Havayolu Direnci Ölçümleri ve Fare Bronkoalveolar Lavaj Sıvısı Örnekleme için, geri dönüşümlü, Non-invaziv Yöntemi

Bu işleme başlamadan önce, cimri intraperitoneal enjekte edilen tomat ile anestezi altına alınır. Hayvanlar daha sonra bir masaya yerleştirilir ve 20 gauge kateter oral olarak trakeaya yerleştirilir. Entübe fareler mekanik bir ventilatöre yerleştirilir ve kuyruk damarında intravenöz bir hat başlatılır.

Fareler daha sonra iki basınç dönüştürücüsüne bağlı bir kemirgen SIGGRAPH içine alınır. Elektronikler, asetilkolin mücadelesi sırasında solunum sistemi direncinin sürekli olarak ölçülmesini sağlar. Ventilatör ve intravenöz hattın bağlantısı kesildikten sonra, trakeal kateter sol akciğere ilerletilir, bu da salin enjekte edilerek lavaj yapılır ve kateterden çekilir.

Merhaba, ben Baylor Tıp Fakültesi Tıp Bölümü'nden Simone Phar. Bugün size farelerin oral entübasyonunu göstereceğiz, böylece hava yolu mekaniği ve bronş velar laj sıvısı tekrar tekrar toplanabilir. Bu prosedürü, deneysel bir astım modeli olan deneysel alerjik hastalıkları incelemek için kullanıyoruz ve bu prosedür diğer uygulamalara da uyarlanabilir.

Öyleyse başlayalım. Bu işleme başlamak için, fare, kilogram başına 48 miligramlık bir intraperitoneal enjeksiyonla derinlemesine anestezi altına alınır. Fare daha sonra sakin kalması için yumuşak ışıklı bir kutuya yerleştirilir.

Bu amaçla, bir bez örtü ile kaplı temiz bir fare kafesi kullanılabilir: Beş ila 10 dakika sonra, hayvanın tamamen uyuşturulduğu bir ayak parmağı tutamıyla onaylanır ve ardından yaslanmış pozisyona getirilir. Ventral tarafı yukarı bakacak şekilde küçük bir masa üzerinde 45 derecelik bir açıyla ayarlanmıştır. Nesneyi yerine sabitlemek için, üst diş sırasının arkasındaki masayı çevreleyen bir lastik bant ENC yerleştirin.

Fareyi sağ elinizle sıcak tutmak için bir ısı lambası kullanılmalıdır. Dili ağızdan tutmak, uzatmak ve kaldırmak için cımbız kullanın. Ardından sol elinizde tuttuğunuz metal bir dil bastırıcıyı nazikçe yerleştirin.

Bu, engelsiz bir hava yoluna ve entübasyon için ses tellerinin görselleştirilmesine izin verecektir. Daha sonra, anjiyo kateter aracılığıyla bir ışık kaynağına bağlı 0,8 milimetre çapında bir fiber optik iplik yerleştirin ve ucun 10 milimetre ötesine uzatın. Depresörü sol elinizle incelerken, fiber optik ipliğin ışıklı ucunu ses telleri görüntülenene kadar ağız boşluğu ve farenks boyunca yönlendirmek için sağ elinizi kullanın.

Daha sonra doğrudan görselleştirme ve zamanlama altında, teller maksimum açıkken, ipliği hareketli ses tellerinden geçirin ve trakeaya geçirin. Şimdi anjiyo kateteri fiber optik iplik üzerinden kateter ucu trakeanın orta kısmına gelene kadar trakeaya geçirin. 17 ila 22 gramlık bir fare için bu, ağzın dışında kalan 10 milimetrelik bir kateter segmentine karşılık gelir.

Başarılı entübasyonu onaylamak için fiber optik ipliği çıkarın. Konektörün başparmakla tıkanmasının hemen ardından sona eren düzenli derin nefesleri gözlemleyin. Pletismograf masasını çalışma tezgahına paralel olana kadar indirin ve nesneyi hava vantilatörü portuna bakacak şekilde 180 derece çevirin.

