JoVE Science Education
Analytical Chemistry
This content is Free Access.
JoVE Science Education Analytical Chemistry
High-Performance Liquid Chromatography (HPLC)
  • 00:00Overview
  • 01:22Principles of HPLC
  • 05:05Preparation of the Mobile Phase
  • 06:08Preparation of Component and Standard Solutions
  • 07:25HPLC Setup
  • 09:25Diet Soda Samples
  • 10:16Results
  • 11:27Applications
  • 12:44Summary

כרומטוגרפיה נוזלית בעלת ביצועים גבוהים (HPLC)

English

Share

Overview

מקור: ד”ר פול באוור – אוניברסיטת פרדו

כרומטוגרפיה נוזלית בעלת ביצועים גבוהים (HPLC) היא שיטה אנליטית חשובה המשמשת בדרך כלל להפרדת וכימות רכיבים של דגימות נוזליות. בטכניקה זו, פתרון (שלב ראשון) נשאב דרך עמודה המכילה אריזה של חלקיקים נקבוביים קטנים עם שלב שני קשור לפני השטח. המסיסות השונות של רכיבי המדגם בשני השלבים גורמות לרכיבים לנוע דרך העמודה במהירויות ממוצעות שונות, ובכך יוצרות הפרדה בין רכיבים אלה. הפתרון השאוב נקרא השלב הנייד, בעוד השלב בעמודה נקרא השלב הנייח.

ישנם מספר מצבים של כרומטוגרפיה נוזלית, בהתאם לסוג של שלב נייח ו / או נייד מועסק. ניסוי זה משתמש בכרומטוגרפיה הפוכה, שבה השלב הנייח אינו קוטבי, והשלב הנייד הוא קוטבי. השלב הנייח שיש להשתמש בו הוא קבוצות פחמימנים C18 המלוכדות לחלקיקי סיליקה של 3 מיקרומטר, בעוד שהשלב הנייד הוא חיץ מימי עם מחליף אורגני קוטבי (acetonitrile) שנוסף כדי לשנות את כוחו המתחמק. בצורה זו, סיליקה יכול לשמש עבור דגימות כי הם מסיסים במים, מתן מגוון רחב של יישומים. בניסוי זה, תערובות של שלושה מרכיבים הנמצאים לעתים קרובות משקאות קלים דיאטה (כלומר קפאין, בנזואט, אספרטיים) מופרדים. שבעה פתרונות מוכנים המכילים כמויות ידועות של שלושת המינים משמשים, ולאחר מכן הכרומטוגרמה שלהם מתועדת.

Principles

במהלך ניסוי HPLC, משאבה בלחץ גבוה לוקחת את השלב הנייד ממאגר דרך מזרק. לאחר מכן הוא עובר דרך עמודה C18-ארוזה בשלב הפוך להפרדת רכיבים. לבסוף, השלב הנייד עובר לתא גלאי, שבו הספיגה נמדדת ב 220 ננומטר, ומסתיים בבקבוק פסולת. משך הזמן שלוקח לרכיב לנסוע מיציאת המזרק לגלאי נקרא זמן השמירה.

כרומטוגרפיה נוזלית משמשת בניסוי זה, שבו ההפרדה מתבצעת בעמודה בשלב הפוך. מידות העמודות הן 3 מ”מ (i.d.) x 100 מ”מ, ואת אריזת סיליקה (גודל חלקיק 3 מיקרומטר) הוא פונקציונלי עם C18 octadecylsilane (ODS). Rheodyne 6-6-יציאות שסתום הזרקה סיבובית משמש בתחילה לאחסן את המדגם בלולאה קטנה ומציג את המדגם לשלב הנייד על סיבוב של השסתום.

הזיהוי הוא על ידי ספקטרוסקופיית ספיגה אורך גל של 220 ננומטר. ניסוי זה יכול להיות מופעל ב 254 ננומטר, אם גלאי אינו משתנה. לנתונים מהגלאי יש יציאת מתח אנלוגית, הנמדדת באמצעות מולטימטר דיגיטלי (DMM), ונקראת על ידי מחשב טעון בתוכנית לרכישת נתונים. הכרומטוגרמה המתקבלת יש שיא עבור כל רכיב במדגם. לניסוי זה, כל שלושת הרכיבים חומטים תוך 5 דקות.

