source : Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR ; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Université de Notre Dame, IN
nombreuses expérimentations animales dépendent de données finales collection moments qui sont recueillies à partir de la récolte et les essais d’organes et de tissus. L’utilisation de méthodes appropriées pour la collecte d’organes et de tissus peut influer sur la qualité des échantillons et l’analyse des données qui sont acquise pour les essais des tissus. La méthode d’euthanasie de l’animal peut également concerner la qualité des échantillons. Ce manuscrit donnera un aperçu de techniques d’autopsie appropriée pour les rats.
la méthode d’euthanasie plus couramment utilisés pour les souris et les rats est une surdose de dioxyde de carbone (CO 2). Selon l’American Veterinary Medical Association (AVMA), l’utilisation de CO 2 est acceptable avec des conditions qui réduisent au minimum l’aversion et la détresse. 1 les animaux restent dans leur cage maison, qui est placé dans une chambre. CO 2 est progressivement introduit dans la chambre à une vitesse de déplacement de 10 % à 30 % du volume chambre/min, ce qui provoque les animaux perdu conscience avant la perception de la douleur associée à activation des nocicepteurs par l’acide carbonique. Le flux est ensuite maintenu dans la chambre une fois un arrêt respiratoire a eu lieu pour s’assurer que l’animal est mort. Une surdose d’un inhalant anesthésie est également acceptable, en particulier pour les projets qui nécessitent l’utilisation du tissu pulmonaire, comme le CO 2 endommage le tissu pulmonaire. Exsanguination de l’animal peut également être nécessaire pour certaines expériences afin de réduire le volume de sang dans les tissus.
un enregistrement précis de toutes les conclusions est essentiel pendant une autopsie. Un formulaire doit être instauré qui enregistre un historique complet de l’animal, y compris l’identification des animaux, sexe, conditions de logement, date de naissance, date de décès, numéro de numéro/protocole d’étude et le nom de l’enquêteur de principe. Un examen interne brut est effectué comme les cavités du corps sont exposées pour révéler les organes internes. A noter une anomalie évidente. 2
autopsie et tissus de récolte doit être lancé immédiatement après l’euthanasie de l’animal, comme une fuite bactérienne du tractus intestinal peut confondre certains tests. Les organes internes doivent être observées à partir de la cavité abdominale et de passer à la cavité thoracique. Avant d’enlever les échantillons de tissus, il est important d’observer les organes in situ. 2 récolte organes et de tissus pour examen histologique exigent que les tissus sont bien préparés. Des échantillons de tissus pour histologie doivent être de 0,5 à 1 cm d’épaisseur pour permettre une pénétration suffisante de la solution de fixation. Fixation préserve les tissus biologiques, prévenir la carie, autolyse et putréfaction. Aussi, il s’arrête de réactions biochimiques en cours et peut-être augmenter la résistance mécanique ou la stabilité des tissus traités. L’objectif général de la fixation du tissu est de préserver les cellules et tissus des composants pour permettre la préparation des fines, coupes colorées. Sauf indication contraire, le fixateur le plus couramment utilisé est de 10 % de formol tamponné neutre. Prêt-à-utiliser 10 % formol tamponné neutre est commercialisé auprès des principaux fournisseurs. 3
figure 1. Organes abdominaux et thoraciques d’un rat femelle.
figure 2. Organes abdominaux et thoraciques d’un rat mâle.
1. examen extérieur
un brut examen externe du corps, qui comprend une inspection visuelle de l’organe de lésions et de masses, doit être exécuté dans l’étape initiale à une autopsie. Le pelage doit être examiné pour les zones de perte de cheveux. Les dents et les ongles sont évalués pour une croissance excessive ou d’usure. Convient de noter une coloration de la fourrure dans le bouche, les narines, les yeux, anal et ouvertures génitales. Tests de bande, grattage de la peau et fourrure examens devraient être effectuées pour détecter les parasites externes (voir procédure ci-dessous).
