Summary
Les tumeurs du système nerveux central (SNC) sont la principale cause de décès liés au cancer chez les enfants, et les thérapies immunitaires locorégionales sont de plus en plus testées pour les patients dans les essais cliniques. Ce protocole décrit des méthodes d’implantation de canules locorégionales chez la souris pour l’évaluation préclinique de perfusions immunothérapeutiques ciblant les tumeurs du SNC.
Abstract
Les tumeurs pédiatriques du SNC sont responsables de la majorité des décès liés au cancer chez les enfants et ont de mauvais pronostics, malgré les progrès de la chimiothérapie et de la radiothérapie. Comme de nombreuses tumeurs manquent de traitements efficaces, il est crucial de développer des options thérapeutiques plus prometteuses, telles que les immunothérapies; l’utilisation de la thérapie cellulaire T à récepteur antigénique chimérique (CAR) dirigée contre les tumeurs du SNC présente un intérêt particulier. Les cibles de surface cellulaire telles que B7-H3, IL13RA2 et le disialoganglioside GD2 sont fortement exprimées à la surface de plusieurs tumeurs du SNC pédiatriques et adultes, ce qui augmente la possibilité d’utiliser la thérapie cellulaire CAR-T contre ces cibles et d’autres cibles de surface. Pour évaluer l’administration locorégionale répétée de cellules CAR-T dans des modèles murins précliniques, un système de cathéter à demeure qui récapitule les cathéters à demeure actuellement utilisés dans les essais cliniques humains a été établi. Contrairement à l’administration stéréotaxique, le système de cathéter à demeure permet des doses répétées sans recourir à plusieurs chirurgies. Ce protocole décrit le placement intratumoral d’une canule guide fixe qui a été utilisée pour tester avec succès des perfusions de cellules CAR-T en série dans des modèles murins orthotopiques de tumeurs cérébrales pédiatriques. Après injection orthotopique et greffe des cellules tumorales chez la souris, la mise en place intratumorale d’une canule guide fixe est complétée sur un appareil stéréotaxique et fixée avec des vis et de la résine acrylique. Les canules de traitement sont ensuite insérées à travers la canule guide fixe pour l’administration répétée de cellules CAR-T. Le placement stéréotaxique de la canule guide peut être ajusté pour délivrer des cellules CAR T directement dans le ventricule latéral ou d’autres endroits dans le cerveau. Cette plateforme offre un mécanisme fiable pour les essais précliniques de perfusions intracrâniennes répétées de cellules CAR-T et d’autres nouveaux traitements pour ces tumeurs pédiatriques dévastatrices.
Introduction
Malgré les améliorations apportées à la chimiothérapie, à la radiothérapie et à la chirurgie, les tumeurs du système nerveux central (SNC) sont les tumeurs malignes les plus mortelles en pédiatrie1, soulignant un besoin important de nouvelles approches avec des résultats plus fructueux. Avec des avancées significatives dans le domaine de l’immunothérapie, les approches de thérapie cellulaire adoptive (ACT) ont montré des résultats prometteurs dans divers cancers, en particulier les hémopathies malignes2. La thérapie par lymphocytes T à récepteur antigénique chimérique (CAR), un type spécifique d’ACT, tire parti de la capacité naturelle du système immunitaire à reconnaître et à tuer les cellules nocives en redirigeant la spécificité des cellules T pour générer des cellules T ciblant les tumeurs3. La thérapie cellulaire CAR-T a démontré un succès substantiel dans le traitement des leucémies et des lymphomes4, ce qui en fait une approche immunothérapeutique prometteuse et encourage son investigation dans les tumeurs solides. Cependant, jusqu’à présent, la thérapie cellulaire CAR-T dans les tumeurs solides a obtenu peu de succès clinique et fait face à de nombreux défis, tels qu’une pénétration tumorale inefficace, des antigènes cibles limités et le microenvironnement tumoralsuppressif 5.