ניסוי זה משתמש בשלב נייד אחד ומשאבה, אשר נקרא שלב נייד איזוקרטי. עבור דוגמאות שקשה להפריד, ניתן להשתמש בשלב נייד הדרגתי. זאת כאשר השלב הנייד הראשוני הוא בעיקר מימי, ועם הזמן, שלב נייד אורגני שני מתווסף בהדרגה לשלב הנייד הכולל. שיטה זו מעלה את הקוטביות של שלב זה לאורך זמן, אשר מוריד את זמני השמירה של הרכיבים ועובד באופן דומה שיפוע טמפרטורה על כרומטוגרפיה גז. ישנם כמה מקרים שבהם העמודה מחוממת (בדרך כלל עד 40 °C (40 °F), אשר לוקח משם כל שגיאות זמן שמירה הקשורים לשינוי של טמפרטורת הסביבה.

ב- HPLC בשלב הפוך, אריזת השלב הנייח של העמודה היא בדרך כלל אריזת C4, C8 או C18. עמודות C4 מיועדות בעיקר לחלבונים בעלי משקלים מולקולריים גדולים, ואילו עמודות C18 מיועדות לפפטידים ודגימות בסיסיות עם משקלים מולקולריים נמוכים יותר.

זיהוי על ידי ספקטרוסקופיית ספיגה הוא באופן גורף שיטת הזיהוי של בחירה, כמו ספקטרום הקליטה של הרכיבים זמינים כולם. מערכות מסוימות משתמשות במדידות אלקטרוכימיות, כגון מוליכות או אמפרומטריה, כשיטת הזיהוי שלהן.

עבור ניסוי זה, השלב הנייד הוא בעיקר 20% acetonitrile ו 80% מים מטוהרים (DI). כמות קטנה של חומצה אצטית מתווספת כדי להוריד את ה- pH של השלב הנייד, אשר שומר על סילנול בשלב האריזה הניחת במצב לא מזוהה. זה מפחית את שיא הספיגה מן הזנב, נותן פסגות צרות יותר. לאחר מכן, ה- pH מותאם עם 40% נתרן הידרוקסיד כדי להעלות את ה- pH ולעזור להפחית את זמני השמירה של הרכיבים.

כל קבוצה משתמשת בקבוצה של 7 הבקבוקונים המכילים ריכוזים שונים של הפתרונות הסטנדרטיים (טבלה 1). 3 הראשונים משמשים לזיהוי כל שיא, ו- 4 האחרונים מיועדים ליצירת תרשים כיול עבור כל רכיב. תקנים 1-3 משמשים גם עבור תרשים הכיול.

מספר קפאין (מ”ל) בנזואט (מ”ל) אספרטיים (מ”ל)
1 4 0 0
2 0 4 0
3 0 0 4
4 1 1 1
5 2 2 2
6 3 3 3
7 5 5 5

טבלה 1. נפחים של תקני מלאי המשמשים להכנת 7 תקני העבודה שסופקו (הנפח הכולל של כל תקן הוא 50 מ”ל).