2. Examen brut intérieur de la cavité abdominale
3. Organes abdominaux
4. Cavité thoracique
poumons5. Tête
yeuxautopsie-sens de l’autopsie des organes- et récolte de tissus font partie intégrante de nombreuses expériences en laboratoire, qui s’appuient sur le temps de collecte de données finales tirés des points le analyses des organes récoltées. Par conséquent, il est important d’apprendre la nécropsie diagnostic correct et tissus technique, la récolte que la procédure peut influer significativement la qualité des échantillons recueillis. Cette présentation examinera la méthode de dissection et l’extraction des organes thoraciques, abdominales et reproduction des animaux de laboratoire.
avant de commencer la procédure, un formulaire doit être instauré qui comprend un historique complet de l’animal : sexe numéro, identification des animaux, conditions, date de naissance, date de son décès, étude du logement / Numéro de protocole et le nom de l’enquêteur principe.
Ensuite, préparer la zone de dissection. Prévoir un revêtement de banc, plateau de dissection, instruments désignés pour l’autopsie, qui comprend les ciseaux, pinces, lames de bistouri stériles, OS coupeurs, sonde émoussé, petite spatule et matériel de suture non résorbable. Récolte d’organes et de tissus pour examen histologique exigent que les tissus soient préservés dans une solution de fixation. Sauf indication contraire, le fixateur le plus couramment utilisé est de 10 % de formol tamponné neutre. Notez que les échantillons de tissus devraient être de 0,5 à 1 cm d’épaisseur pour permettre une pénétration suffisante de la solution de fixation. Fixation empêche la carie, autolyse et la putréfaction ; arrête de réactions biochimiques en cours ; et peut augmenter la résistance mécanique et la stabilité des tissus traités.
La méthode d’euthanasie de l’animal peut également une incidence sur la qualité des échantillons. La méthode d’euthanasie plus couramment utilisés pour les souris et les rats est une overdose de gaz carbonique. Les animaux sont laissés dans leur cage maison, qui est placé, dans une chambre, et le CO2 est progressivement introduit dans la chambre à une vitesse de déplacement de 10 à 30 % du volume chambre/min. Ce qui provoque les animaux perdu conscience avant la perception de la douleur qui est associée avec l’activation des nocicepteurs par l’acide carbonique. Le flux est ensuite maintenu dans la chambre jusqu’à l’arrêt respiratoire s’est produite et l’animal est mort.
suite à l’euthanasie, tout d’abord effectuer un premier examen externe en inspectant visuellement la carcasse pour les lésions et masses, croissance excessive de dent ou une coloration de la fourrure à la bouche, les narines, les oreilles, les yeux et les ouvertures anales et génitales. Si cela se justifie, effectuer un test de la bande, grattage de la peau et dépouille les examens pour détecter les parasites externes. Une fois achevé l’examen externe, il est temps de commencer la nécropsie, commençant par la cavité abdominale. Notez que, avant d’enlever n’importe quel tissu, échantillons, il est important d’observer l’orgue en situ.
D’abord exciser la peau, place une petite coupure juste en avant du bassin chez les femelles et surtout le prépuce chez les hommes. Puis, en utilisant la technique de dissection émoussée, desserrer la peau de l’aponévrose et le muscle. Par dissection par clivage est une technique de dissection anatomique dans les tissus sont séparés et les structures sous-jacentes exposés sans couper. Dans cette technique, les ciseaux sont utilisés pour répandre les tissus apart plutôt que de les couper dehors. Les embouts fermés sont poussés dans les tissus et ensuite ouvert pour fractionner le tissu le long des plans naturels. Ce processus nécessite patience et une touche délicate, comme l’étirement du tissu peut causer des dommages aux organes adjacents et les vaisseaux sanguins. Puis étendez la coupure au menton. Ensuite faites, coupes transversales avant les membres postérieurs et postérieur pour les membres antérieurs et utiliser par dissection par clivage pour exposer la zone cervicale et thoracique. Extra il fallait être prudent pour éviter une rupture de la jugulaire et carotide vaisseaux du cou.