Vantilatöre bağlanmadan önce hayvanı yan çevirin. Hava geçirmez bir bağlantı sağlayın ve ventilatörü etkinleştirin. Başarılı bir entübasyon, raso abdominal gezinin daha sonra ventilatörle uyumlu olduğu görüldüğünde daha da doğrulanır.

İğneyi intravenöz çizgiye hazırlamak için, şırınga konektöründen 10 milimetre 27 gauge bir iğneyi çıkarın ve eğim açıya bakacak şekilde orta noktada 90 derece bükün. Eğimsiz ucu, IV enjeksiyon portuna giden PE 10 borusuna bağlayın. Potansiyel olarak ölümcül hava embolizasyonunu önlemek için.

Boruyu ve iğneyi bir mililitrelik şırınga ile 37 santigrat derece% 0.9 sodyum klorür ile temizleyin. Enjeksiyon portu, 15 mililitrelik bir santrifüj tüpünün kapağına açılan bir delikten itilen 27 gauge bir iğneden oluşur. Kapak, iğnenin ucu sürekli olarak suya batırılacak şekilde tuzlu su ile doldurulur, böylece havanın iğneye sürüklenme ve intravenöz olarak enjekte edilme olasılığı azalır.

İğneyi kuyruğun kodal ucunda hizalayın. Yan damara paralel ve üzerinde. İğneyi yönlendirirken derinin hafifçe altından geçirin.

Damarlar boyunca kraniyal uzunluk ve deri altından viraja itiyor. Başarılı IV yerleştirmesini onaylamak için şırınga pistonunu hafifçe çekin. IV tüpüne kan geri akışını görmelisiniz.

Ayrıca, kuyruk damarına 50 ila 100 mikrolitre salin enjeksiyonu üzerine IV hattından engelsiz bir akış olmalıdır. Isı lambasını kurulumdan çıkardıktan sonra, nesneyi plazmografın içine yerleştirin ve dört kelepçe uygulamasıyla hava geçirmez şekilde sabitleyin. Isı lambasının çıkarılması, plazmograf odasındaki havanın ısıtılmasını önlemek için önemlidir ve solunum sistemi direnci veya RRS solunum sistemi direnci veya RRS'nin sonraki ölçümlerini potansiyel olarak değiştirmek, bölümün sürekli nicelleştirilmesi ile belirlenir.

Eşit akciğer hacmi noktalarında hava akımı üzerindeki hava yolu basıncında değişiklik veya V üzerinde delta P. Delta P, trakeal anjiyo kateter V'ye bağlı bir basınç dönüştürücü kullanılarak belirlenir. Plazma greft hacminin zaman içindeki farkı preamp modülü tarafından hesaplanır. Stabil bir taban çizgisi oluşturduktan sonra, RRS, iv yoluyla bir saniye boyunca art arda beş dozda artan asetilkolin klorür veya bir CH enjekte eder.

Sonraki her doz, hava yolu direncinde% 200'lük bir artış elde edilene kadar RRS'nin taban çizgisine dönmesi üzerine uygulanır. IV'ü kuyruk damarından çıkarın ve fareyi ventilatörden ayırın. Trakeal kanülü yerinde tutarak patentli bir hava yolunu koruyarak, farenin spontan nefes almaya devam ettiğinden emin olun.

Aksi takdirde, göğüs kafesine hafifçe masaj yaparak solunum teşvik edilebilir. Fare spontan nefes almaya devam ettiğinde, trakeal kanül ile yerinde% 100 oksijenle temizlenmiş ve ısı lambası ile 37 santigrat derecede tutulan bir odaya aktarın. Asetilkolinin neden olduğu hipersalivasyonun neden olduğu boğulmaya bağlı ölümü önlemek için trakeal kanül hayvan uyanana kadar yerinde kalmalıdır.

Bronkoalveoler lavaj veya BAL sıvısı, yalnızca fare öğürme refleksini yeterince geri kazandığında toplanabilir, bu da kurtarma odasında değiştirilme sırasında yaklaşık 20 dakika meydana gelmesi gerekir. Öğürme refleksini değerlendirmek için, anjiyo kateteri yavaşça içe ve dışa doğru kaydırın, belirgin öksürük veya boğuşma, öğürme refleksinin BAL sıvısını toplamak için geri döndüğünü gösterir. Akciğerin sol lobuna yönlendirilmiş, yaklaşık 30 derecelik sürekli bir bükülmeye sahip metalik bir entübasyon kılavuz teli anjiyo katetere yerleştirilir.