Procedure

1. להפוך את השלב הנייד הכן את השלב הנייד על ידי הוספת 400 מ”ל של acetonitrile כ 1.5 ליטר של מים DI מטוהרים. בזהירות להוסיף 2.4 מ”ל של חומצה אצטית קרחונית לפתרון זה. לדלל את הפתרון לנפח כולל של 2.0 L בבקבוק נפחי עם מי DI מטוהרים. הפתרון המתקבל צריך להיות pH בין 2.8 ל 3.2. התאם את רמת ה-pH ל-4.2 על-ידי הוספת 40% נתרן הידרוקסיד, מבחינת ירידה עם שימוש במד pH דיגיטלי מכויל. הוסף לאט מאוד ברגע pH מגיע 4.0. זה צריך לקחת סביב 50 טיפות כדי להשיג. לסנן את השלב הנייד באמצעות מסנן ממברנה ניילון 66 0.47-μm תחת ואקום כדי degas הפתרון כדי להסיר מוצקים שיכולים לחבר את העמוד הכרומטוגרפי. חשוב degas השלב הנייד כדי למנוע בועה, אשר יכול גם לגרום חלל בשלב הנייח בכניסת העמודה או לעבוד את דרכו לתוך תא הגלאי, גרימת חוסר יציבות עם ספיגת UV. 2. יצירת פתרונות הרכיבים שלושת המרכיבים שצריכים להיעשות הם קפאין (0.8 מ”ג/מ”ל), אשלגן בנזואט (1.4 מ”ג/מ”ל) ואפרטם (L-אספרטיל-L-פנילאלנין מתיל אסתר) (6.0 מ”ג/מ”ל). ריכוזים אלה, פעם מדולל באותה צורה, לשים את הסטנדרטים ברמות שנמצאו דגימות סודה. הוסיפו 0.40 גרם קפאין לבקבוק נפחי של 500 מ”ל, ואז לדלל לסימן 500 מ”ל עם מי DI. הוסיפו 0.70 גרם בנזואט לבקבוק נפחי של 500 מ”ל, ואז לדלל לסימן 500 מ”ל עם מי DI. הוסף 0.60 גרם אספרטיים לבקבוק נפחי של 100 מ”ל, ולאחר מכן לדלל לסימן 100 מ”ל עם מי DI. מניחים את הפתרון הזה במקרר כדי למנוע פירוק במהלך האחסון. 3. יצירת 7 פתרונות סטנדרטיים שלושת הרכיבים כולם יש מקדמי הפצה שונים, אשר משפיע על האופן שבו כל אינטראקציה עם שני השלבים. ככל שמקדם ההפצה גדול יותר, כך הרכיב מבלה יותר זמן בשלב הנייח, וכתוצאה מכך זמני שמירה ארוכים יותר בהגעה לגלאי. לאחר התרשים בטבלה 1, הזרם את הכמות המתאימה של כל רכיב לבקבוק נפחי של 50 מ”ל. לדלל כל אחד מפתרונות המניה לסימן 50 מ”ל על הבקבוקונים הנפחיים עם שלב נייד. יוצקים כל פתרון סטנדרטי לבקבוקונים קטנים המסומנים בארון דוגמה. אחסן את מדפי הדגימות במקרר, יחד עם הפתרונות הנותרים בבקבוקונים נפחיים של 50 מ”ל. 4. בדיקת ההגדרות הראשוניות של מערכת HPLC ודא כי קו הפסולת נמצא במיכל פסולת ואינו מיחזור בחזרה לשלב הנייד. ודא שקצב הזרימה של השלב הנייד מוגדר ל- 0.5 מ”ל/דקה. זה גבוה מספיק כדי לאפשר לכל הפסגות לחמוק תוך 5 דקות ואיטי מספיק כדי לאפשר רזולוציה נחמדה. ודא כי הלחץ המינימלי והמקסימלי וקצב הזרימה מוגדרים לערכים הנכונים בלוח הקדמי של מערכת המסירה הממסית (המשאבה). הגדרת לחץ מינימלית: 250 פסאיי (זה כדי לכבות את המשאבה, אם מתרחשת דליפה). הגדרת לחץ מקסימלית: 4,000 פסאיי (זאת כדי להגן על המשאבה מפני שבירה, אם נוצר סתימה). לחץ על “אפס” בלוח הקדמי של הגלאי כדי להגדיר את הריק (הריק הוא השלב הנייד הטהור). לשטוף מזרק 100-μL עם מים deionized, ולאחר מכן עם כמה כרכים של אחד תקני העבודה שיש לנתח, ולמלא את המזרק עם פתרון זה. התחל עם 3 דגימות של רכיב יחיד, המאפשר לזהות את השיא של כל רכיב עניין. 