Chez les femelles, avec la peau excisée, observer le tissu mammaire du haut du sternum à la manubrium à l’appareil génital, ouverture sur la surface ventrale ; s’étendant latéralement sur les deux côtés. Les femelles allaitantes ou enceintes passera volume de tissu mammaire et lait peut-être être présent. Exciser les glandes mammaires, saisir le bord du tissu avec une pince et utiliser par dissection par clivage pour desserrer des pièces jointes à la peau. Une fois que la glande a été séparée, il peut être placé dans une solution de fixation pour une analyse histologique ultérieure.
à ce stade, vous pouvez observer des glandes salivaires sous-maxillaires, qui sont jumelés et situés à la mandibule–s’étendant le long du cou au sternum manubrium. Suppression de ces glandes nécessite une dissection émoussée et Redoublez de prudence lorsque vous travaillez dans la région cervicale pour éviter une rupture des vaisseaux sanguins. Une fois libéré des muscles sous-jacents, soulevez les glandes et de rompre toutes les pièces jointes résiduelles. Les glandes exigent au moins une coupe pour permettre la pénétration de la fixateur.
En outre, vous pouvez voir la trachée, qui s’étend de l’épiglotte à la bifurcation des bronches. C’est un tube cartilagineux côtelée souple. Alors que normalement clair, euthanasie avec CO2 peut causer une accumulation de liquide dans les poumons et la trachée qui ressemble à un liquide clair mousseux. Graisse sous-cutanée sera également présente dans ce domaine. L’évaluer pour la quantité et de dépôts. Un animal obèse peut avoir une grande quantité de graisse avec la peau épaissie.
Avant l’ouverture de la cavité du corps, observer les muscles abdominaux, intercostaux et exposés du cou et des membres pour tout épaississement, de masses ou de décoloration. Pour ouvrir la cavité du corps, tout d’abord faire un petit transversale coupe point la plus caudale du muscle abdominal exposé. Puis soulevez le muscle loin des organes et couper le long de la linea alba à la xiphoïde. Ensuite, disséquer les muscles latéralement de la ligne médiane juste au-dessus des membres postérieurs des deux côtés. Enfin, couper le long de la courbe des côtes des deux côtés. Une fois que la cavité a été ouvert, évaluer la quantité et l’accumulation de graisse abdominale. Un animal sain aura coussinets adipeux abdominales et certaines matières grasses le long de la surface dorsale de la cavité. Observer la couleur de ce tissu et noter toutes les anomalies.
nous sommes maintenant prêts à commencer la récolte des organes abdominaux. Commencez par localiser la rate, qui est rouge foncé et situé le long de la courbure inférieure de l’estomac. Il doit être régulier en forme et avec une surface légèrement mate. Pour supprimer le spleen, soulevez l’orgue et découper les pièces jointes à l’estomac.
L’estomac se trouve à l’extrémité distale de le œsophage. Il semble être deux tons, différencier les parties musculaires et glandulaires. Sentir la présence de nourriture. Un estomac vide est à noter qu’il peut être révélateur de la maladie. Faire pas couper l’estomac, comme le contenu finira par contaminer les organes de la cavité abdominale.
L’intestin grêle sont connectés dans la partie distale et inférieure de l’estomac. Il y a trois sections distinctes de l’intestin grêle. Le premier est le duodénum – une section plus courte du sphincter de l’estomac postérieure au début du jéjunum. Le canal cholédoque entre ici et le tissu pancréatique est plus fermement attaché à cette partie de l’intestin grêle. Le jéjunum est la partie centrale. Peyer ' s Patches, qui sont de petites zones ovales composées de tissu lymphoïde, peuvent être observées à la surface le jéjunum et l’iléon. L’iléon est la plus longue portion de l’intestin grêle qui se termine au caecum – situé à la jonction du petit et du gros intestin. Le caecum apparaît de couleur verdâtre et est très doux.
Le gros intestin se poursuit du caecum à l’anus. Il est facilement identifiable comme boulettes fécales peuvent être visualisées dans la lumière de cette structure. Les petits et les grands intestins sont ancrés au corps par le mésentère, une membrane contenant les vaisseaux sanguins, matières grasses et les ganglions lymphatiques. Cela devrait être examiné pour les ganglions lymphatiques et les masses avant d’ôter le tractus intestinal. Le pancréas est un postérieur diffuse de l’organe situé à l’estomac. C’est un bronzage lumineux de couleur grise et composé de plusieurs petits lobes avec des bords irréguliers. Pour récolter le pancréas, saisir l’organe et doucement taquiner des tissus environnants mésentérique. Cela doit être fait avant le retrait du tractus intestinal.