Des essais cliniques récents ont commencé à évaluer la thérapie par cellules CAR-T pour les tumeurs pédiatriques du SNC, fournissant une preuve de concept et des preuves précoces de l’activité des lymphocytes T dans les rapports préliminaires 6,7,8. Alors que la plupart des données précliniques initiales portaient sur l’administration intraveineuse des cellules CAR-T, des preuves précliniques récentes ont suggéré la supériorité de l’administration locorégionale dans le SNC9,10, qui a également été utilisé avec succès dans plusieurs essais cliniques 6,7,8,11 . À ce jour, les études précliniques qui ont incorporé l’administration locorégionale de cellules CAR T dans le SNC se sont appuyées sur une dose intracrânienne unique de cellules CAR T administrées stéréotaxiquement 9,10. Cependant, des essais cliniques chez l’homme ont nécessité des perfusions répétées de cellules CAR-T dans le SNC 6,7,8,11, soulignant la nécessité d’évaluer les perfusions répétées multiples dans le développement préclinique. Le but de cette procédure est de tester avec succès des perfusions de cellules CAR-T en série à l’aide d’un cathéter dans des modèles murins orthotopiques de tumeurs cérébrales pédiatriques. L’avantage de cette technique est d’éviter de multiples interventions chirurgicales pour fournir des traitements intra-SNC répétés. Les canules ont principalement été utilisées pour l’échantillonnage microdialytique des neurotransmetteurs et l’administration de substances neuroactives en neurosciences et la recherche comportementale chez les rongeurs12, avec des rapports limités sur leur utilisation pour l’administration de thérapies anticancéreuses. S’appuyant sur les rapports précédents, ce protocole utilise un système de canule à demeure placé stéréotactiquement pour délivrer des cellules CAR T dans des modèles murins de xénogreffe de tumeurs du SNC. Le protocole peut être utilisé pour tester des thérapies supplémentaires dans des modèles murins de troubles neurologiques ou neuro-oncologiques, et peut être utile pour tester de nouvelles thérapies où le contournement de la barrière hémato-encéphalique est essentiel pour l’efficacité.
Protocol
Toutes les procédures de protocole ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Hôpital pour enfants de Philadelphie (IAC 19-000907), qui est accrédité par l’AAALAC. Cette étude a utilisé des souris NOD scid gamma (NSG) âgées de 6 à 12 semaines avec des tumeurs orthotopiques de xénogreffe; Cependant, le protocole peut être utilisé sur n’importe quelle souche de souris. Les souris NSG ont été logées dans des conditions de barrière stérile et la chirurgie a été effectuée sous des armoires de biosécurité stériles. Lorsque du matériel humain tel que des cellules tumorales ou des cellules T est utilisé, les procédures et la manipulation doivent être effectuées dans des enceintes de biosécurité ABSL-2.
1. Préparer la souris à la chirurgie
- Anesthésier la souris dans une chambre d’induction avec de l’isoflurane (2-4%) à un débit d’oxygène de 1 L / min jusqu’à ce qu’un plan adéquat d’anesthésie soit atteint (environ 5 min).
- Peser la souris à l’aide d’une balance à 0,1 g près et administrer de la buprénorphine sous-cutanée à libération lente (1 mg/kg) ou un autre analgésique.
REMARQUE: SR buprénorphine fournit une analgésie pendant 72 h. - Rasez la fourrure sur le dessus de la tête de la souris à l’aide de tondeuses électriques ou d’agents dépilatoires.
- Utilisez une spatule pour ouvrir doucement le bas du bras stéréotaxique et insérez la canule de guidage à l’aide d’une pince. Serrez la vis sur le bras pour fixer la canule de sorte qu’environ 1/2 à 2/3 de la partie en plastique blanc de la canule dépasse du bas de l’ouverture, ainsi que toute la longueur métallique de 5 mm de la canule.
- Insérez et fixez les dents supérieures de la souris dans la barre de morsure de l’appareil stéréotaxique. Tirez le cône de nez vers l’avant et serrez-le, en vous assurant que la souris inhale de l’isoflurane.
- Montez la souris sur l’appareil stéréotaxique chauffé à l’aide de poignets ou de barres d’oreille, en évitant une pression excessive.
REMARQUE: Un thermomètre rectal doit être inséré dans le plateau chauffé et le plateau chauffant doit s’ajuster pour maintenir une température corporelle normale de la souris pendant la procédure. - Appliquez une pommade ophtalmique stérile sur les deux yeux à l’aide d’un applicateur à embout de coton.
- Essuyez le site chirurgical avec de la povidone iodée sur un tampon ou un applicateur, suivi d’un tampon d’alcool. Effectuez cette étape trois fois au total.
- Avant de commencer la procédure, effectuez un pincement d’orteil avec une pince pour évaluer la sédation adéquate.