5. הזרקה ידנית של המדגם ואיסוף הנתונים עם ידית מזרק במצב עומס, לאט להזריק 100 μL של פתרון דרך יציאת המחיצה. ודא שתוכנית איסוף הנתונים מוגדרת לאיסוף נתונים עבור 300 s, מה שמאפשר מספיק זמן לכל 3 הפסגות לחמוק דרך הגלאי. כאשר אתה מוכן להתחיל את הניסוי, לסובב את ידית המזרק למיקום ההזרקה (אשר מזריק את המדגם לתוך השלב הנייד) ולחץ על “התחל ניסיון” על תוכנית איסוף נתוני המחשב מיד. בתקנים 1-3, רק אחת משלוש הפסגות הרצופות מופיעה על המסך במהלך הריצה(איור 1). לאחר ש- 300 s חלפו, איסוף הנתונים שולח בקשה לשמירת קובץ הנתונים. שמור את הנתונים תחת שם קובץ מתאים(למשל,STD #1). שים לב לזמן בשניות עבור השיא של כל גירסת ניסיון, המשמשת לזיהוי רכיב זה. הסר את המזרק מן המחיצה ולחזור על התהליך עבור כל אחד תקני העבודה הנותרים, באמצעות באותו זמן לכל כרומטוגרמה כפי שנקבע מההפעלה הראשונה. איור 1. הכרומטוגרמה של 3 הרכיבים. משמאל לימין, הם קפאין, אספרטיים, ובנזואט. 6. הדגימות של דיאט סודה דיאט קולה, דיאט פפסי וקולה זירו הם ה”לא ידועים”. הם הושארו בחוץ במיכלים פתוחים בן לילה כדי להיפטר מהפחמימה, שכן בועות אינן טובות למערכת HPLC. זה מספיק נפטר מכל גזים בדגימות. צייר סביב 2 מ”ל של סודה דיאטה לתוך מזרק פלסטיק. חבר את קצה המסנן למזרק דרך Luer-Lok על ידי סיבובו במקום. דוחפים את הנוזל במזרק דרך המסנן לתוך בקבוקון זכוכית קטן. זה נפטר מחלקיקים לא רצויים שעלולים לסתום את עמודת ההפרדה. לדלל כל מדגם עם כמות שווה של מים DI, כך שהם ב 50% טוהר. הזרק 100 μL של המדגם לתוך לולאת המדגם, ולהפעיל ניסויים עם אותם פרמטרים כמו עבור הסטנדרטים. 7. חישובים מהריכוזים של פתרונות הרכיבים, לחשב את הריכוז של כל הרכיבים בתקנים, בהתבסס על דילול שנעשו עבור 7 דגימות. קבע אזורי שיא בכרומטוגרמה עבור כל תקן ואת הדגימות הלא ידועות בשיטה המשולשת, השווה לגובה שיא כפול הרוחב בגובה 1/2 (איור 2). לאחר קביעת הפסגה המתאימה לכל רכיב בהתבסס על הזמן שלוקח לכל רכיב להציג את השיא המתאים לו, הזן אזורי שיא אלה בגיליון אלקטרוני של המחשב. צור עקומות כיול של אזור שיא לעומת ריכוז (mg/L) בתקנים עבור כל שלושת הרכיבים. קבעו את הריבועים הפחות מתאימים לכל עקומת כיול. חשב את הריכוז של כל רכיב במשקאות מוגזים דיאט מאזורי השיא המוצגים בניסויי HPLC עבור הדגימות. זכור כי סודה דיאטה היה מדולל על ידי גורם של 2 לפני הזרקה לתוך מערכת HPLC. לחשב את הסכום, mg /L, של כל רכיב משקאות מוגזים דיאטה. בהתבסס על התוצאות, לחשב את המיליגרם של כל רכיב שנמצא פחית 12 אונקיות של סודה. נניח 12 אונקיות = 354.9 מ”ל. איור 2. דוגמה בסיסית לגובה ולרוחב השיא של העקומה, שיש להכפיל (גובה שיא כפול רוחב בגובה 1/2).

