Extração de DNA de 0,22 mM Sterivex Filtros e Césio cloreto de centrifugação em gradiente de densidade

Biology

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ERRATUM NOTICE

Summary

Nós descrevemos um método para extração de DNA genômico de alto peso molecular a partir da biomassa planctônica concentrou-se em 0,22 mM filtros Sterivex, seguido por centrifugação em gradiente de cloreto de césio densidade para purificação.

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Wright, J. J., Lee, S., Zaikova, E., Walsh, D. A., Hallam, S. J. DNA Extraction from 0.22 μM Sterivex Filters and Cesium Chloride Density Gradient Centrifugation. J. Vis. Exp. (31), e1352, doi:10.3791/1352 (2009).

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Abstract

Este método é usado para extrair o DNA genômico de alto peso molecular a partir da biomassa planctônica concentrou-se em 0,22 mM Sterivex filtros que foram tratados com armazenamento / tampão de lise e arquivados a -80 ° C, e para purificar esse DNA usando um gradiente de densidade de césio cloreto. O protocolo começa com duas etapas de uma hora de incubação para liberar o DNA das células e remover RNA. Em seguida, uma série de Fenol: Clorofórmio Clorofórmio e extrações são realizadas seguida de centrifugação para remover proteínas e componentes da membrana celular, a coleta do extrato aquoso de DNA, e as etapas de vários buffer de troca para lavar e concentrar o extrato. Parte V descreve a purificação opcional através de gradiente de cloreto de césio densidade. Recomenda-se a trabalhar com menos de 15 amostras de uma só vez para evitar confusão e reduzir o tempo de protocolo. O tempo total necessário para este protocolo depende do número de amostras a serem extraídas. Por 10-15 amostras e assumindo o equipamento de centrifugação adequada estiver disponível, este protocolo inteiro deve levar três dias. Certifique-se que os fornos de hibridação definir a temperatura no início do processo.

Protocol

Nota: Todos os reagentes utilizados neste protocolo são extraídos das existências de laboratório em pequenos stocks de trabalho-isto é muito importante para evitar a contaminação cruzada de amostras de seu DNA e contaminação dos estoques de laboratório. Além disso, quando pipetagem, certifique-se de trocar a ponteira para cada adição para evitar a contaminação cruzada.

Part One: Lise Celular e Digestão

  1. Comece este protocolo por descongelamento dos filtros Sterivex que contêm biomassa planctônica anteriormente concentrada no gelo. Para simplificar, aqui descrevemos o procedimento para o processamento de um filtro individual. Na prática, recomenda-se o processamento de 16 ou menos filtros de cada vez.
  2. Uma vez que o filtro tem descongelado, começar a primeira de duas incubações: uma para lisar as células e remover RNA, e um para quebrar proteínas. Para a primeira incubação, adicionar 100 mL de lisozima (125 mg em 1000 TE mL) e 20 ml de RNase A (10 mcg / ml) para o filtro. Feche o filtro com Parafilm e deixá-lo para rodar no forno de hibridação a 37 ° C por 1 hora.
  3. Para a incubação seguinte, adicionar 100 mL proteinase K e 100 l SDS 20% para o filtro. Reseal usando Parafilm e deixá-lo para rodar 1-2 horas a mais no forno de hibridização, desta vez a 55 ° C.
  4. Usando uma seringa 5cc, transferir o lisado do filtro Sterivex em um tubo Falcon 15 ml. Lavar o filtro com um tampão de lise ml e adicionar o líquido para o enxágüe lisado em seu tubo Falcon utilizando a seringa 5cc. Agora que você tem lisadas e digerido suas células, você está pronto para extrair seu DNA.