Pour supprimer l’ensemble du tractus qu’un seul morceau en commençant par l’estomac et s’étendant jusqu’à l’anus, placez d’abord une ligature au rectum et puis faire une incision dans le gros intestin juste en avant de l’anus. Ensuite, placez une ligature à la jonction de le œsophage et l’estomac, après qui le tractus intestinal entière peut être soulevé et toutes les pièces jointes membraneuses rompus. Tout cela alors peut être séparé du mésentère, coupée en sections et fixe.
Les reins sont des organes pairs situés contre les muscles du dos. Ils devraient avoir la taille et la couleur d’un haricot noir et avoir une surface lisse. Immédiatement avant le rein est la glande surrénale, apparaissant comme un petit nodule rose lumière.
Pour enlever un rein, l’isoler à l’aide d’une pince et couper entre l’organe et l’uretère. La couche externe dure peut ensuite être décollée pour examiner la surface. Couper un rein en deux le long de l’axe le plus long et l’autre transversalement. Tout grain au sein peut-être indiquer la présence de cristaux ou de dépôts de minéraux. Enfin, retirer le foie, qui est une couleur rouge foncé et ses marges devraient être lisses avec un bord croquant. Être prudent lors de manipulation du foie, telle qu’elle est un tissu mou. Toute perturbation de l’intégrité de l’organe provoquera une fuite dans la cavité du corps de sang et obscurcir les autres organes.
Pour enlever le foie, d’abord doucement reflètent les lobes de la membrane et faire une coupe à travers les vaisseaux sanguins antérieur à la structure. Ensuite, tenir compte du foie vers le diaphragme et saisir le nœud fibreux qui relie tous les lobes au centre. Enfin, soulever l’orgue tout en coupant toutes les pièces jointes à l’intestin et l’estomac.
le système reproducteur féminin est constitué sur l’utérus et les ovaires. L’utérus est une structure en forme de Y courte avec des cornes qui s’étend dans les deux sens. Les cornes se terminent aux trompes de Fallope et les ovaires–situées juste en dessous des reins. Les ovaires auront une surface rugueuse due à des stades différents de la maturation des follicules.
Pour enlever les ovaires, coupés les pièces jointes artériels vers l’avant et la trompe de Fallope vers l’arrière. Pour enlever l’utérus, doucement de saisir et de couper au-dessous du col de l’utérus. Après la coupe, soulever le corps et les cornes de l’utérus, brisant toutes les pièces jointes dans la cavité coelomique.
Chez les mâles, vous pouvez également observer les glandes préputiales situés juste en avant du prépuce. Elles apparaissent grandes et sont d’un gris de couleur jaunâtre avec un aspect spumeux. Retrait et fixation de ces glandes est semblable à glandes sous-maxillaires. En outre, le système reproducteur masculin se compose des vésicules séminales, la glande de la prostate et des testicules. Les vésicules séminales sont blanches, " ram ' corne s en forme de " structures situé devant la vessie et fixée sur la ligne médiane à la glande prostatique.
La prostate–généralement léger tan en couleur–est située autour de la vessie à la base. Pour visualiser les testicules, saisir les coussinets adipeux abdominales situés dans le bas ventre et les tirer vers l’avant. Cela va tirer les testicules du scrotum pour permettre l’examen. La surface doit être lisse et fine vascularisation évidente sur la surface.
L’épididyme est le long de la marge inférieure du testicule et s’effile vers le haut. Le canal déférent est fixé à l’extrémité de l’épididyme et nous ramène à la prostate. Pour enlever les testicules, couper la pièce jointe dans le scrotum et couper le canal déférent. Pour enlever la prostate et les vésicules séminales, saisir la base de la vessie et l’ascenseur tandis que séparer les pièces jointes sous la prostate.
animées sur les organes au sein de la cavité thoracique. Pour exposer les structures vitales, retirer le diaphragme de l’attachement aux côtes. Ensuite, couper à travers la cage thoracique latéralement sur les deux côtés jusqu’au dessus du sternum manubrium et puis reflètent les os parotidien afin de visualiser les organes thoraciques.