Results

The HPLC chromatograms are able to quantify each of the 3 components for all the samples based upon the calibration curves of the standards (Figure 3).

From this set of experiments, it was determined that a 12-oz can of these diet sodas contained the following amounts of each component:

Diet Coke: 50.5 mg caffeine; 217.6 mg aspartame; 83.6 mg benzoate.
Coke Zero: 43.1 mg caffeine; 124.9 mg aspartame; 85.3 mg benzoate.
Diet Pepsi: 34.1 mg caffeine; 184.7 mg aspartame; 79.5 mg benzoate.

Not surprisingly, all 3 had roughly the same amount of benzoate, as it is just a preservative. The Coke products had a bit more caffeine, and the Coke Zero had much less aspartame than the other two sodas, as it also includes citric acid for some flavoring.

The following numbers are the actual amounts of caffeine and aspartame in a 12-oz can of the 3 diet sodas (The caffeine content was obtained from the Coca-Cola and Pepsi websites. The aspartame content was obtained from both LiveStrong.com and DiabetesSelfManagement.com.):

Diet Coke: 46 mg caffeine; 187.5 mg aspartame
Coke Zero: 34 mg caffeine; 87.0 mg aspartame
Diet Pepsi: 35 mg caffeine; 177.0 mg aspartame

Sample Calculations (Table 2):

Concentration of caffeine in STD#1: The component solution for caffeine had 0.400 g of caffeine diluted to 500 mL = 0.500 L → 0.800 g/L = 0.800 mg/mL.

STD#1 had 1 mL of this solution diluted to 50.0 mL
0.800 mg/mL * (1.0 mL / 50.0 mL) = 0.016 mg/mL = 16.0 mg/L.

STD#2 had 2 mL of this solution diluted to 50.0 mL
0.800 mg/mL * (2.0 mL / 50.0 mL) = 0.032 mg/mL = 32.0 mg/L.

The results from the three calibration graphs (Figure 4) yielded the following equations:

Caffeine Peak Area = 0.1583*[Caffeine mg/L] – 0.574
Aspartame Peak Area = 0.02696*[Aspartame mg/L] – 0.405
Benzoate Peak Area = 0.1363*[Benzoate mg/L] – 1.192

Diet Coke: Caffeine Peak Area = 10.68 = 0.1583*[Caffeine mg/L] – 0.574

[Caffeine mg/L] = (10.68 + 0.574)/ (0.1583) = 71.1 mg/L in the injected sample.

Since the sample was diluted by a factor of 2, the Diet Coke had 141.2 mg/L caffeine.

The amount per 12-oz can = (141.2 mg/L)(0.3549 mL/12-oz can) = 50.5 mg caffeine/can.

Figure 3
Figure 3. The HPLC chromatograms of the 5 standards and the 3 samples.

Figure 4
Figure 4. The calibration curves for each of the 3 components.

Table 2
Table 2. The data tables for the HPLC trials used for generating the calibration curves.

Applications and Summary

HPLC is a widely-used technique in the separation and detection for many applications. It is ideal for non-volatile compounds, as gas chromatography (GC) requires that the samples are in their gas phase. Non-volatile compounds include sugars, vitamins, drugs, and metabolites. Also, it is non-destructive, which allows each component to be collected for further analysis (such as mass spectrometry). The mobile phases are practically unlimited, which allows changes to the polarity of pH to achieve better resolution. The use of gradient mobile phases allows for these changes during the actual trials.

There has been concern over the possible health issues that may be associated with the artificial sweetener aspartame. Current product labeling does not show the amount of these components inside of the diet beverages. This method allows for quantifying these amounts, along with the caffeine and benzoate.

Other applications include determining the amounts of pesticides in water; determining the amount of acetaminophen or ibuprofen in pain reliever tablets; determining whether there are performance-enhancing drugs present in the bloodstream of athletes; or simply determining the presence of drugs in a crime lab. While the concentrations of these samples, and often the identity of the components, can be readily determined, the one limitation is that several samples could have close to identical retention times, resulting in co-eluting.

Transcript

High-performance liquid chromatography, or HPLC, is a highly versatile technique that separates components of a liquid mixture based on their different interactions with a stationary phase.