Parte II: Extração de DNA

  1. O próximo passo é usar o método fenol-clorofórmio para extrair o DNA de seu lisado. Adicionar um volume igual (cerca de 3 ml) de Fenol: Clorofórmio: álcool isoamílico (IAA) ao tubo lisado, certificando-se de trocar a ponteira para cada adição para evitar a contaminação cruzada. Vortex por 10 segundos para misturar bem.
  2. Girar o tubo a 2500 g por 5 minutos, certificando-se a centrífuga é equilibrado. Durante a centrifugação, a mistura de fenol-clorofórmio-lisado deve separar em duas camadas: uma camada orgânica contendo o clorofórmio, fenol e proteínas a partir de sua amostra, no fundo, e uma camada aquosa, que consiste em seu DNA, água e outros moléculas mais hidrofílica, em cima.
  3. Transferir a camada aquosa (contendo o DNA) em um tubo de 15 ml nova Falcon. Tenha cuidado para não tocar a interface com a ponta da pipeta (sempre deixar uma pequena quantidade da camada aquosa para trás).
  4. Para este novo tubo, adicionar igual volume (cerca de 3 mL) de clorofórmio: IAA, certificando-se de trocar a ponteira para cada adição para evitar a contaminação cruzada. Vortex por 10 segundos. Este passo ajuda a remover qualquer fenol remanescentes de sua amostra de DNA.
  5. Giram a 2.500 g por 5 minutos ou até que fase aquosa é clara. Transferência de fase aquosa para um novo tubo Falcon rotulados e adicionar 1 ml de TE em pH 8,0, tendo o cuidado para não tocar a interface com a ponta da pipeta (sempre deixar uma pequena quantidade da camada aquosa para trás). Esta camada aquosa contém o extrato de DNA.

Parte III: Concentração de DNA e lavar

  1. O próximo passo é lavar e concentrar a amostra de DNA em um Amicon 15 ml tubo de centrifugação Ultra. Os tubos Amicon consiste de um filtro que retém as moléculas igual ou superior a um peso molecular especificados (o retentado) e um tubo para travar o fluxo-through (o filtrado). Neste caso, o filtro retém o seu DNA (o retentado). Transferir o seu extrato de DNA a partir do passo 2.5 para o compartimento do filtro de um tubo Amicon Ultra.
  2. Giram a 3.500 g por 10 minutos. Verifique se há menos de 1 ml de líquido retido no filtro Amicon. Se permanece mais retentado, encher o filtro com TE e girar novamente. Certifique-se usar uma ponteira nova para cada adição TE para evitar a contaminação cruzada.
  3. Remova o fluxo-through, ou filtrado, para outro tubo Falcon e salve-o na geladeira até que você tenha confirmado seu produto final, DNA em um gel (Parte IV).
  4. Adicionar 2 ml de tampão TE para o filtro Amicon e spin em 3500 g por 6 minutos, certificando-se de usar uma ponteira nova para cada adição TE para evitar a contaminação cruzada. Piscina filtrado com que a partir do passo 3.3 e guardar no frigorífico.
  5. Lavar o DNA mais duas vezes com o TE para um total de três lavagens (certificando-se de usar sempre uma ponta de pipeta fresco), e salvar o filtrado de cada vez (como passos por 3.3 e 3.4). Para a última lavagem, girar até 200 a 500 ml de retentado permanece no filtro Amicon. Registre o volume final e transferir o retentado (que contém o DNA) a um tubo de 1,5 ml rotulados Eppendorf.

Parte IV: Determinação da Qualidade DNA

  1. Verificar a qualidade do DNA e estimar a concentração do DNA por esgotar-se as amostras em um gel 0,8% agarose gel staINED com 1 ml brometo de etídio (EtBr) durante a noite. (Seja extremamente cauteloso ao usar EtBr-it é um agente mutagénico conhecidos e possivelmente cancerígeno. Certifique-se de trocar as luvas com frequência e evitar EtBr transferência para o resto do laboratório e para a sua pele.) Carregar as amostras ao lado de escadas de DNA, que servem como tamanho e intensidade de normas (ver passo seguinte).
  2. Nas pistas do primeiro de vários, carregar escadas com bandas de vários pesos moleculares e as concentrações. Recomendamos o padrão de carregamento seguinte: nas pistas do primeiro e último (pistas ultraperiféricas), mL de carga 10 de 50ng/μl de 1kb + ou escada 2log. Em faixas 2,3 e 4, mL de carga 2, 5 mL, e 10 ml, respectivamente, de 50ng/μl escada λHindIII. Por último, coloque 5 mL por via do extrato de DNA com corante para cada amostra.
  3. Executar o gel a 15 volts por aproximadamente 16 horas (é recomendável executar durante a noite).
  4. No dia seguinte, a fotografia do gel usando um sistema de documentação UV gel. Para determinar a faixa de peso molecular de seu DNA e sua concentração, compare as bandas de exemplo para as bandas das escadas. DNA de boa qualidade vai ter alto peso molecular (> 36kb), e mostram pouca evidência de corte / degradação. Veja a Figura 1.