Les poumons sont normalement une couleur rose vif, spongieuse dans texture avec une surface lisse. Cependant l’euthanasie avec le CO2 peut causer des hémorragies pulmonaires entraînant des taches rouges foncés qui peuvent recouvrir les surfaces de l’ensemble du poumon.
Coeur est rouge foncé et les ventricules sont musclées, qui se sentent ferme au toucher. Les oreillettes sont de couleur rouge plus foncée et s’asseoir au sommet des ventricules. Ils sont beaucoup moins musclés et flasques. Une fine membrane translucide appelée le péricarde entoure le cœur.
Le thymus est situé devant le cœur et se trouve sur la trachée. Il doit être lisse de texture. Vous pouvez voir la trachée, comme décrit précédemment, et l’oesophage est un tube très mince qui se trouve directement derrière la trachée et le cœur et traverse la membrane de l’estomac.
Pour enlever les organes dans la cavité thoracique, commencez par saisir la trachée juste au-dessus du thymus et pratiquer une coupe perpendiculaire juste en avant de la pince. Tout en conservant l’emprise, soulevez la trachée direction caudale et découper toutes les pièces jointes des poumons à la surface de la colonne vertébrale dans la cage thoracique. L’oesophage peut doivent être coupés pour être capable de soulever le cœur et poumons gratuitement la cavité thoracique
après que le cœur est prélevé pour le corps, rincer avec du sérum physiologique pour enlever les résidus de sang et de caillots, ou remplir avec le fixateur par l’intermédiaire de l’aorte. Une fois que les poumons sont excisés, placé une ligature lâche autour de la trachée. Ensuite, enfiler une aiguille attachée à une seringue contenant le fixateur dans la lumière de la trachée et serrez la ligature. Puis injecter le fixateur jusqu’à ce que les poumons sont gonflés. Enfin, retirer l’aiguille et serrer la ligature davantage pour éviter les fuites.
avec ce souffle de connaissance relativement à la récolte de nécropsie et tissus rongeur, laissez ' s oeil à quelques-uns des thexpériences en laboratoire actuel e impliquant ces procédures.
Diagnostiques autopsie est un critère d’évaluation commun dans les expériences de métastases du cancer. Dans cet exemple, les enquêteurs ont injecté les cellules cancéreuses dans le rongeur ' rate s puis, trente à soixante jours plus tard, ils ont effectué l’autopsie, qui a révélé des métastases hépatiques significatifs.
Tissu extraction est souvent suivie d’une analyse histologique, ce qui contribue à l’étude de l’anatomie microscopique de l’échantillon. En suivant le protocole de la fixation, enrobage, coupes et coloration des tissus, les chercheurs sont en mesure d’étudier les structures microscopiques dans ces organes et de découvrir l’effet des interventions génétiques ou pharmacologiques au niveau atomique.
Chercheursparfois enlever les tissus afin d’étudier les processus physiologiques, comme l’angiogenèse. Ici, les expérimentateurs extériorisée un rat ' tissu mésentérique s pour stimuler la croissance vasculaire. Ensuite, ils ont récolté quelques mèches et traités avec les marqueurs qui tachent les cellules d’un vaisseau sanguin, pour étudier la dynamique cellulaire impliqués dans la croissance du réseau vasculaire.
vous ' ve juste regardé JoVE ' s vidéo détaillant les étapes de diagnostic récolte nécropsie et tissus chez les animaux de laboratoire. Il est important d’utiliser les techniques appropriées pour le prélèvement d’organes et de la préservation, afin que la procédure d’extraction n’a aucun effet sur l’interprétation des données recueillies. Comme toujours, Merci de regarder !
l’étape finale dans de nombreux projets de recherche est l’autopsie des animaux expérimentaux. Une observation détaillée des structures externes et internes, suivie de la collection de tissus pour analyse complémentaire fournit une grande quantité de données de recherche. Les techniques appropriées pour l’élimination de tissu et préservation avec les solutions de fixateur appropriées sont essentiels pour la bonne interprétation des résultats.
