تقييم المواد الحيوية لتكبير المثانة باستخدام تحليلات Cystometric في نماذج القوارض مختلفة

* These authors contributed equally
Bioengineering
 

Summary

وصفت مراحل العمليات الجراحية في زيادة المثانة باستخدام 3-D السقالات في نماذج الفئران والجرذان. لاختبار فعالية من تكوينات مادة بيولوجية لاستخدامها في عمليات تكبير المثانة، ويتم تقديم تقنيات لقياس المثانة كلا مستيقظا وتخدير.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Tu, D. D., Seth, A., Gil, E. S., Kaplan, D. L., Mauney, J. R., Estrada Jr., C. R. Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models. J. Vis. Exp. (66), e3981, doi:10.3791/3981 (2012).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

طرق جراحية

1. الجراحة والتخدير التحضير

  1. تملأ المالحة مقصات الحلاقة، مع ملقط الأسنان، وملقط لارضحي غرامة، ودفع غرامة سائق الإبرة، والشاش، مقص Metzenbaum، مقص بضع الوتر، شفرة مشرط، 30 إبرة تحت الجلد مقياس، 1 مل حقنة، الرابع: إعداد حقل معقمة جراحية للصكوك الجراحية اللازمة خيوط البولي بروبلين 6-0، 7-0 polyglactin خياطة، خياطة polyglactin 4-0.
  2. تخدير الحيوان مع استنشاق isoflurane في غرفة الاستقراء. تأكيد الاستقراء الكامل للحيوان قبل ان ينتقل الى ميدان العمليات الجراحية. التأكد من أن أنبوب التخدير الاستنشاقي هو في الموقف المناسب أن يكون التخدير المستمر.
  3. وضع مستلق الحيوانية على الستارة العقيمة.
    [للحصول على تحليل cystometric، انظر الفقرة أدناه في نفق القسطرة فغر المثانة.]
  4. استخدام مقص الحلاقة لإزالة الفراء من أسفل البطن.
  5. الإعدادية في البطن مع تكونtadine والايثانول 70٪.
  6. قبل شق، يمكن أن يتم حقن المسكنات مثل البوبرينورفين (0،05-،1 ملغ / كلغ) تحت الجلد للسيطرة على الألم المحيطة بالجراحة.

2. شق وتعرض المثانة

  1. جعل سم 1-2 (تعتمد على حجم الحيوان وعما إذا كانت الفئران أو الماوس) أقل شق خط الوسط مع مشرط من خلال الجلد. تعميق شق في الجزء السفلي من خلال شق العضلة المستقيمة مع الحرص على عدم إصابة الأمعاء أو المثانة الكامنة.
  2. باستخدام ملقط مسنن، رفع العضلة المستقيمة وتشريح حرة السطح الخلفي للعضلة مع مقص Metzenbaum غرامة.
  3. شق ما تبقى من عضلة في خط الوسط لكامل مدة من شق الجلد.
  4. تسليم المثانة من خلال الجرح الجراحي (الشكل 1). المثانة عادة ما يكون الجهاز الأكثر اعتمادا في الحوض. (في الذكور، والبروستات هو في الواقع أكثر اعتمادا وأكبر منضغط المثانة.)
  5. خياطة مكان إقامة واحد من خلال الجدار الخلفي للمثانة، ثم آخر من خلال الجدار الأمامي للمثانة باستخدام 6-0 خياطة البولي بروبلين. وضع الغرز إضافية جانبيا. لا ربط هذه الخيوط. عندما يتم عقد خيوط مشدود، والمثانة لديك تكوين مربع ومساحتها تقريبا 1 سم 2 (الشكل 2). يجب الحرص على عدم لديك الكثير من التوتر على هذه الخيوط لأنه لا يمكن بسهولة أن يتم سحبها من خلال أنسجة المثانة.
  6. شق طولي في المثانة من خلال جدار المثانة الأمامي (أدنى عادل للقبة من المثانة) في خط الوسط لحوالي 1 سم (1،5-2 سم الفئران في المثانة).