HPLC is an adaptation of column chromatography. In column chromatography, a column is packed with micro-scale beads called the stationary phase. The stationary phase beads are functionalized with chemical groups that induce an interaction between the bead and the components of a mixture located in the liquid, or mobile phase. As the mixture flows through the column, the components interact with the stationary phase differently.

In HPLC, column chromatography is performed at a higher flow rate, and therefore higher pressure, than classical column chromatography. This enables the use of smaller stationary phase beads with a greater surface area to volume ratio, which greatly increases the interaction of the stationary phase and components in the mobile phase.

This video will introduce the basics of the operation of HPLC by demonstrating the separation of components of various diet sodas.

There are two types of HPLC used in the laboratory: analytical, and preparative. In analytical HPLC, the instrument is used to identify components of a small volume, and the analyzed sample is then discarded as waste. In preparative HPLC, the instrument is used to purify a mixture and a desired amount of each component is collected in fractions.

The HPLC instrumentation consists of a series of simple components. First, the mobile phase, held in solvent reservoirs, is pumped through the system by one or more pumps at a constant flow rate. The sample is injected into the mobile phase stream by the sample injector. The sample, diluted by the mobile phase, is then delivered to the HPLC column, where the components of the sample are separated. The components are then analyzed by the detector, and either saved in fractions for later use, or transferred to a waste bottle.

The HPLC column is the key component to the system. It is composed of a metal or plastic cylinder, packed with micro-scale beads of stationary phase, or chromatography resin. The sample mixture flows through the packed particle bed at a constant flow rate and each component interacts with the stationary phase as it flows by.

The compounds interact with the stationary phase differently, and therefore travels down the length of the column to the detector at a different rate. The time required for a component to exit the column, or elute, is called the retention time. The result is a plot of retention time vs. intensity, or a chromatogram. The retention time is used to identify the component. The peak size, specifically the area under the peak, is used to quantify the amount of the compound in the initial solution.

The choice of stationary phase depends on the properties of the components in the sample mixture. The most commonly used stationary phase is silica beads, as they are an inert nonpolar material that forms micro-scale beads, and achieves sufficient packing density. The most common type of HPLC is reversed-phase chromatography, which utilizes a hydrophobic stationary phase, typically silica beads with C18 chains bonded to the beads’ surface. The components are eluted in order of decreasing polarity.

The mobile phase used in reversed-phase chromatography is typically a mixture of water and an organic solvent, such as acetonitrile. Depending on the sample, the mobile phase can remain a constant ratio of water and organic solvent, known as isocratic mode. However, this can lead to broad peaks, in the case of high water content, or overlapping peaks—in the case of high organic content.

The mobile phase ratio can also be changed linearly or stepwise during the separation, to create a mobile phase gradient. A gradient elution can prevent peak broadening of the less polar components, thereby improving the separation and shortening the elution time.

Now that the basics of HPLC have been outlined, the HPLC technique will be demonstrated in the laboratory. In this experiment, HPLC will be used to separate and quantify three common components of diet soda.

First, to prepare the mobile phase, add 400 mL of acetonitrile to 1.5 L of purified deionized water. Then carefully add 2.4 mL of glacial acetic acid. Dilute the solution to a total volume of 2 L. The resulting solution should have a pH between 2.8 and 3.2.

Adjust the pH to 4.2 by adding 40% NaOH, drop-wise to the stirring solution, with the use of a calibrated pH meter.

Filter the mobile phase through a 0.47-μm membrane filter under vacuum to degas the solution and remove solids that could plug the column. It is important to degas the solution, as bubbles can cause voids in the stationary phase, or work their way to the detector cell and cause instability in measurements.

Prepare three component solutions of caffeine, benzoate, and aspartame, which are three typical components of diet sodas. These component solutions are then used to prepare the standard solutions that will be utilized to determine the unknowns. Prepare 500 mL of the caffeine and benzoate solutions.

Prepare 100 mL of the aspartame component solution. Store the solution in the refrigerator when not in use to avoid decomposition.

Next, prepare 7 standard solutions, each with different concentrations of caffeine, benzoate, and aspartame. Pipet the proper amount of each component into a volumetric flask, and dilute to the 50-mL mark with mobile phase.