2. Intervention chirurgicale
NOTE: Tous les aspects de l’intervention chirurgicale utilisent des instruments stérilisés et des techniques aseptiques. Les souris continuent sous anesthésie avec de l’isoflurane (2-4%) pendant toute la durée de la procédure, environ 10-20 min.
- Ramassez doucement le cuir chevelu entre les oreilles avec une pince. À l’aide de ciseaux stériles, coupez le cuir chevelu soulevé parallèlement au crâne et retirez un lambeau ovale de peau (0,75 à 1 cm de longueur) pour exposer le crâne.
REMARQUE: Les ciseaux sont préférés à un scalpel pour fournir une ouverture propre et ovale et pour éviter des dommages inutiles à la peau et aux tissus environnants. - Repoussez le fascia à l’aide d’un scalpel ou de coton-tiges et d’une pastille de coton hémostatique pour aider à ralentir les saignements excessifs au besoin.
REMARQUE: L’utilisation du côté en bois d’une pointe de coton stérile peut également repousser le fascia et aider à éviter les saignements excessifs. - Identifiez les repères bregma et lambda, les marques antérieures et postérieures respectives sur le crâne où les plaques crâniennes se rencontrent13.
REMARQUE: L’identification peut être augmentée en essuyant le haut du crâne exposé avec du peroxyde d’hydrogène. - Marquez doucement le crâne à l’aide d’un scalpel pour créer une surface à laquelle l’acrylique peut s’attacher. La notation doit inclure plusieurs lignes linéaires d’environ 0,5 à 1 cm de longueur à des angles de 90° les unes par rapport aux autres.
- À l’aide du bras stéréotaxique, localisez la canule au point de repère d’intérêt (bregma ou lambda). Une fois localisée, soulevez la pointe de la canule de 1 à 2 mm au-dessus de la surface du crâne et déplacez-vous vers les coordonnées souhaitées. Pour les injections intratumorales, cela utilise les mêmes coordonnées A / P et M / L que le placement de la tumeur.
- Sur le crâne exposé, loin de la zone où la canule entrera, faites deux trous de vis avec une aiguille de 18 G ou une perceuse chirurgicale. Assurez-vous que les trous sont espacés pour inclure suffisamment d’espace pour la canule. À l’aide d’un foret, tournez à travers les trous de vis jusqu’à ce qu’ils s’accrochent au crâne. Insérez et fixez deux vis dans les trous à l’aide d’un tournevis à bout plat. Ensuite, tirez doucement les vis vers le haut pour vous assurer qu’elles sont bien fixées.
REMARQUE: N’insérez pas les vis jusqu’à ce qu’elles soient au ras du crâne, sinon elles pourraient endommager le cerveau de la souris en dessous. Laissez au moins un espace de 1 à 2 mm entre la vis et le crâne. - À l’aide d’une aiguille de 18 G ou d’une perceuse chirurgicale, percez le crâne aux coordonnées identifiées pour créer un trou pour la canule à insérer.
- À l’aide du bras stéréotaxique, abaissez la canule à la coordonnée D/V souhaitée.
REMARQUE: La coordonnée D / V de l’implantation de la canule doit tenir compte de la longueur de projection des canules factices et de traitement, et peut être plus superficielle que l’injection orthotopique de cellules tumorales (Figure 1). - Dans une assiette de porcelaine à 12 puits, remplissez un puits avec de la poudre de résine acrylique (environ 0,3 g) et 10 à 15 gouttes (environ 0,5 à 0,75 mL) de liquide de résine acrylique. Cela produit un matériau visqueux de couleur blanche. Aspirez le mélange dans une seringue de 1 mL et utilisez-le pour enduire et couvrir le crâne, en remplissant les espaces autour de la canule et des vis.
REMARQUE: Le matériau visqueux durcit en ciment avec le temps, de sorte que cette étape doit être terminée rapidement après le mélange. - Pendant que le ciment est encore souple, desserrez la vis du bras stéréotaxique et utilisez une spatule dans l’ouverture en bas pour libérer doucement la canule du support et rétracter lentement le bras stéréotaxique vers le haut loin de la souris.
- Une fois le ciment complètement sec, insérez la canule factice dans la canule de guidage et fixez-la hermétiquement en tournant dans le sens des aiguilles d’une montre.
- Une fois la procédure terminée, replacez la souris dans sa cage domestique chauffée pour la surveiller attentivement, en assurant une récupération adéquate et en enregistrant toutes les observations post-opératoires, y compris le fait que la souris a complètement repris conscience, avant de retourner à la colonie.