3. مفاغرة من سقالة

  1. باستخدام مقص غرامة، وتقليم السقالة الحرير إلى المنطقة التقريبية لخلل المثانة.
  2. استخدام 7-0 خياطة polyglactin، تبدأ في زاوية واحدة من سقالة وخياطة على المثانة في عملية مستمرة، تشغيلأزياء لخلق خاتم للماء في كل الطريق نحو الخلل (الشكل 3).
  3. اختبار سلامة مفاغرة عن طريق ملء المثانة مع ملحي معقم بواسطة غرس ذلك من خلال جدار المثانة مع ابرة مقياس تحت الجلد 30. إذا تم العثور على تسرب، ويمكن اغلاق هذا مع مبلغ إضافي خياطة متقطعة polyglactin 7-0 لسد الفجوة.
  4. الحد من الخلف المثانة أعيد بناؤه في البطن.

4. اختتام الجراحي

  1. قبل إغلاق جدار البطن، حقن العضلة المستقيمة والأنسجة تحت الجلد مع bupivicaine لتخدير موضعي (<3 مغ / كغ من 0.25٪).
  2. Reapproximate العضلة المستقيمة مع المستمر، تعمل خياطة polyglactin 4-0.
  3. إغلاق الجلد مع المستمر، تعمل خياطة polyglactin 4-0.
  4. نظيفة وجافة في شق (الشكل 4).
  5. نقل حيوان في قفص، دافئة نظيفة لالصحوة من التخدير.
  6. الخطوات لوضع قسطرة فغر المثانة للتحليل cystometric هي كما يلي:

    5. نفق القسطرة فغر المثانة

    1. إعداد حقل معقمة جراحية للصكوك الجراحية الضرورية: مقص الحلاقة، مع ملقط الأسنان، وملقط لارضحي غرامة، ودفع غرامة سائق الإبرة، والشاش، مقص Metzenbaum، مقص بضع الوتر، المشبك منحني صغيرة، شفرة مشرط، والبولي بروبيلين 6-0، 4-0 قطع polyglactin خياطة، خياطة الحرير 3-0 (4-0 خياطة الحرير بالنسبة للفئران)، إبرة 18G، 22G إبرة طرف كليل، إبرة 25G، 1 مل حقنة مليئة المالحة، وأنابيب البولي إثيلين 50 (PE-50) لفترة من ~ 10 سم.
    2. مضيئة في نهاية أنابيب PE-50 من خلال تعريض برفق إلى لهب. يجب الحرص على عدم الذوبان في نهاية الخروج أو حبس لمعة (ويمكن التحقق من ذلك عن طريق ضخ المياه المالحة من خلال إبرة 25G متصلا نهاية "غير المشتعل" وضمان تدفق). هذا بمثابة مرساة للحفاظ على أنبوب داخل المثانة (الشكل 5).
    3. استخدام مقص الحلاقة لإزالة الفراء من ظهر كل من الحيوان بين الكتف وأسفل البطن على ventrum.
    4. الإعدادية المجالات مع betadine والايثانول 70٪. وضع الحيوانات المعرضة على الستارة.
    5. جعل شق 1 سم على ظهر بين لوح الكتف. باستخدام مقص Metzenbaum، تطوير طائرة بين الجلد والعضلات الكامنة من خلال وضع نصائح من مقص في الطائرة ونشرها لإنشاء نفق حوالي في البطن بطني.
    6. إعادة وضع ضعيف للحيوانات. جعل شق البطن وفضح المثانة كما سبق في خطوات 2،1-2،4. الحد من المثانة مرة أخرى في البطن.
    7. وضع المشبك صغيرة في نفق تحت الجلد الخاص تم إنشاؤها في 5.6 خطوة بدءا من شق الجلد ظهري. باستخدام أصابعك لحماية محتويات داخل البطن، بيرس من خلال جدار البطن مع نصائح من المشبك في البطن.
    8. فهم لياليmooth نهاية للأنابيب PE-50 مع الشبك وجرها عائدة من خلال شق ظهري. ضمان عدم سحب نهاية bulbed الماضي جدار البطن (الشكل 6).