Necropsy-meaning postmortem examination of organs-and tissue harvest are integral components of many lab experiments, which rely on the final data collection time points gathered from the analyses of the harvested organs. Therefore, it is important to learn the correct diagnostic necropsy and tissue harvesting technique, as the procedure can significantly impact the quality of the samples collected. This presentation will review the method of dissection and extraction of abdominal, reproductive, and thoracic organs from lab animals.
Before starting with the procedure, a form should be initiated that includes a complete history of the animal: animal identification number, gender, housing conditions, date of birth, date of death, study/protocol number, and the name of the Principle Investigator.
Next, prepare the dissection area. Lay down a bench covering, dissection tray, instruments designated for necropsy, which includes scissors, forceps, sterile scalpel blade, bone cutters, blunt probe, small spatula and non-absorbable suture material. Organ and tissue harvest for histological examination require that the tissues be preserved in a fixative solution. Unless otherwise specified, the fixative most commonly used is 10% neutral buffered formalin. Note that the tissue samples should be 0.5-1 cm in thickness to allow sufficient penetration of the fixative solution. Fixation prevents decay, autolysis, and putrefaction; stops any ongoing biochemical reactions; and may increase the mechanical strength and stability of the treated tissues.
The method of euthanasia of the animal can also impact the quality of the samples. The most commonly used euthanasia method for mice and rats is an overdose of carbon dioxide gas. The animals are left in their home cage, which is placed, into a chamber, and CO2 is gradually introduced into the chamber at a displacement rate of 10-30% of the chamber volume/min. This causes the animals to lose consciousness prior to the perception of pain that is associated with nociceptor activation by carbonic acid. The flow is then maintained in the chamber till respiratory arrest has occurred and the animal is dead.
Following euthanasia, first perform an initial external examination by visually inspecting the carcass for lesions and masses, excessive tooth growth, or any staining of the fur at the mouth, nares, ears, eyes and the anal and genital openings. If warranted, perform a tape test, skin scraping, and pelt exams to detect external parasites. Once the external exam has been completed, it is time to start the necropsy, beginning with the abdominal cavity. Note that before removing any tissue samples it is important to observe the organ in situ.
To begin excising the skin, place a small cut just anterior to the pelvis in females and above the prepuce in males. Then, using the blunt dissection technique, loosen the skin from the fascia and muscle. Blunt dissection is a technique in anatomical dissection in which tissues are separated and underlying structures exposed without cutting. In this technique, the scissors are used to spread tissues apart rather than to cut them apart. The closed tips are pushed into tissue and then opened to split tissue along natural planes. This process requires patience and a delicate touch, as the stretching of the tissue can result in damage to adjacent organs and blood vessels. Then extend the cut to the chin. Next make, transverse cuts anterior to the hind limbs and posterior to the forelimbs, and use blunt dissection to expose the cervical area and chest. Extra care should be exercised to avoid rupturing the jugular and carotid vessels in the neck.
In females, with the skin excised, observe the mammary tissue from the top of the sternum at the manubrium to the genital opening on the ventral surface; extending laterally on both sides. Lactating or pregnant females will have increased mammary tissue volume and milk may be present. To excise the mammary glands, grasp the tissue edge with forceps and use blunt dissection to loosen attachments to the skin. Once the gland has been separated, it can be placed in a fixative solution for subsequent histological analysis.
At this stage, you can observe submandibular salivary glands, which are paired and located at the mandible — extending along the neck to the manubrium sternum. Removal of these glands requires blunt dissection and extra care when working in the cervical region to prevent rupture of blood vessels. Once freed from the underlying muscles, lift up the glands and sever any residual attachments. The glands require at least one cut to allow penetration of the fixative.