REMARQUE : Il est généralement recommandé de ne placer que la moitié de la cage sur un coussin chauffant pour permettre à l’animal de se déplacer vers le côté plus frais afin d’éviter la surchauffe. - Administrer des analgésiques supplémentaires au besoin si les souris présentent des comportements indiquant une douleur postopératoire, tels que le méloxicam 5 mg / kg administré par voie sous-cutanée une fois par jour pendant 3 jours maximum.
3. Préparation des cellules CAR-T
- Mesurer la concentration de cellules CAR T pré-transfectées à l’aide d’un compteur de cellules.
- Centrifuger des lymphocytes T pré-transfectés à 200 x g pendant 5 min à température ambiante (RT).
- Aspirer le surnageant à l’aide d’une pipette Pasteur stérile sur un système d’aspiration intra-utérine et remettre en suspension la pastille dans une solution saline tamponnée phosphatée (PBS) à la concentration désirée. Les volumes d’administration typiques sont de 2 à 5 μL. Les doses cellulaires typiques sont de 0,5 à 5 x 106 cellules.
4. Perfusions de cellules CAR-T
- Préparez la canule de traitement en alimentant le dessus à travers un petit morceau de tube PKG.
- Remplissez la seringue de traitement avec la suspension de cellules CAR T et insérez-la à travers l’autre extrémité du tube PKG, suffisamment pour couvrir le dessus de la canule de traitement.
- Anesthésier la souris avec de l’isoflurane (2-4%) à un débit d’oxygène de 1 L/min.
- Stabiliser la canule de guidage à l’aide d’une pince à la base, puis dévisser et retirer soigneusement la canule factice, en permettant l’accès à la canule de guidage.
REMARQUE: Une configuration stéréotaxique n’est pas nécessaire, mais peut être utilisée pour stabiliser la tête pour le traitement. - Infuser les cellules CAR T pendant 1 min et maintenir la canule de traitement en place pendant 1 minute supplémentaire après l’arrêt de la perfusion.
- Retirez la canule de traitement et revissez fermement la canule factice.
- Administrer du méloxicam sous-cutané (5 mg/kg) pour un contrôle facultatif de la douleur.
Representative Results
Implantation réussie d’une canule dans le SNC de la souris
Les souris dont la canulation a réussi ont une canule guide sécurisée en place, qui n’interfère pas avec les activités de la vie quotidienne (Figure 2A) et qui peut facilement passer une canule de traitement et délivrer du liquide sans résistance (Figure 2B). D’après notre expérience, la majorité des canules restent en place pendant plus de 4 semaines, bien que 0 à 25% puissent être délogées au fil du temps. La vérification du placement correct peut être confirmée avec le colorant bleu Evans injecté dans la canule. Par exemple, une canule insérée dans le ventricule latéral montre un colorant bleu Evans dans tout le système ventriculaire lorsqu’il se déplace dans le liquide céphalo-rachidien, confirmant ainsi un placement correct (Figure 2C). Les canules insérées dans la tumeur montrent un colorant bleu Evans sur le site d’implantation de la tumeur.
Livraison efficace de cellules CAR T dans le SNC pour le traitement des tumeurs xénogreffées.
L’efficacité du système de canule intracrânienne et l’efficacité thérapeutique des cellules CAR T dans des modèles murins peuvent être mesurées par divers mécanismes, y compris l’imagerie bioluminescente et la survie globale. Les cellules CAR T dirigées par GPC2 ont été testées contre le médulloblastome murin et les modèles de gliome médian diffus, 7316-4509 et 7316-3058, respectivement, en utilisant des doses répétées de cellules CAR T via le système de canule intracrânienne indiqué14. Le placement et la greffe de tumeurs orthotopiques ont été confirmés par imagerie bioluminescente, et des canules ont été placées dans le lit tumoral en utilisant les mêmes coordonnées que le placement de la tumeur orthotopique. Les traitements consistaient en des perfusions de cellules CAR-T GPC2 une à deux fois par semaine pendant 2 à 4 semaines, totalisant quatre à six doses. Après traitement, la thérapie par cellules CAR-T dirigée par GPC2 a induit une régression tumorale significative dans le modèle de médulloblastome 7316-4509 (p < 0,01) (Figure 3A) et une survie significativement prolongée dans le gliome médian diffus thalamique 7316-3058 (p < 0,05) (Figure 3B)14.