    6. وضع أنبوب فغر المثانة

    1. تسليم المثانة من خلال شق. من هذه النقطة، ينبغي التعامل معها في المثانة مع ملقط غرامة لمنع الصدمات إلى المثانة التي يمكن أن تسبب الضرر أو الالتهاب الذي يمكن أن تحرف نتائجك cystometric أو تؤدي إلى عدم الراحة الإضافية للحيوان بعد العملية.
    2. جعل علما موقع المقترح لأنبوب فغر المثانة. وينبغي وضعها في قبة المثانة (متفوقة على قطعة زيادة). وذلك لمنع التلوي أو انسداد أنبوب.
    3. باستخدام خياطة البولي بروبلين 6-0، وضع غرزة pursestring في قبة المثانة على النحو التالي: مكان رمي أولا من خلال جدار المثانة طوليا، الأفقي للموقع المقترح لأنبوب فغر المثانة. ترك المشبك صغيرة على نهاية فضفاضة بحيث لا يتم خياطة وانسحبت دون قصد كل وسيلة من خلال. وضع رمي المقبل في الاتجاه العرضي، بدءا ذاهب لأول مرة في جدار المثانة الوحشي قليلا للخروج من الرمية الأولى.
    4. لا يسحب الخيط مشدود. وضع مواز لديك خاط المقبل لأول الخاص بك (طوليا) الخوض في المثانة رأسيا فقط إلى موقع للخروج من خاط الخاص بك، وآخر عرضي. وسوف تبدأ في رمي 4 الجانبية للخروج من غرزة الماضي ونهاية بجوار مدخل لرمي الاولى جدا. القيام به بشكل صحيح، وهذا يشكل مربع كفافي حول موقع القسطرة المقترح (الشكل 7).
    5. باستخدام إبرة 18G، تخترق جدار المثانة في مركز للخياطة pursestring. يجب الحرص على عدم ثقب عميق جدا (ما يكفي لمجرد أن يكون داخل اللمعة). وضع نصائح من الملقط الخاص غرامة في افتتاح ونشر بلطف لتوسيع الحفرة.
    6. إدراج نهاية bulbed لقسطرة في خلل فيالمثانة حتى أنه من داخل اللمعة. سحب الخيط pursestring مشددة حول القسطرة وربطة عنق عليه. وهذا ينبغي أن حزام السرج جدار المثانة حول القسطرة ابقائها في مكانها (الشكل 8).
    7. تأخذ واحدة من نهاية الخيط وألفه حول القسطرة مرة واحدة وربط هذه وصولا الى تأمين مزيد من القسطرة.

    7. اختبار قسطرة وإغلاق شق البطن

    1. بإبرة 1 مل حقنة و25G، أدخل الإبرة في أنابيب وحقن ببطء المالحة ليتمدد في المثانة. مراقبة لتسريبه حول القسطرة. ذات مرة كنت ترى تسرب من مجرى البول، ونضح المياه المالحة لضغط المثانة مرة أخرى.
    2. إغلاق شق البطن على النحو الوارد أعلاه في خطوات 4،1-4،4.

    8. إغلاق الفتحة الظهرية وتأمين قسطرة (بالنسبة للفئران)

    1. إعادة الحيوان المعرضة.
    2. قطع أنابيب القسطرة على مستوى الجلد مع مقص. اضافة الى وجود حادة 22G منظمة الشفافية الدوليةف إبرة في الأنابيب.
    3. إغلاق الجلد فوق أنابيب مع polyglactin 4-0 بطريقة تشغيل. ترك محور إبرة البثق من الجلد.
    4. تضع قبعة خط الوريد على إبرة حادة. استخدام 3-0 خياطة الحرير، وتأمين طرف القسطرة على الجلد (الشكل 9).
    5. تنظيف الجرح. نقل الفئران في قفص، دافئة نظيفة لالصحوة من التخدير.

    8. * إغلاق الفتحة الظهرية وتأمين قسطرة (للحصول على الفئران أو الجرذان)

    1. * حبس نهاية البعيدة للقسطرة بواسطة مجعد أو باستخدام اللهب لإذابة نهاية.
    2. * لفائف نهاية الأنبوب وترك الأمر في جراب تحت الجلد على ظهر الحيوان (لا قطع الأنابيب لتقصير منه)، الشكل (10).
    3. * أغلق الجلد فوق أنابيب مع polyglactin 4-0 بطريقة تشغيل (الشكل 11).
    4. * وفي يوم من قياس المثانة، وإعداد شق ظهري مع betadine والايثانول 70٪. فتح شق ظهري تحت التخدير وإزالة أنبوب ملفوف من الحقيبة تحت الجلد. إغلاق شق. توقظ الحيوان من التخدير وإجراء قياس المثانة عندما يكون مستيقظا تماما.