Parte V: A centrifugação de gradiente de cloreto de césio

  1. Se a qualidade do DNA é bom ea quantidade é suficiente, você pode prosseguir para purificar o DNA através da realização de um cloreto de césio (CsCl) centrifugação de gradiente. Observe que esta etapa de purificação é opcional e não é necessário para todas as aplicações a jusante (por exemplo, se você deseja gerar bibliotecas fosmid você DEVE purificar, ao passo que se você simplesmente deseja executar reações de PCR, purificação geralmente não é necessário). Primeiro, nomeie um tubo de centrifugação para cada amostra.
  2. A cada tubo de centrífuga, adicionar 160 mg de CsCl, 178 mL de DNA genômico. Após a adição de CsCl e DNA para o tubo, coloque um pequeno pedaço de parafilme em cima do tubo e inverter cuidadosamente o tubo de 1-20 vezes para misturar os componentes. Não misture por pipetagem, que pode causar ruptura do DNA. Em seguida, adicione 10 ml de 10 mg / mL EtBr a este tubo e misturá-lo da mesma maneira. (Seja extremamente cauteloso ao usar EtBr-it é um agente mutagénico conhecidos e possivelmente cancerígeno. Certifique-se de trocar as luvas com frequência e evitar EtBr transferência para o resto do laboratório e para a sua pele.)
  3. Certifique-se que o peso de todos os tubos são equilibradas antes da centrifugação de tal forma que as diferenças de peso entre os tubos são menos de 1 mg.
  4. Coloque os tubos no rotor utilizando hemostat, feche a tampa e coloque o rotor dentro da ultracentrífuga.
  5. Feche a porta ultracentrífuga. Vácuo será aplicado assim que você fechar a porta. Executar durante a noite a 100 mil rpm por 18 horas e 20 ° C.
  6. Centrifugação, quando estiver completa, retirar os tubos do rotor utilizando hemostat e coloque em uma cremalheira do tubo.
  7. Visualizar o DNA com transiluminador de luz azul, ou se não estiver disponível, usar a luz UV de comprimento de onda longa, em um quarto escuro. Usar um par de óculos de âmbar filtro para ver a banda DNA. Veja a Figura 2.
  8. Usando uma seringa e agulha estéril 1cc (26G 08/05), remova banda DNA e colocá-lo em um tubo Eppendorf de 1,5 ml.
  9. Para ajudar a recuperar a maior parte do DNA preso no espaço morto da seringa, lavar a seringa com 100 mL de TE e adicionar a solução de lavado ao tubo. Prepare um tubo com 100 mL de buffer TE por amostra, a fim de evitar a contaminação cruzada.
  10. Para remover EtBr do DNA, adicionar igual volume de água saturada de butanol ao tubo, inverter os tubos suavemente 1-20 vezes, centrifugar a 10000 rpm por 1 minuto e descartar a camada superior.
  11. Repita a lavagem até a cor do butanol é transparente, 3-4 vezes mais.
  12. Coloque 4 ml TE em um tubo de centrífuga Amicon Ultra e adicionar a solução de DNA a partir de cima.
  13. Centrifugar a 3.500 g em temperatura ambiente, até que o volume de DNA é reduzida a cerca de 100-500 mL (aproximadamente 6-7 minutos) e descartar o escoamento.
  14. Adicionar 2 ml de TE Amicon filtro e centrifugar a 3.500 g por 6 minutos, certificando-se de usar uma ponteira nova para cada adição para evitar a contaminação cruzada. Repita duas vezes.
  15. Concentre-se para um volume final de 50-100 mL por centrifugação adicional quando necessário, e transferir a solução de DNA no filtro para um novo tubo de 1,5 ml Eppendorf.
  16. Adicionar 40 mL de TE o filtro Amicon e pipetar cima e para baixo ao longo de ambas as membranas de filtro para eliminar qualquer DNA restantes. Adicionar esta solução para o tubo no 5.15.
  17. Coloque um microcontrolador YM-30 unidade de filtro para um tubo de microcontrolador e pré-lavagem do microcontrolador, adicionando 200 mL de água autoclavada e centrifugação a 10000 rpm por 7 minutos.
  18. Adicionar a solução de DNA a partir de 5,16 para o microcontrolador pré-lavados, a fim de concentrar ainda mais o DNA. Centrifugar a 5000-10000 g por 1-3 minutos. Verificar a quantidade de líquidona centrifugação filtro e repetir até que a quantidade de líquido no filtro é reduzida a aproximadamente 50 ul.
  19. Coloque a unidade de filtro de cabeça para baixo em um tubo novo microcontrolador e centrifugar a 1000 g por 3 minutos. A quantidade ideal de solução concentrada é de 50-60 mL.
  20. Medir e registrar a concentração do DNA em um Nanodrop e verificar a qualidade de pico (deve ser 260nm).
  21. Transferir uma alíquota pequena do DNA para um tubo eppendorf limpo para trabalhar ações e congelar a -20. Transferir o restante do DNA a um segundo eppendorf limpo e congelar a menos 80.