Figure 1: Canule de guidage avec mannequin de projection et canules de traitement. (A) Canule de guidage avec canule factice de projection de 0,5 mm et canule factice de projection de 2 mm en place. B) Canule de guidage avec canules de traitement à projection de 0,5 mm et de 2 mm en place. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Système d’administration de canules de traitement pour doses répétées de cellules CAR T. (A) Canule implantée dans un crâne de souris avec un capuchon en place lorsqu’elle n’est pas utilisée. (B) Perfusion de cellules CAR T dans une tumeur pontine via la canule de traitement pendant que la souris est sous anesthésie. (C) Vérification de la mise en place de la canule dans le ventricule latéral à l’aide d’un colorant bleu Evans. Le colorant a été inséré à travers la canule, suivi de l’euthanasie et de l’excision cérébrale, avec du colorant présent dans tout les ventricules. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Les cellules CAR T dirigées par GPC2 médient les réponses antitumorales et prolongent la survie in vivo dans les tumeurs cérébrales pédiatriques. (A) Quantification de la bioluminescence de la xénogreffe de médulloblastome orthotopique du groupe 4 7316-4509 traitée avec des cellules CAR T à ARNm dirigés vers GPC2 ou CD19. Les doses sont indiquées par des flèches sur le graphique. Données affichées en moyenne avec écart-type, n = 9-11 souris par bras. (B) Survie globale de souris implantées avec la xénogreffe thalamique DMG 7316-3058 traitées avec six doses répétées de 2 x 106 cellules CAR T. Les doses sont indiquées par des flèches sur le graphique. n = 7 souris par bras. **p < 0,01; *p < 0,05; ns = non significatif. Cette figure a été reproduite avec la permission de Foster et coll.14. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Discussion
La thérapie cellulaire CAR-T a révolutionné le traitement des cancers hématologiques et montre une valeur prometteuse dans le traitement des tumeurs cérébrales solides 6,7,8. Ce protocole a été conçu pour permettre l’évaluation préclinique de l’administration locorégionale de cellules CAR-T pour le traitement des tumeurs pédiatriques du SNC. Le système de canule réplique un réservoir Ommaya ou Rickham, un système de cathéter intraventriculaire actuellement utilisé dans les essais cliniques en cours de thérapie cellulaire CAR-T dans les tumeurs pédiatriques du SNC 6,7,8, soulignant la pertinence et le potentiel translationnel de ces méthodes. Ce système permet l’administration répétée de cellules CAR T qui contournent la barrière hémato-encéphalique, encore une fois similaire aux méthodes utilisées dans les essais cliniques en cours. L’administration locorégionale peut fournir une efficacité maximale dans le SNC9 et peut également réduire le risque de toxicités systémiques associées au trafic de la circulation15. Bien que l’administration stéréotaxique puisse fournir une dose unique dans le SNC, l’avantage de ce système est la possibilité de fournir plusieurs doses répétées dans un endroit spécifié du SNC sans avoir besoin de plusieurs chirurgies. Les limites de cette procédure comprennent un site de livraison fixe sans possibilité de changer d’emplacement ou d’apporter des ajustements une fois la canule en place, et le risque de déplacement de la canule.
Une étape critique de ce protocole est l’implantation de la canule guide fixe à une coordonnée D/V qui prend en considération la projection des canules de traitement. La canule de traitement dépassera l’extrémité de la canule guide, et il faut donc veiller à ce que la mise en place entraîne la livraison de cellules CAR T dans la région d’intérêt. Les longueurs de projection de la canule de traitement peuvent être personnalisées et, selon l’expérience de l’auteur, 0,5 mm est une longueur de projection utile. Cette longueur garantit que le thérapeutique ne reste pas dans la canule guide lors de la distribution, mais ne nécessite pas non plus d’ajustement significatif des coordonnées D/V de la canule guide à la région d’intérêt. Une autre étape importante de ce protocole est le temps pendant lequel la canule de traitement est laissée en place après la perfusion de cellules CAR-T. La canule de traitement doit être maintenue en place pendant au moins 1 minute après la fin de la perfusion, afin d’éviter les fuites et la perte d’administration locorégionale de la thérapie cellulaire CAR-T.