    9. نتائج ممثل - الطرق الجراحية

    يجب أن تكون المثانة مجددة المياه ضيق وقت ممكن لتجنب المضاعفات المتصلة تسرب البول كبيرة (الشكل 3). ألم أو إزعاج واضح وعادة ما يرتجف أو الخدش وتلتهم في شق البطن. ويمكن إدارة هذا مع حقنة تحت الجلد يوميا من هذا القبيل المضادة للالتهاب غير الستيرويدية مثل meloxicam (0،5-1،0 ملغم / كغم من تحت الجلد). عادة، الحيوانات الوحيدة تتطلب الحقن لأول 3 أيام بعد العملية. ويمكن استكمال هذا مع مثل المواد الأفيونية مثل البوبرينورفين (،05-،1 ملغم / كغم من تحت الجلد كل ساعة 8-12)، الحاجة. وينبغي رصد هذه الحيوانات 3 مرات يوميا لمدة الأيام الأولى بعد العملية 3، TWالثلج يوميا لمدة أيام بعد الجراحة 3-5 ثم يوميا بعد ذلك لتقييم للألم، وعلامات للعدوى، كاف التئام الجروح، والنشاط، والاستمالة، وتورم الجلد. يتم إعطاء المضادات الحيوية (Baytril، 5mg/kg تحت الجلد كل مدار 24 ساعة في وحدة تخزين لا تزيد عن 0.1 مل) لأول عملية جراحية ساعة 72 التالية، كما هو الوقاية من العدوى الجراحية. بوادر انتعاش طبيعي والتمشي العادي ومستويات النشاط، والتغذية المناسبة والشرب، وعدم وجود الألم أو الضيق (أي النطق) والتنشئة الاجتماعية العادية مع cagemates. يجب إعطاء وقت استرداد ما لا يقل عن 5-7 أيام قبل تحليل cystometric، للسماح للشفاء التهاب المثانة وانخفض التي يمكن أن تؤثر على النتائج.

    Cystometric تحليلات

    10. Cystometric تحليل مستيقظا

    1. الإعداد صفها مع MLT844 ADInstruments مع التقاط البيانات وتحليلها مع V6 LabChart (ADInstruments)، والتسريب مع حقنة هارفارد مضخة 22 (هارفارد Apparaطوس، Holliston، MA)، على الرغم من أن أنظمة أخرى مماثلة تتوفر (الشكل 12).
    2. معايرة كل حجم وضغط على أساس مواصفات نظام cystometric المستخدمة.
    3. وضع الحيوانات في أقفاص التمثيل الغذائي (أقفاص مع سلك شبكة أرضية) والتي علقت اكثر من الحجم الكبير. يتم توصيل النطاق لمحول.
    4. تطهير النظام من أي فقاعات الهواء، وضمان تدفق مستمر من مضخة الحقن في الوريد.
    5. ربط نظام التقاط البيانات إلى جهاز كمبيوتر ومراقبة لاقتفاء أثر البيانات. تعديل الجدول وفقا لذلك. وسيتم ضغط المثانة وحجم البول سجلت بشكل مستمر.
    6. الوصول إلى القسطرة فوق العانة بإبرة 27G متصلة عبر أنبوب-T لتحويل طاقة الضغط ومضخة التسريب. بدء ضخ المياه المالحة الفسيولوجية عند 12.5 ميكرولتر / دقيقة للماوس و 100 ميكروليتر / دقيقة للفأر.
    7. السماح للنمط يفرغ تتبع لتحقيق الاستقرار (المثانة ارتفاع الضغط، تليها الفراغ). هذا عادة ما يستغرق يقاربmately 10-20 دقيقة. تسجيل دورات التبول ل45-120 دقيقة أو على الأقل دورات يفرغ 3-4.
    8. ملاحظة الإجراء بأكمله في الوقت الحقيقي لاستكشاف لمضاعفات من شأنها أن تؤدي إلى قطعة أثرية (أي التلوي القسطرة، وعرقلة، وغيرها، وانظر أدناه مناقشة).
    9. وقف التسريب، قطع القسطرة من النظام، وعودة هذا الحيوان إلى قفصه.

