720-731 (2020).
- Brown, C. E., et al. Regression of glioblastoma after chimeric antigen receptor T-Cell therapy. The New England Journal of Medicine. 375 (26), 2561-2569 (2016).
- Bourne, J. A. Intracerebral microdialysis: 30 years as a tool for the neuroscientist. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 30 (1-2), 16-24 (2003).
- Zhou, P., et al. Automatically detecting bregma and lambda points in rodent skull anatomy images. PLoS One. 15 (12), 0244378 (2020).
- Foster, J. B., et al. Development of GPC2-directed chimeric antigen receptors using mRNA for pediatric brain tumors. Journal for Immunotherapy of Cancer. 10 (9), 004450 (2022).
- Akhavan, D., et al. T cells for brain tumors: Lessons learned and road ahead. Immunological Reviews. 290 (1), 60-84 (2019).