Le dépannage de cette méthode est simple, la plupart des complications impliquant la difficulté à retirer la canule factice ou à insérer la canule de traitement dans la canule guide fixe, probablement en raison du sang séché à l’intérieur de la canule guide. Cela peut être facilement résolu en faisant passer doucement la canule factice à travers la canule guide jusqu’à ce qu’il y ait moins de résistance et que les débris aient été nettoyés. La résine acrylique peut parfois se déloger du crâne, entraînant la perte du système de canule. D’après notre expérience, cela est généralement limité par la notation du crâne avec un scalpel et le placement de deux vis. En outre, tous les objets de la cage qui peuvent accidentellement appliquer une force sur la canule pendant que la souris se déplace sont retirés, tels que les huttes d’enrichissement de souris particulières avec de petites ouvertures.
En conclusion, décrit ici est un protocole pour l’insertion d’un système de canule dans des modèles murins de tumeurs du SNC pour l’administration répétée de cellules CAR T. Le placement des canules peut être ajusté à plusieurs sites d’accouchement locorégionaux, testant ainsi l’efficacité de différents sites d’accouchement. En outre, ce système peut être utilisé pour des thérapies supplémentaires au-delà des cellules CAR-T pour évaluer l’efficacité lors du contournement de la barrière hémato-encéphalique, et peut également être utile pour l’évaluation de thérapies dans des modèles murins de troubles non oncologiques.
Disclosures
JBF détient un brevet lié aux immunothérapies dirigées contre le glypican 2 (GPC2). Tous les autres auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Le financement de ce travail a été fourni par la Fondation Matthew Larson, la Fondation Grayson Saves, le Prix du jeune chercheur Hyundai Hope on Wheels, la Fondation Kortney Rose, le NCI K12 CA076931-19 et 1K08CA263179-01 des National Institutes of Health et le Département de la Défense W81XWH-21-1-0221.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18 G needles | BD | 511097 | 1 1/2 inch metal hub |
| Acrylic resin liquid | Lang Dental | B1323 | |
| Acrylic resin powder | Lang Dental | B1323 | |
| Alcohol wipes | BD | 326895 | |
| Centrifuge 5240 | Eppendorf | 5420000040 | Centrifuge |
| Cotton tipped swabs | Puritan | 826-WC | Handle Width = 2.11 mm (0.083), Head Width = 1.27 mm (0.050), Handle Length = 147.62 mm (5.812), Overall Length = 152.4 mm (6), Head Length = 12.7 mm (0.500) |
| Drill bit holder | P1 Technologies | DH-1 | Drill bit holder for D56-D70 |
| Drill bit | P1 Technologies | D58 | 1.07 mm |
| Dummy cannula | P1 Technologies | C315DCS-5/SPC | Configuration: Small cap; Length: Cut 5.00 mm below pedestal; Projection: 0.50 mm |
| Flat tip screwdriver | P1 Technologies | SD-80 | Screwdriver |
| Graefe forceps | Fine Science Tools | 11051-10 | Forceps |
| Guide cannula | P1 Technologies | C315GS-5/SPC | Configuration: 5.00 mm pedestal height; Length: Cut 5.00 mm below pedestal |
| Hemostatic cotton pellets with racemic epinephrine | Pascal | 1151602 | |
| MOXI Z Mini automated cell counter Kit | Moxi | MXZ001 | Cell counter |
| NOD scid gamma (NSG) mice | Jackson Laboratory | 5557 | 6 to 12-week-old males and females |
| Pasteur pipet | VWR | 14673-043 | |
| PKG tubing | P1 Technologies | C313CT | Diameter: 0.58 mm x 1.27 mm |
| Porcelain 12 well plate | Flinn Scientific | AP6064 | |
| Povidone iodine | Medline | MDS093943 | |
| Scalpel | World Precision Instrument | 50-822-457 | Disposable Scalpel, no.10, sterile, 10/box, Plastic Handle with 6" Ruler |
| Screws | P1 Technologies | 0-80 X 3/32 | 2.4 mm |
| Stereotaxic Frame | David Kopf Instruments | 940 | Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console |
| Student fine scissors | Fine Science Tools | 91460-12 | Scissors |
| Treatment cannula | P1 Technologies | C315IS-5/SPC | 33GA; Configuration: Standard internal; Length: Cut 5.00 mm below pedestal; Projection: 0.50 mm |
| Treatment syringes | Hamilton | 87908 | 5 µL, Model 75 Cemented Needle Special (SN) Syringe, 75SN/22/0.5"/PT3 |
| Vactrap XL | Foxx Life Sciences | 305-4401-FLS | Vacuum System |
References
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