    11. Cystometric تحليل اللاوعي (لا يوجد القسطرة فوق العانة)

    1. تخدير الحيوان مع يوريتان (1-2 جم / كجم) حقن داخل الصفاق (IP).
    2. فضح المثانة كما سبق في خطوات 1،3-2،4.
    3. معايرة نظام كما في الخطوة 9.2. إعداد النظام كما في الخطوة 9،4-9،5.
    4. اضافة الى وجود إبرة 27G متصلة عبر أنبوب-T لتحويل طاقة الضغط ومضخة التسريب في الجانب الوحشي من المثانة.
    5. تسجيل دورات التبول ل45-90 دقيقة.
    6. توقف ضخ، وإزالة إبرة من المثانة والموت ببطء الحيوان. </ لى>

    12. نتائج ممثل - تحليلات Cystometric

    ويمكن بعد ذلك اقتفاء أثر أورودنميك يتم تحليلها لاستخلاص معايير مثل حجم باطلة، والامتثال، ذروة الضغوط يفرغ، في جملة الفاصلة الانكماش، التبول دورة الزمن وحجم الفراغ آخر المتبقية.

    ويمكن تقسيم مخطط المثانة في مرحلة التعبئة ويفرغ. مرحلة التعبئة العادي هو جزء من دورة في التبول التي تمتلئ المثانة مع تغيير طفيف جدا في الضغط داخل المثانة. مرحلة يفرغ الطبيعي للبحث عن المفقودين وتتألف من زيادة مضطردة في الضغط داخل المثانة المقابلة لانكماش النافصة. ويطلق على أعلى الضغط الذي تم التوصل إليه خلال المرحلة يفرغ من البحث عن المفقودين الضغط يفرغ الذروة. ويمكن أن يفرغ ذروة ارتفاع ضغط تشير إلى نمط يفرغ الانسداد، والمثانة أو شبك hypercontractile 1 في القسطرة ليرة سورية. ويمكن حساب الامتثال من خلال الحصول على نسبة من حجم غرست الدورينانوغرام في مرحلة التعبئة والتغير في الضغط (الامتثال = ΔV / ΔP). والمثانة hypocompliant هي واحدة غير قادرة على استيعاب كميات كافية البولية عند ضغوط منخفضة. ويمكن حساب الفاصل الزمني intercontraction من خلال تحليل الوقت بين اثنين من تقلصات كما نشاهد في مخطط المثانة. فاصل قصير intercontraction هو موح من المثانة العصبي. الوقت دورة التبول يشير إلى الوقت الذي يستغرقه لملء كامل ويفرغ لاستكمال المرحلة ويمكن التأكد بسهولة من خلال تحليل التعقب. في ختام لقياس المثانة، يمكن الحصول على مرحلة ما بعد الفراغ المتبقية (PVR). يتم ذلك عن طريق الشفط القسطرة فوق العانة عند الانتهاء من انكماش النافصة. هذه المعلمات مساعدة المحقق دراسة موضوعية لديناميات المثانة والمثانة يملأ ويفرغ.

    الشكل 1
    الشكل 1. صورة للشق البطنوقذف في المثانة.

    الشكل 2
    الشكل 2. شق المثانة مع التعرض للتجويف المثانة.

    الشكل (3)
    الشكل 3. التكامل من عملية الزرع على جدار المثانة.

    الشكل 4
    الشكل 4. صورة للشق مغلقة.

    الشكل 5
    الشكل 5. نهاية متوهج للأنابيب PE-50.

    الشكل (6)
    الشكل 6. PE-50 أنبوب (قسطرة) من خلال شق ظهري.

    الشكل 7
    الشكل 7.Pursestring خياطة.

    الشكل 8
    الرقم 8. تأمين قسطرة إلى المثانة.

    الشكل 9
    الشكل 9. المضمونة محور القسطرة.

    الشكل 10
    الشكل 10. ملفوف أنابيب في كيس تحت الجلد.