Resultados representativos:

Quando este protocolo é feito corretamente, você deve ver uma imagem de gel após a etapa 4.4 no Determinação da qualidade do DNA semelhante à Figura 1. Concentração de DNA real de extratos irá variar dependendo da fonte da amostra. Após o passo 5,7 em CsCl centrifugação de gradiente, DNA genômico iluminado por uma luz azul deve ser semelhante à Figura 2.

Figura 1
Figura 1. 0,8% agarose imagem eletroforese em gel de DNA de alto peso molecular coletadas de quatro profundidades no subarctic Oceano Pacífico (em duplicado), manchado com o agente intercalando brometo de etídio (10 mg / ml). Gel foi executado em 15V para ~ 16hrs em tampão 1X TBE gel em execução. Bandas da amostra são de boa qualidade mostrando pouca evidência de corte mecânico (mostra faixas ou manchas único em oposição a várias bandas), embora os extratos 10m reter alguns RNA transitar (ver esfregaço na faixa Kb 0,5-2,0).

Figura 2
Figura 2. Band DNA genômico iluminado por uma luz azul após centrifugação em gradiente de CsCl.

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Discussion

Dependendo do número de amostras devem ser processadas, isso pode ser um procedimento demorada devido aos dois passos de incubação de uma hora, e as lavagens repetidas e passos de centrifugação. É melhor plano de dois dias inteiros para este procedimento para deixar bastante tempo. Se houver problemas para obter o volume extrato final no tubo Amicon para reduzir até 200 500μl durante a concentração de DNA e de lavar roupa, tentar fazer lavagens adicionais TE e centrifugações (repetir Parte III) até que o volume apropriado é sobra. Além disso, se o extrato de clorofórmio cheiros aguda, o melhor é fazer lavagens adicionais até que o cheiro diminui para se certificar de todas as clorofórmio é removido. Mais uma vez, todos os reagentes utilizados neste protocolo são extraídos das existências de laboratório em pequenos stocks de trabalho-isto é muito importante para evitar a contaminação cruzada de amostras de seu DNA e contaminação dos estoques de laboratório. Além disso, quando pipetagem, certifique-se de trocar a ponteira para cada adição para evitar a contaminação cruzada.