G telini ve anjiyo kateteri birlikte akciğerin sol lobuna ilerletin, böylece kateter göbeği hariç tutulduğunda ön dişlerin sadece bir milimetre ötesine uzanır. G telinin ucunun anjiyo kateterin açık ucundan geçmediğinden emin olun. Anjiyo kateteri yerinde tutarken trakeal yırtılmayı veya yırtılmayı önlemek için, şırınga pistonunu çekerken hemen ardından 300 mikrolitre steril PBS pH 7.4'ü bir mililitrelik şırınga ile sol akciğere akıtın.

Negatif basınç oluşturmak için, akciğere yoğun bir şekilde masaj yaparken anjiyo kateteri yavaşça çıkarın. 100 ila 200 mikrolitrelik bir BAL dönüşü bekleniyor. Lavaj faresini hemen 37 santigrat derece,% 100 oksijen odasına geri koyun.

Hayvanı tamamen iyileşene kadar yaklaşık 20 dakika sol tarafına yerleştirin ve ardından tekrar kafesine yerleştirin. Burada, hava yolu direnci ölçümlerinin temsili sonuçlarını, dördüncü dozda beş alerjen zorluğundan sonra geliştirilen naif değerlere kıyasla herhangi bir asetilkolin dozunda önemli ölçüde daha yüksek olan RRS değerleri olarak tanımlanan hava yolu hiperreaktivitesini sunuyoruz. Bununla birlikte, altıncı zorluktan sonra çok daha fazla hava yolu hiperreaktivitesi görüldü ve yanıtta daha fazla artış olmadı.

Yedinci zorlukta, RRS değerleri başlangıç değerlerinden üç katına çıktıktan sonra bir CH dozu durduruldu, aksi takdirde dozda daha fazla artış oldu, aksi takdirde ölümcül bronkospazm ile sonuçlandı. Hava yolu hiperreaktivitesi geliştirmemek için intranazal olarak araç ile tekrar tekrar zorlanan fareler ve verilen bir CH'nin tüm dozlarında RRS ölçümleri, bu temsili gerçek zamanlı RRS izlemelerinde gösterildiği gibi, saf ve altı x alerjenle mücadele edilen fareden elde edilen başlangıç değerlerinden önemli ölçüde değişmez Sağlam A HR'nin ortaya çıkmasından önce ardışık IV dozları alan bir CH. Alerjen tarafından indüklenen hava yolunun baskın hücre bandı, bir HR eğilimine benzer nötrofil idi. Bununla birlikte, eozinofili, tekrarlanan alerjen tehdidi ile kademeli olarak güçlendi ve eozinofil, BAL sıvısında sayısal olarak baskın hücre tipi haline geldi. Altıncı zorluktan sonra, nötrofil sayılarında belirgin bir düşüşle aynı zamana denk geldi.

Kontrolde PBS farelere meydan okudu. Hava yolu direnci ölçümleri de zaman içinde önemli ölçüde değişmedi. Bu farelerde, sadece tekrarlanan BAL sıvı örneklemesi alan farelerde gözlenen değişikliklere benzer şekilde, nötrofilde artmış makrofaj, ancak BAL sıvısına eozinofil alımında

Bu yüzden size fareleri oral olarak nasıl geri dönüşümlü olarak entübe edeceğinizi ve hava yolu fizyolojisi verilerini ve bronkoalveoler büyük sıvıyı toplamak için intravenöz hatta nasıl erişeceğinizi gösterdik. Bu teknikleri canlı hayvanlar üzerinde uygulamadan önce, her tekniği ayrı ayrı uygulamak ve mükemmelleştirmek çok önemlidir. Cric hayvanlarda.

Sıkı ve nazik bir kullanım esastır ve her zaman katı aseptik teknik uygulanmalıdır. İşte bu kadar. İzlediğiniz için teşekkürler ve deneylerinizde iyi şanslar.