    الشكل 11
    الرقم 11. إغلاق الجراحي الظهرية.

    الشكل 12
    الرقم 12. مثال cystometric انشاء.

    الشكل 13
    الرقم 13. قياس المثانة الممثل البحث عن المفقودين.

Discussion

التقييمات Cystometric من تكوينات مادة بيولوجية بعد زرع المثانة وزيادة في النماذج الحيوانية الصغيرة يمثل خطوة هامة في تحديد التحقق من صحة أفضل الخصائص الهيكلية والميكانيكية والتصاميم مصفوفة لاستخدامها في الحالات السريرية. في هذه الدراسة، فإننا وصف الطرق الجراحية لإجراء عملية تكبير المثانة لدى الفئران والجرذان، وكذلك تقنيات cystometric لتحديد خصائص انسداد المثانة الأجهزة هندسيا لتقييم وظيفي. وقد استخدمت هذه التقنيات في أننا تجارب متعددة تشمل كلا من الفئران والجرذان، مع كل تجربة تتألف من القوارض + 30 بدون القضايا الهامة. مختبر أبحاثنا هي عبارة عن تكتل متنوع من العلماء والجراحين الأساسية الطبيب، والجراحين مع ما لا يقل عن 5-6 سنوات من الدراسات العليا التدريب الجراحية الجوانب الإجرائية لهذه التجارب.

بغض النظر عن نوع المستعملة مادة بيولوجية، ودي الكبرىfference بين زيادة المثانة لدى الفئران مقابل الفئران هو حجم المثانة. نظرا لصغر حجم المثانة، وتشريح، وإدراج مادة بيولوجية أكثر صعوبة من الناحية الفنية في الماوس. للمساعدة في التصور، ويمكن استخدام المجهر الجراحي. منذ حجم المثانة لدى الفئران هو أكبر، وأنها أكثر استعدادا لحالات أكثر من إجراء واحد لابد من تنفيذها على المثانة (على سبيل المثال زيادة ووضع القسطرة فغر المثانة). بالإضافة إلى ذلك، يصف بروتوكول فوق استخدام أنابيب PE-50 للجرذ 13، ومع ذلك، القسطرة حجم أكبر، وتصل إلى PE-100 المستخدمة قد تم، وخاصة بالنسبة للدراسات طويلة الأجل 14. في الفئران، ويمكن الاستفادة من عيار أصغر مثل أنابيب PE-10 15،16، ولكن ينبغي أن يوضع في الاعتبار أن أنابيب مرنة أصغر حجما وأكثر قد لا نقل تغيرات الضغط على محول بدقة. كذلك، فإن طريقة بديلة لتأمين القسطرة على ظهر (الخطوة 8 * أعلاه) ويتم ذلك في ميلم بسبب حجمها أصغر الجسم وإبرة طرف كليل وقبعة الرابع هي مرهق للغاية. وعيب هذا هو الحاجة للتخدير لاستخراج نهاية القسطرة في كيس تحت الجلد قبل قياس المثانة.

وقد أظهرت الدراسات أن في الأيام الأولى الأولي (0-4 أيام) بعد موضع القسطرة، قياس المثانة وكشف الضغوط العالية وفرط نشاط المثانة مع وحدات التخزين يفرغ منخفض. ظهرت هذه النتائج لتحقيق الاستقرار في جميع أنحاء السادس إلى اليوم السابع 14،17، وبالتالي، وربما كان توقيت مثالي لتقييم cystometric. ومع ذلك، فإن معظم التقارير في الأدب أداء قياس المثانة في غضون أول 3 أيام من قسطرة 18، والحسابات هذا لتباين واسع في المعلمات أعلاه بالنسبة للوقت. ترك قسطرة فوق العانة لمدة أطول من 3 أيام تحمل معها حالة مرضية مختلفة مثل خطر من الحجارة، والخلع، والعدوى، بيلة دموية وانسداد القسطرة مع الحطام.