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Acknowledgments

Gostaríamos de agradecer à Fundação Canadense para Inovação, a British Columbia Fundo de Desenvolvimento do Conhecimento e das Ciências e Pesquisa de Engenharia National Council (NSERC) do Canadá para apoiar estudos em andamento em regiões de baixo oxigênio das águas oceânicas costeiras e aberto. JJW foi apoiado por bolsas de NSERC e DAW foi apoiado por bolsas de NSERC, Killam ea fundação TULA Centro financiado pela Diversidade Microbiana e Evolution. SL foi apoiado pelo Centro de fundação TULA financiado pela Diversidade Microbiana e Evolution.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1 cc syringe (26G5/8 needle) BD Biosciences 309597
1 ml syringe (26G5/8 needle) BD Biosciences 309597
1.5ml eppendorf tubes Eppendorf 0030 125.150
15ml tubes Sigma-Aldrich CLS430791
5cc syringe BD Biosciences 309603
Amicon® Ultra-4 Centrifugal Filter Devices EMD Millipore UFC801096 10,000 Nominal molecular weight limit
Butanol Fisher Scientific A383-1 Make it water saturated (butanol:water = 1:1)
Centrifuge rotor, JA5.3 Beckman Coulter Inc. 368690
Centrifuge, Avanti® J-E Beckman Coulter Inc. 369003
Cesium chloride Sigma-Aldrich C4036
Chloroform:IAA (24:1) Sigma-Aldrich 25666-500ML
Ethidium Bromide (EtBr) Sigma-Aldrich E1510-10ml
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate Sigma-Aldrich E5134
Hybridization oven Fisher Scientific 13-247-10 37°C & 55°C
Lysis Buffer 0.75 M sucrose, 40 mM EDTA, 50 mM Tris (pH 8.3)
Lysozyme Sigma-Aldrich L6876-5G 125 mg in 1000 μl TE
Microcon® Ultracel YM-30 Centrifugal Filter Unit EMD Millipore 42410 50 bp cut off
Parafilm Fisher Scientific 13-374-10
Phenol:Chloroform:IAA (25:24:1) Sigma-Aldrich 77617-500ML
Proteinase K Qiagen 19133
RNase A Fisher Scientific BP2539-100 10 μg/ml
Safe Imager™ Blue light transilluminator Invitrogen S37102
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS) Sigma-Aldrich L4509 20% SDS
Sterivex filters Fisher Scientific SVG010RS
Sucrose Sigma-Aldrich S0389
Table top centrifuge Eppendorf 5415D
TE buffer, pH 8.0
Trizma® base Sigma-Aldrich T1503
Ultracentrifuge rotor, TLA 100 Beckman Coulter Inc. 343847
Ultracentrifuge tube (7X20mm, PC) Beckman Coulter Inc. 343775
Ultracentrifuge tube rack Beckman Coulter Inc. 348302
Ultracentrifuge, Optima® Max Beckman Coulter Inc.

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Beja, O. To BAC or not to BAC: marine ecogenomics. Curr Opin Biotechnol. 15, (3), 187-190 (2004).
  2. Beja, O., Suzuki, M. T. Construction and analysis of bacterial artificial chromosome libraries from a marine microbial assemblage. Environ Microbiol. 2, (5), 516-529 (2000).
  3. DeLong, E. F. Community genomics among stratified microbial assemblages in the oceans interior. Science. 311, 496-503 (2006).
  4. Stein, J. L., Marsh, T. L. Characterization of uncultivated prokaryotes: isolation and analysis of a 40-kilobase-pair genome fragment from a planktonic marine archaeon. J Bacteriol. 178, (3), 591-599 (1996).
  5. Somerville, C. C., Knight, I. T., Straube, W. L., Colwell, R. R. A simple, rapid method for the direct isolation of nucleic acids from aquatic environments. Appl. Environ. Microbiol. 55, (3), 548-554 (1989).

Erratum

Formal Correction: Erratum: DNA Extraction from 0.22 µM Sterivex Filters and Cesium Chloride Density Gradient Centrifugation
Posted by JoVE Editors on 11/26/2014. Citeable Link.

A correction was made to "DNA Extraction from 0.22 µM Sterivex Filters and Cesium Chloride Density Gradient Centrifugation". A typo in a volume's measurement was corrected in step 1.2.

The step was corrected from:

Once the filter has thawed, begin the first of two incubations: one to lyse the cells and remove RNA, and one to break down proteins. For the first incubation, add 100 μl lysozyme (125 mg in 1000 μl TE) and 20 ml RNase A (10 μg/ml) to the filter. Reseal the filter with Parafilm and leave it to rotate in the hybridization oven at 37°C for 1 hour.

to:

Once the filter has thawed, begin the first of two incubations: one to lyse the cells and remove RNA, and one to break down proteins. For the first incubation, add 100 μl lysozyme (125 mg in 1000 μl TE) and 20 μl RNase A (10 μg/ml) to the filter. Reseal the filter with Parafilm and leave it to rotate in the hybridization oven at 37°C for 1 hour.

Comments

1 Comment

  1. I am happy to see your method using the sterivex filter, but a little surprised that the references do not include this one: Somerville, C.C., I.T. Knight, W.L. Straube, and R.R. Colwell. 1989. A simple, rapid method for the direct isolation of nucleic acids from aquatic environments. Appl. Environ. Microbiol. 55: 548-554.

    Reply
    Posted by: Anonymous
    May 21, 2010 - 9:20 AM

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