In addition, you can see the trachea, which extends from the epiglottis to the bifurcation of the bronchi. It is a ridged, cartilaginous tube that is flexible. While normally clear, euthanasia with CO2 can cause fluid accumulation in the lungs and trachea that looks like a frothy clear fluid. Subcutaneous fat will also be present in this area. Evaluate it for quantity and deposition. An obese animal may have a large amount of fat with the skin feeling thickened.
Prior to opening the body cavity, observe the abdominal, intercostal, and exposed neck muscles, and limbs for any thickening, masses or discoloration. To open the body cavity, first make a small transverse cut at the most caudal point of the exposed abdominal muscle. Then lift the muscle away from the organs, and cut along the linea alba to the xiphoid. Next, dissect the muscles laterally from the midline to just above the hind limbs on both sides. Lastly, cut along the curve of the ribs on both sides. Once the body cavity has been opened, evaluate the quantity and accumulation of abdominal fat. A healthy animal will have abdominal fat pads and some fat along the dorsal surface in the cavity. Observe the color of this tissue and note any abnormalities.
Now we are ready to begin the harvest of abdominal organs. Begin by locating the spleen, which is dark red and located along the lower curvature of the stomach. It should be regular in shape and with a slightly matte surface. To remove the spleen, lift the organ and snip the attachments to the stomach.
The stomach is located at the distal end of the esophagus. It appears to be two-toned, differentiating the muscular and glandular portions. Feel it for presence of food. An empty stomach should be noted, as it can be indicative of illness. Do not cut the stomach, as the contents will contaminate the organs in the abdominal cavity.
The small intestines are connected distally and inferior to the stomach. There are three distinct sections of the small intestine. First is the duodenum – a shorter section from the posterior stomach sphincter to the start of the jejunum. The bile duct enters here and the pancreatic tissue is more firmly attached to this portion of the small intestine. The jejunum is the center portion. Peyer’s Patches, which are small oval areas composed of lymphoid tissue, can be observed on the surface of the jejunum and ileum. The ileum is the longest portion of the small intestine that terminates at the cecum – located at the junction of the small and large intestines. The cecum appears greenish in color and is very soft.
The large intestine continues from the cecum to the anus. It is readily identifiable as fecal pellets can be visualized within the lumen of this structure. The small and large intestines are anchored to the body by the mesentery, a membrane containing blood vessels, fat and lymph nodes. This should be examined for enlarged lymph nodes and any masses prior to removal of the intestinal tract. The pancreas is a diffuse organ located posterior to the stomach. It is a light tan to gray color and composed of multiple small lobes with irregular edges. To harvest pancreas, grasp the organ and gently tease it from the surrounding mesenteric tissue. This must be done prior to the removal of the intestinal tract.
To remove the entire tract as one piece beginning with the stomach and extending to the anus, first place a ligature at the rectum and then make a cut through the large intestine just anterior to the anus. Next, place a ligature at the junction of the esophagus and stomach, following which the entire intestinal tract can be lifted and any membranous attachments severed. The whole thing can then be separated from the mesentery, cut into sections and fixed.
The kidneys are paired organs located against the muscles of the back. They should be the size and color of a dark kidney bean and have a smooth surface. Immediately anterior to the kidney is the adrenal gland appearing as a small light pink nodule.
To remove a kidney, isolate it using a forceps and cut between the organ and the ureter. The tough outer layer can then be peeled off to examine the surface. Cut one kidney in half along the long axis and the other transversely. Any grit within may indicate the presence of crystals or mineral deposits. Lastly, remove the liver, which is a dark red in color and its margins should be smooth with a crisp edge. Care should be taken when handling the liver, as it is a friable tissue. Any disruption to the integrity of the organ will result in blood leaking into the body cavity and obscure other organs.
To remove the liver, first gently reflect the lobes away from the diaphragm and make a cut through the blood vessels anterior to the structure. Next, reflect the liver back toward the diaphragm and grasp the fibrous node that connects all the lobes centrally. Lastly, lift the organ while severing all attachments to the intestinal tract and stomach.
The female reproductive system consists on the uterus and the ovaries. The uterus is a short Y-shaped structure with horns extending in both directions. The horns terminate at the fallopian tubes and the ovaries — located just below the kidneys. The ovaries will have a rough surface due to different maturation stages of the follicles.