<وقد وصفت ف الطبقة = "jove_content"> معدلات ضخ مختلفة خلال قياس المثانة من 1-3mL/hr بالنسبة للفئران و15،16 10-11mL/hr للفئران 13،19،20. يمكن أن معدلات ضخ Supraphysiologic يسبب ضغوطا مرتفعة زورا 14. نحن نستخدم معدل ضخ 12.5 ميكرولتر / دقيقة (0.75 مل / ساعة) ويمكن أيضا للفئران و 100 ميكروليتر / دقيقة (6 مل / ساعة) بالنسبة للفئران في الإعداد لدينا، ولكن انخفاض معدلات استخدامها. وينبغي أن درجة حرارة المياه المالحة الفسيولوجية تكون على الأقل درجة حرارة الغرفة، على الرغم من دافئ (37 درجة) المالحة هو أكثر المثلى لتجنب فرط نشاط المثانة وأثار مع غرس حل الباردة. في قياس المثانة مستيقظا، من الأهمية بمكان للسماح لتحقيق الاستقرار في نمط يفرغ كما الحيوان تعديلها ليصبح القفص، والتي في تجربتنا يتطلب فترة من 10-20 دقيقة ~. بعد هذا، يمكن تسجيل الدورات العادية للتبول 45-120 دقيقة أو في الحد الأدنى دورات يفرغ 3-4. ينبغي مراعاة هذا الحيوان في الوقت الحقيقي منذ الحيوان موفن بحريةويمكن ز والمضاعفات مثل التواء أو مجعد القسطرة تغيير تحليل cystometric. الحد من الضوضاء البيئية خلال قياس المثانة هو المطلوب لتقليل حركة الحيوانات والأعمال الفنية اللاحقة. قياس المثانة فاقد الوعي لا يملك المشاكل المصاحبة مثل قياس المثانة مستيقظا، ولكن ثبت التخدير متعددة لمنع تقلصات المثانة عفوية. هذا تثبيط يقابل مباشرة إلى المدة المتوقعة لعمل أدوية التخدير، أي عندما تخف حدة تأثير مخدر، تقلصات عفوية استئناف 14. وعلاوة على ذلك، كانت الضغوط تقاس عندما فاضت المثانة، وزيادة إحصائيا في الفئران تخدير، وكلاهما على قيد الحياة وبعد الوفاة، مما يشير إلى تأثير على خصائص الإذعان السلبي للجدار المثانة. ويظهر هذا التأثير مع 21 بنتوباربيتال، الكيتامين، و. كلورالوز IM / IP، بالإضافة إلى هالوثان المستنشق وداخل القراب nesacaine 14 وأجرت دراسة واسعة من مختلف confir التخديرم هذه النتيجة مع قمع منعكس التبول لمواد التخدير على حد سواء الاستنشاق (isoflurane وmethoxyflurane)، والباربيتورات (بنتوباربيتال وthiobutabarbital) تحت التخدير مستويات معتدلة 17. وقد لوحظ هذا التأثير مع ضوء المستويات حتى المسكنات أو التخدير مع أدوية مثل الفنتانيل-دروبيريدول والكيتامين الديازيبام، وكما في الدراسة السابقة، حيث أن تأثير التخدير هدأت، وكذلك فعل تثبيط 17. لهذا الإجراء، يمكن استخدام الحقن داخل الصفاق يوريتان منذ تم التدليل على أن يتم الاحتفاظ تبول لا ارادي في الوقت الذي تسمح أيضا للتخدير كاف 17،22. وعلاوة على ذلك، يلاحظ وجود أي تأثير فيما يتعلق الضغوط التبول 23. يوصف وضع القسطرة فوق العانة لقياس المثانة هنا، لأنه تبين القسطرة داخل الاحليل لديها أعلى منحنيات ضغط المثانة وانخفاض معدلات تدفق تتفق مع النسبية المثانة انسداد مخرج 24.وعلاوة على ذلك، قسطرة داخل الاحليل هو ممكن فقط في الحيوانات تخدير، وحتى ذلك الحين، قسطرة يمكن أن يكون صعبا، وخصوصا في القوارض والفئران الذكور.