The first 3 solutions each contain one component, to enable peak identification. The other 4 solutions contain a range of concentrations of all 3 components, in order to correlate peak height to concentration.

Pour each standard solution into a labeled vial in a sample rack. Store the sample rack with samples and the remaining solutions in the refrigerator.

First, set up the mobile phase and waste containers. Ensure that the waste lines are fed into a waste container, and are not recycling back into the mobile phase. Ensure that the inlet mobile phase line is fed into the mobile phase container.

Verify that the flow rate of the mobile phase is set to 0.5 mL/min. This flow rate will enable all components to elute within 5 min, but is slow enough to ensure resolution of individual peaks.

Next, verify the minimum and maximum pressures on the solvent delivery system. These settings shut the pump off in case of a leak or clog, respectively.

Press “zero” on the detectors front panel, to set the blank. Rinse a 100-μL syringe with deionized water, then with several volumes of 1 of the 7 working standards. Then fill the syringe with that solution. Begin with the 3 single-component samples in order to identify the peak of each component.

Next, manually inject the solution, by placing the injector handle in the load position. Slowly inject the 100 μL of solution through the septum port.

Verify that the data collection program is set to collect data for 300 s, which allows for enough time for all 3 peaks to elute through the detector. When ready to begin the trial, rotate the injector handle to the inject position, in order to inject the sample into the mobile phase. Immediately, click “Start Trial” on the data collection program. When the scan is complete, repeat the process for each of the 7 standard solutions. For each of the first 3 standards, only one of the 3 peaks appears. Note the location of the peak, which is used to identify the component.

Select 3 diet soda samples, and allow them to sit out in open containers overnight to remove the carbonation.

After overnight degassing, draw approximately 3 mL of each diet soda into a plastic syringe. Next, attach a filter tip to the syringe and push the soda through the filter into a glass vial, in order to remove any solid particulates.

Dilute 2 mL of each sample with 2 mL of the mobile phase to decrease the soda concentration by half.

Draw 100 μL of one of the soda samples into a syringe, and inject it into the sample loop. Run the trial with identical parameters to the standard solutions. Repeat for each soda sample.

First, correlate the peak areas of the standard samples to the known concentrations. To do so, determine the peak areas on the chromatographs for each standard sample using the triangular method. Calculate the peak height times with the width at half of the height, and use this value as the peak area.

Using the peak area and known concentrations create a calibration curve for each component, and determine the least-squares fit for each calibration curve.

Calculate the concentration of each component in the diet sodas from the peak areas. Remember that the sodas were all diluted by a factor of 2 prior to injection into the HPLC. Based on these results, calculate the mg of each component in a 12-oz can of soda.

Unsurprisingly, all 3 sodas tested contained roughly the same amount of the preservative benzoate. However, the Coke products contained more caffeine. The calculated values for all components correlated well to reported values by the manufacturers.

HPLC is a highly versatile instrument, which is used in a wide range of analyses.

HPLC is often used to purify peptide molecules. In this example, transmembrane peptide complexes were prepared, and then stabilized by oxidative crosslinking the proteins with disulfide bonds.

The proteins were then dissolved in formic acid, and purified using reversed phase HPLC. The sample was then eluted using a linear gradient of two solvents, and the purity confirmed with mass spectrometry.

HPLC can also be used to identify organic compounds synthesized in the lab. In the Miller-Urey experiment, the abiotic synthesis of organic compounds on primordial earth was studied. Primordial gases, such as methane and ammonia, were introduced to a flask containing water, simulating early oceans. Electrical discharge was then applied, imitating lightning on primordial earth.

The water was then analyzed using HPLC coupled with mass spectrometry, and compared to known amino acid standards. 23 amino acids were synthesized and identified in this experiment.

You’ve just watched JoVE’s introduction to HPLC. You should now understand the basics of running the instrument, and analyzing the resultant data.

Thanks for watching!

Tags

Cite This
JoVE Science Education Database. JoVE Science Education. High-Performance Liquid Chromatography (HPLC). JoVE, Cambridge, MA, (2023).