To remove the ovaries, cut the arterial attachments anteriorly and the fallopian tube posteriorly. To remove the uterus, gently grasp and cut below the cervix. After the cut, lift the body and horns of the uterus breaking any attachments in the body cavity.
In males, you can also observe the preputial glands located just anterior to the prepuce. They appear large and are a gray to yellowish color with a foamy appearance. Removal and fixing of these glands is similar to submandibular glands. In addition, the male reproductive system consists of seminal vesicles, the prostate gland and testes. The seminal vesicles are white, “ram’s horn shaped” structures located anterior to the urinary bladder and attached on the midline at the prostate gland.
The prostate gland — generally light tan in color — is located surrounding the urinary bladder at the base. To visualize the testes, grasp the abdominal fat pads located in the lower abdomen and pull them anteriorly. This will pull the testes from the scrotum to allow examination. The surface should be smooth with fine vascularization evident on the surface.
The epididymis is along the lower margin of the testis and tapers toward the top. The vas deferens is attached to the end of the epididymis and leads back to the prostate. To remove the testes, cut the attachment at the scrotum and cut the vas deferens. To remove the prostate and seminal vesicles, grasp the base of the urinary bladder and lift while severing the attachments beneath the prostate.
Moving on to the organs within the thoracic cavity. To expose the vital structures, remove the diaphragm from the attachment to the ribs. Next, cut through the rib cage laterally on both sides up to the top of the manubrium sternum, and then reflect the bones cranially to visualize the thoracic organs.
The lungs are normally a bright pink color, spongy in texture with a smooth surface. However euthanasia with CO2 can cause pulmonary hemorrhages resulting in dark red splotches that can cover the entire lung surfaces.
The heart is dark red and the ventricles are muscular, which feel firm to the touch. The atria are darker red in color and sit at the top of the ventricles. They are much less muscular and appear flaccid. A thin translucent membrane called the pericardial sac surrounds the heart.
The thymus is located anterior to the heart and sits over the trachea. It should be smooth in texture. You can see the trachea as described before, and the esophagus is a very thin tube that lies directly behind the trachea and behind the heart and passes through the diaphragm to the stomach.
To remove the organs in the thoracic cavity, begin by grasping the trachea just above the thymus and make a perpendicular cut just anterior to the forceps. While maintaining the grasp, lift the trachea up caudally and snip any attachments of the lungs to the spinal surface in the rib cage. The esophagus may need to be cut to be able to lift the heart and lungs free of the chest cavity
After the heart is removed for the body, flush it with saline to remove residual blood and clots, or fill it with the fixative through the aorta. Once the lungs are excised, placed a loose ligature around the trachea. Next, thread a needle attached to a syringe containing the fixative into the lumen of the trachea, and tighten the ligature. Then inject the fixative until the lungs are inflated. Lastly, remove the needle and tighten the ligature further to prevent leakage.
With this breath of knowledge regarding the rodent necropsy and tissue harvest, let’s look at some of the current lab experiments involving these procedures.
Diagnostic necropsy is a common endpoint in cancer metastasis experiments. In this example, the investigators injected cancer cells into the rodent’s spleen Then, thirty to sixty days later, they conducted necropsy, which revealed significant liver metastases.
Tissue extraction is often followed by histological analysis, which helps in the study of microscopic anatomy of the sample. By following the protocol of fixation, embedding, sectioning and staining of tissues, researchers are able to study the microscopic structures in these organs, and uncover the effect of genetic or pharmacological interventions at atomic level.
At times researchers remove tissues to study physiological processes, like angiogenesis. Here, the experimenters exteriorized a rat’s mesenteric tissue to stimulate vascular growth. Then, they harvested a few sections, and treated them with the markers that stain the cells of any blood vessel, to study the cellular dynamics involved in vascular network growth.
You’ve just watched JoVE’s video detailing the steps of diagnostic necropsy and tissue harvest in lab animals. It is important to use proper techniques for organ removal and preservation, so that the extraction procedure has no effect on the interpretation of the data collected. As always, thanks for watching!
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