في الختام، واختيار النموذج الذي ترغب في استخدامه لتكبير المثانة و / أو تحليل cystometric يعتمد على أهداف دراسة محددة. من الناحية التقنية في نموذج الفئران يحمل بوضوح ميزة للأسباب التي ذكرناها آنفا. ومع ذلك، يمكن استخدام نموذج الفأر في دراسات تقييم أدوار محددة المنتجات النهائية الجينات المرمزة في أمراض المسالك البولية، وذلك بسبب قابليتها للتلاعب الجيني. هذا ليس ممكنا عادة في الفئران.

قياس المثانة مستيقظا معظم بدقة يحاكي الحالة الطبيعية الفسيولوجية في هذه الحيوانات التي تخضع لدورات التبول بهم، وغير ذلك، من المرجح أن يعطي عزم أكثر موثوقية الفسيولوجية في وظيفة المثانة. وعلاوة على ذلك، فإن المتغير التباس من الآثار المباشرة لليتم تجنب nesthetics على وظيفة المثانة.

Disclosures

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

Acknowledgments

وتم تمويل هذه الدراسات، في جزء منه، من قبل مستشفى الأطفال في بوسطن صندوق جراحة المسالك البولية للإيرادات الأوقاف والمعاهد الوطنية للصحة منح NIBIB P41-EB002520 (كابلان)؛ NIDDK T32-DK60442 (فريمان)؛ NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). نحن نعترف الدكتور بيتر Zvara من جامعة فيرمونت للحصول على المساعدة في إنشاء تقنية لوضع أنبوب فغر المثانة وقياس المثانة.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Shaving shears Preparation of rat/mouse for surgery
Sterile drapes, betadine, 70% ethanol, sterile gauze Preparation of sterile surgical field
Instruments:
Scalpel blade Skin incision
forceps with teeth Manipulating skin
Fine forceps Atraumatic (no teeth), no serrations or with fine serrations to manipulate
Small needle driver Sharp tissue dissection
Metzenbaum scissors Bldder incision
Tenotomy scissors For retraction sutures and to develop subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Small curved clamps Subcutaneous tunnel (cystostomy catheter)
Sutures:
6-0 polypropylene sutures Bladder stay sutures and pursestring suture
7-0 polyglactin suture Anastomosis of scaffold to bladder
4-0 polyglactin suture Closure of muscle/skin
3-0 or 4-0 Silk suture Securing catheter tip to skin
Needles and syringes:
18 Gauge needle Piercing the bladder for cystostomy catheter
25 and 30 Gauge needles Testing bladder for leakage
1 mL saline filled syringe
22 Gauge blunt tip needle
Cystostomy catheter:
PE-50 tubing
Lighter Flaring PE-50 tubing
Small curved clamp Developing subcutaneous tunnel
Cystometry:
MLT844 ADInstruments data capture and LabChart software Pressure data acquisition
Harvard 22 syringe pump (Harvard Apparatus, Holliston, MA) Fluid infusion pump
Anesthetics (Unconscious cystometry):
Isoflurane Induction/maintenance of general anesthesia
Urethane Unconconscious cystometry
Bupivicaine or equivalent Local anesthesia
Meloxicam Post-operative analgesia
Buprenorphine Post-operative analgesia

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Atala, A. Tissue engineering for bladder substitution. World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).
  2. Roehrborn, C. G. Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH). Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).
  3. Niknejad, K. G., Atala, A. Bladder augmentation techniques in women. Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).
  4. Hensle, T. W., Gilbert, S. M. A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children. Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).
  5. Somani, B. K. Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study. J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).
  6. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367, 1241-1246 (2006).
  7. Sharma, A. K. A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Stem Cells. 29, 241-250 (2011).
  8. Chung, S. Y. Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition. J. Urol. 174, 353-359 (2005).
  9. Ashley, R. A. Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model. BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).
  10. Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model. BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).
  11. Gomez, P. 3rd The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).
  12. Mauney, J. R. Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation. Biomaterials. 32, 808-818 (2011).
  13. Persson, K. Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats. Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).
  14. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).
  15. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).
  16. Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide. J. Urol. 183, 780-785 (2010).
  17. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).
  18. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).
  19. Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion. Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).
  20. Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. The role of the rhabdosphincter in female rat voiding. BJU Int. 94, 138-142 (2004).
  21. Malmgren, A. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).
  22. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).
  23. Cannon, T. W., Damaser, M. S. Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat. Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).
  24. Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. Comparison of cystometric methods in female rats. Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics