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Published 5/17/2013
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Neuroscience

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Summary

私たちは、ワームでamylopathiesの側面を研究するための方法を説明

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Duan, Z., Sesti, F. A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study. J. Vis. Exp. (75), e50435, doi:10.3791/50435 (2013).

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Abstract

Amylopathyは時間とともに組織におけるアミロイドβ(Aβ)の異常合成と蓄積を説明する用語です。 Aβは、アルツハイマー病(AD)の特徴であり、レヴィー小体認知症、封入体筋炎および脳アミロイド血管症1-4に見出される。 Amylopathiesは徐々に時間を使って開発。このような理由から短い寿命を持つ単純な生物は、これらの条件の分子の側面を解明するのに役立つ可能性があります。ここでは、ワームの線虫(Caenorhabditis elegans)を用いたAβ媒介神経変性を研究するための実験プロトコルを記述します。したがって、私たちは大人雌雄同体の生殖器合胞体にコードするDNA人間Aβ42を注入することにより、トランスジェニックワームを構築する。形質転換線は突然変異誘発によって誘発される積分によって安定化される線虫は、それらの卵を採取し、播種によって同期化時代である。 Aβ42を表現するニューロンの機能が(適当な行動アッセイで試験される走化性アッセイ秒)。胚から得られた一次ニューロン培養は、行動データを補完し、抗アポトーシス性化合物の神経保護効果を試験するために使用される。

Introduction

アミロイドベータ(Aβ)βおよびγセクレターゼ1によるアミロイド前駆体タンパク質(APP)の連続的切断後に形成される36-43アミノ酸のペプチドである。 γセクレターゼは、AβペプチドのC末端を処理し、その変数の長さ5を担当する。 Aβの最も一般的な形態は、Aβ40Aβ42、より一般的なAD 5などの病態に関連している後者である。アミロイド線維6を形成するために集約すること、高濃度Aβフォームβシートで。線維預金は、ニューロンを取り巻く老人斑の主成分である。両方斑および拡散性、非プラークAβオリゴマーは、Aβの基礎となる病原形を構成すると考えられている。

神経amylopathiesの実験室での研究は、時間とともにこれらの条件が進歩という事実によって複雑になる。したがって、それはimportanですがマウス、短い寿命に遺伝的に扱いやすい動物モデル相補的開発するT。これらのモデルはamylopathies通常は細胞および分子とそのシンプルさのおかげでの特定の側面を解明するために使用することができ、問題の本質をキャプチャするために役立ちます。ワーム線虫(Caenorhabditis elegans)の滝がこのカテゴリです。それは短い寿命を持っている、〜20日と加えて、遺伝子発現、タンパク質輸送、神経接続、シナプス形成、細胞シグナリング、および死の調節など、基本的な細胞プロセスは、哺乳類7に似ています。ワームのユニークな特徴は、強力な遺伝学と独立して血管損傷の神経損傷を勉強できるように血管系の欠如が含まれています。一方、脳の欠如は、Cの使用を制限する神経変性の多くの側面を研究する 。また、病変の解剖学的分布の再現性と識別は、この生物において行うことができない。その他の制限管理ポイントは、遺伝子発現プロファイルおよび複雑な挙動とメモリ機能障害の違い両方を評価する難しさが挙げられる。ここでは、Cを生成する方法を説明amylopathiesのエレガンスモデル

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Protocol

1。トランスジェニックワームの構築

  1. 変換。
    1. インジェクションパッドを準備します。ガラスカバースリップ上に、水に溶解し、ホット、2%アガロースのドロップを置きます。素早く降下に第二カバースリップを置き、軽くそれをタップします。アガロースが固化した後、離れてカバースリップをスライドさせて、80℃の真空オーブン中でカバースリップパッドを焼く°CO / N.
    2. ピペットを引き出します。私たちは、1/0.5 mmのフィラメントとOD / IDホウケイ酸毛細血管を引っ張ってサターP-97プーラーを使用しています。ピペットは、後の段階で開いた壊れているクローズドチップで偽造されています。
    3. 注射ミックスを調製する。 150 ng /μLの最終濃度に興味のあるDNA(コンストラクトあたり20 ngの/μl)を加えて、空のプラスミドDNAを含む注射液を作る。任意の汚染物質を除去するために注射液を遠心分離。汚染物質は、変換効率を低下させるため、この手順は重要です。 Bに新しいチューブにトップ5μLを(破片やその他の汚染物質が底に集める)を転送注射で使用する電子。
    4. 毛細管現象によって注入ミックスをロードします。ピペットの底部は、注射混合物に浸漬される。典型的には0.5μlの100ワームを注入するのに十分である。
    5. インジェクションピペットをロードします。マイクロマニピュレータのホルダーにピペットを挿入し、アガロースパッド上の破片に対してスライドガラスまたは代わりに取り付けられたカバースリップの端にその先端を擦ってオープンそれを破る。これは大きすぎるヒントダメージワームとして重要なステップであり、小さすぎるのヒントは簡単に目詰まりしています。壊れた先端部の品質は、流量による最も重要な形状とすることにより判断することができる。流量は、噴射圧力に応答してハロカーボン700の油滴中に浸漬オープン先端から流入する気泡の大きさによって評価することができる。
    6. インジェクションパッドにワームを転送します。インジェクションパッド上700ハロカーボン油の滴を置き、油に(初心者のための1または2)いくつかのワームを転送します。まで、パッド上にワームを押し下げるために選ぶワームを使用して、yはアガロースに準拠しています。ワームは、同じ方向を向いて腹の辺を持つ行に配向する必要があります。ワームの頭に触れないようにしてください。ワームがパッドに付着しなかったいくつかの試みの後の場合は、新鮮なパッドと交換またはアガロースの厚さ、および/または濃度を高める。
    7. ワームにピペットを挿入します。ステージを移動することにより、ピペットの下にワームを位置付ける。その細胞は、多くの生殖細胞核によって共有されているため、生殖腺の中核でピペットを置きます。これは多くの子孫に注入するDNAを提供する可能性が高くなります。ピペットは、ワーム(〜15°-25°の角度)とほぼ平行である必要があります。皮膚が押されるまで、垂直にワームのボディ下にピペットの先端を押してください。その後、そっと先端の挿入を誘導するためにマニピュレータをタップします。最良の結果を得るには、両方の生殖腺を注入。
    8. DNA溶液を注入する。性腺うねりまでピペットに圧力を適用します。流れを停止し、ピペットからワームを引く。流れのための針をテストしてから移動次のワームを繰り返し注入ステップへ。
    9. ワームを回復:ワームでリカバリバッファのドロップ(〜10μl)を追加し、ワームは水泳始めるまでインキュベートする。ワームは水泳を再開し、溶液がほとんどM9になるまで数回繰り返すまではM9の等量を追加し、待つ。個別シードプレートにワームを転送します。
  2. 統合。
    1. 新鮮なプレートに40の健康な、よく飼育、L4ワームを置き
    2. 40分間4,000ラドとγ線で照射。新鮮、OP50シードプレート(4ワーム/プレート)で照射ワーム(P0)を転送します。ワームは、代わりに300 J / m 2でUVの線量で照射することができる。
    3. 各プレートから個々のプレート10〜20 F1の形質転換体は、ラベル対応P0を原点とプレートを転送します。
    4. 別のプレートに各F1 2-4 F2形質転換日シングル。形質転換マーカーの100%の伝送のためのF3子孫をチェックしてください。通常、照射ワームウィルからの子孫の1〜3%lは統合イベントを持っている。
    5. 三つ以上の独立した形質転換株の株式を作る。

2。行動アッセイ

  1. 年齢同期。
    1. 標準の10センチNGMプレート+ OP50 E.でワームを育てる妊娠成人の大規模な人口まで大腸菌 (3-5日)に達した。
    2. 1ミリリットルM9バッファーに懸濁して50ミリリットルファルコンチューブにワームを収集します。
    3. 3分間450 xgで5ミリリットルM9バッファと遠心を追加します。上清を捨てます。 3〜4倍を繰り返します。
    4. 最後の遠心分離の終わりに、上清を除去し、ペレット化したワームへの基本的な次亜塩素酸塩溶液(0.5 M NaOHを、新たに混合し、1%次亜塩素酸)の10ボリュームを追加します。 〜10分間室温でインキュベートする。溶解反応は、カバースリップ上で溶解反応の低下を確定し、顕微鏡下でワームを調べることによってモニターすることができる。ワームの約80%が破壊されたときに反応を停止する必要があります。
    5. アドインによる溶解反応を停止させる無菌卵バッファgが同じボリューム。
    6. 5分間450×gで遠心分離することにより卵(と死体)を収集。
    7. 無菌卵バッファ2〜3倍で卵を洗ってください。
    8. M9バッファとシードそれら標準NGMプレート上に卵O / Nをインキュベートする。
  2. 走化性アッセイ。
    1. 寒天大体0.5x0.5x0.5センチのいくつかの部分を準備します。私たちは、10センチプレートに寒天を堆積し、我々はそこから寒天チャンクをカット。
    2. 2時間のために必要な誘引を(飽和、ほぼ飽和濃度で)を含む溶液で寒天チャンクを浸す。典型的な誘引は、リジン(0.5M)、ビオチン(0.2 M)である。
    3. 試験スポットの位置と制御点が( 図1A)とマークされていた10センチ試験プレートに寒天チャンクを堆積させる。平衡とグラデーションO / N( 図1B)の形成を可能にする。単一の実験のために5プレートを準備します。
    4. 事前の実験では、20mMのNaN 3を(ANEST10μlのを追加各スポットへhetic)。
    5. プレートの中央に20歳同期ワームを置きます。 20℃のインキュベーター内でプレートを置き
    6. 1時間後、テスト/制御スポットに動物を数え、次のように走化性指数(CI)を計算: 式(1)ここで、N、N テストとN Cntを。、動物の総数を示し、テストスポットとコントロールスポットの動物数の動物の数。

3。プライマリ胚細胞培養

  1. 年齢同期に記載されているようにワームを溶解する。
  2. 5分間450×gで滅菌卵バッファと遠心分離機の同じ体積を添加して溶解反応を停止させる。優しくペレット化卵を失わないように注意しながら上清を捨てる。 2-3Xまたは上清が透明になるまで繰り返します。
  3. ペレット化した卵(と死体を再懸濁し2)mlの滅菌卵バッファに、卵·バッファ内の無菌の60%ショ糖2 mlを加える。卵は完全に手やボルテックスによって(彼らは遠心下塊を形成する傾向があるように)再懸濁されるまで、このソリューションを混ぜる。
  4. 15分間450×gで遠心分離します。
  5. 慎重に滅菌チューブに上清を(卵を含む)を譲渡する。死体と溶解の副産物他が含まれているペレットを捨てます。
  6. 卵バッファに卵を再懸濁し、5分間450×gで遠心分離することによって残留蔗糖を削除します。優しく上清を回収し、廃棄する。 3倍を繰り返します。
  7. 層流フードの下で卵の殻を消化​​するために、室温で1 U / mlのキチナーゼを含む無菌卵バッファにペレットに卵を懸濁します。 30分後、反応を(反転された細胞培養顕微鏡)を監視し始める。キチナーゼの各バッチは、わずかに異なる活性を有する。典型的に消化物を1時間で完了する。
  8. 大体70〜80%の卵の殻は、キチナーゼアドCM-15(L-15細胞培養MEDによって消化されている場合イウム)は、10%ウシ胎児血清、50 U / mlのペニシリン、および50μgの/ mlのストレプトマイシンを含有する。 27ゲージで注射器を用いて細胞を解離。無傷の胚を除去するためにフィルター5.0μmで、細胞や幼虫の塊と細胞懸濁液をろ過する。
  9. ペレット15分間450×gで遠心分離によって解離細胞懸濁液。上清を除去し、CM-15細胞培養培地でペレットを再懸濁します。
  10. ガラスカバー上のプレート解離細胞が水に溶解したピーナッツレクチン(0.1 mg / ml)でと以前にコーティングされたスリップ注:細胞が区別するために、基板に準拠する必要があります。
  11. 細胞を2週間以上、空気中でRT(16-20℃)に維持することができる。

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Representative Results

我々のプロトコルでは、我々は神経機能8に人間Aβ42オリゴマーの影響を研究。フラグメントをコードするヒトAβ42および火災ベクトルpPD50.52の人工シグナルペプチドコード配列は、末端にSmaIで1制限エンドヌクレアーゼ部位を導入したプライマーを用いて構築PCL12 9から増幅した。断片をSmaIで一意1部位10との間pPD95.75火災ベクトルで2,481 bpのFLP-6プロモーター配列を含有する構築物に挿入した。プロトコール1に記載された形質転換技術を用いて、我々は、ASEニューロン(FDX(ses25)株)8Aβ42発現するトランスジェニックワームを構築した。肯定的な形質転換体をマークするために我々は、特にASE権(ASER)ニューロン11にGFPの発現を駆動するP GCY-5 :: GFPレポーターを使用していました。乾いたアガロースが彼らの水を吸収するのでワームはパッドに固執する。したがって、それはクリュです金融動物が注射パッド上に配置され、そうでなければ、彼らは乾燥すると死んでしまうので、比較的迅速に注入していること。伝染体外配列を運ぶF1子孫の割合は変わる場合があります。典型的な値は3-7%台である。これは、DNAをお互いに相同組換えを受けるため、噴射ミックス(1.1.3)トランスジェニックDNA(通常は空ベクター)の非コードするDNAを共有する配列相同性を含有することが重要である。導入遺伝子の過剰発現が問題となる場合には、注射ミックスはスカ1で消化したゲノムDNAの50〜100 ngの/μLで補足しなければならない。 ASEニューロンは、ビオチンなどの水溶性の誘引を検出するため、その関数が行動アッセイ(走化性アッセイ、プロトコール2及び図1A及び1B)12で評価することができる。典型的な実験では、P GCY-5を表現する7日齢のワーム:: GFP単独(DA1262歪み)またはAβ42(FDX(ses25))を使用するためにテストビオチンに走。若いワーム(3-4日齢)でAβ42の発現の効果は控えめですが(走化性指数の〜10%減少し、リファレンスを参照してください。8)は既に検出されています。この実験の代表的結果は、 図1Cおよび1Dに示されている。ほとんどDA1262ワームが誘引スポット( 図1C)、または近くで発見された。これとは対照的にAβ42を表現する唯一の少数のワームが誘引スポット( 図1D)を見つけることができる。我々はそれぞれ、DA1262用ビオチン0.68のための走化性指数±0.09および0.12を取得する5試験板/遺伝子型で分配100動物/遺伝子型±0.04をテストし、FDX(ses25)。アクティブワームは個別に採取し、試験板の中央に移した。それはすぐにではないだけに重要ですが、またそうでなければ、彼らは数分間非アクティブなままと誘引を追跡するために失敗することがありますので、静かにワームを転送します。実験の終わりに私たちは、ワーム監視示唆そのパスを見てctivity。ほんの数曲が表示されている場合、我々は、通常、プレートを捨てる。

FDX(ses25)ワームのASERニューロンにおけるGFP蛍光(図示せず)は、人生の最初の11日以内に消えます。これは、これらの細胞はAβ42の存在に起因するアポトーシスを受けることを示唆している。そこで、例えば、カスパーゼ阻害剤としてのアポトーシスの広域スペクトル阻害剤N-(2 -キノリル)バリル-アスパルチル-(2,6 -ジフルオロフェノキシ)メチルケトン(Q-VD-OPH)13 ASER細胞の喪失を止めることができるか否かを判定する。この目的のために、我々は、プロトコル3に記載のように調製した胚14から、初代培養ニューロンASERを採用した。文化の中でニューロンの画像とともに若い(4日齢)FDX(ses25)ワームでASERニューロンの代表的な画像は、 図2A-Cに示されている。培養ASER細胞は短命であった( 図2D)。予想通り0.3μgの/ mlのQ-VD-OPHとのインキュベーションは、たて、毎日Cを補足 ompletely蛍光ASERニューロンの損失を停止しました。培養物の一次ニューロンを扱う場合には、適当な細胞密度を維持することが重要である。このパラメータは、主に卵を抽出するために使用されるワームの数によって異なります。我々は標準的な血球と細胞密度を測定し、細胞培養からの細胞培養に一定の細胞密度を維持するために、特定の世話をする。ものなど薬理実験はここで説明するために我々は4合流10センチのプレートを収穫することによって得られた200,000細胞/ cm 2と働いた。細胞を24ウェルプレートの12ウェルに播種した。最適な結果を得るためにはそれが塊を形成する傾向があるように播種する前に胚細胞を解離することも重要である。私たちは、27ゲージの針と貴族が前後に数回懸濁物を吸引して注射器を使用しています。これは一般的に、細胞(特に、最初に我々は顕微鏡下で懸濁物を確認することをお勧めします)のほとんどを解離するのに十分である。

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図1。走化性アッセイ。A.代表走プレート。誘引(ビオチン)とコントロールスポットが中空と黒丸でマークされています。B.ビオチンの勾配を確立するために使用される寒天の0.5 cmの直径の部分がロード走プレート。寒天片を誘引スポットの周りにワームのガラスパスツールピペット。C.描写分布の上側を使って10cmの板から切り出した。この例では、DA1262ワームの大半はFDX(ses25)ワームのためのC.のように誘引のソース(ビオチン)。D.をローカライズすることができました。これらのビオチンと小文字を区別しないワームは、プレートの周りに散乱分布を示し、わずか誘引スポットの近くで発見された。

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図2。 C.文化elegansの胚細胞。A.蛍光顕微鏡像(左写真)とFDX(ses25)トランスジェニックワーム頭から採取した明るい光(右写真)。このワームはGCY-5プロモーターによって駆動ASERニューロンにGFPを発現する。FDX文化のB.明るい光画像(ses25)胚細胞。スケールバーは5μmである。培養FDX(ses25)ASERニューロンのC.蛍光顕微鏡画像。画像は、デジタルカメラを搭載したオリンパスBX61顕微鏡で撮影された。D.描写実験は、培養、年齢同期、ASERニューロンの生存能力をテストする。細胞はDA1262胚から得(白丸)またはFDX(ses25)胚は300 ngの/ mlのQ-VD-OPH(中空充填正方形、それぞれ)の不在/存在下で維持された。 GFP蛍光の消失は、ニューロンの生存率の指標として用いた。前のperimentは〜300蛍光ASERニューロンを始めています。生存率は100 *(1日目で蛍光細胞の数で割った日にXの蛍光細胞の数)として算出した。 より大きい数字を表示するには、ここをクリックしてください

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Discussion

ここでは、Cを使用amylopathiesの細胞および分子の側面を研究するために、複合的なアプローチを説明しますエレガンス 。このアプローチの利点は次のとおり。1)低コストの線虫を室温で、細菌を接種し、通常のペトリ皿に保持される。 2)強力な遺伝学。トランスジェニック動物は、数ヶ月で得られたプロモーター配列の広い配列は、特定のニューロンにおける所望の遺伝子の発現を駆動することが可能であることができる。 3)シンプル、十分に特徴付けられ、神経系。C.虫が著しく単純な神経系(302ニューロン)を持っています。このシンプルさが細胞系譜、各ニューロンの特定の機能/役割とそのシナプス結合を含むワームの神経系の広範な特性評価を与えています。 C.の限界エレガンスは、このような免疫組織化学や神経を絶縁厚い皮(キューティクル)などの標準的な生化学的手法の適用を妨げる細胞の小さなサイズを含めるronsは、外部環境を形成します。したがって、薬理学的ア ​​プローチは、Cで限られた有効性のものであってもよいエレガンス。初代細胞の培養は、部分的にこの問題を改善するための有効な戦略を表しています。

これらの実験プロトコルの重要なステップは、ワームの大量で始まり、卵、胚などを失わないために、準備を監視することが含まれる。また、注入中の動物を処理する方法を学ぶことが重要です。大ピペットでそれらをパンチまたはあまりにも多くのDNAミックスを注入、長すぎるアガロースパッドでワームを保つことは不可逆的にそれらを損傷する可能性があります。形質転換効率、再現性と導入遺伝子の発現は変わる場合があります。効率は、注入混合物の純度及びその組成(非コードDNAの存在下)に関連している。体外の配列は、動物から動物に変化するので、それは導入遺伝子あたり少なくとも2-3、独立したラインを確立することが重要です。一方、添加は、消化ミックスにゲノムDNAが過剰発現するトランスジェニック減らすための有効な戦略を表しています。走化性アッセイは、比較的トラブルフリーです。しかし、それは誤った結果を回避するために、濃度勾配の一貫性を維持することが重要である。パスツールでそれらをカットピペットと平衡時間を一定に保つ例えばサイズ同じの寒天の部分を使用してください。もしあれば、綿棒で余分な液を除去。

結論として、ここでは単純な、遺伝的に扱いやすい生物はamylopathiesの分子の側面を調査するために悪用されることができる方法の例を提供する。同様の実験技術は、他の神経細胞のタンパク質の研究に疾患の新たな動物モデルの生成に適用することができる。

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Disclosures

著者は、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

Acknowledgements

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1. NGM
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S5886 3 g
Bacteriological agar AMRESCO J637 17 g
Bacto-peptone AMRESCO J636 2.5 g
Distilled Water Bring to 975 ml
Sterilized by autoclaving, then add the following items and mix well
Magnesium sulfate Sigma-Aldrich M2643 1 ml of 1 M stock
Calcium Chloride Sigma-Aldrich C5670 1 ml of 1 M stock
Cholesterol Sigma-Aldrich C3045 1 ml of 5 mg/ml stock( in ethanol)
Potassium phosphate buffer 25 ml of 1M stock
2. Potassium phosphate buffer
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P5655 108.3 g
Potassium phosphate dibasic Sigma-Aldrich P3786 35.6 g
Distilled Water Bring to 1 L
Sterilized by autoclaving
3. M9 buffer
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich P5655 3 g
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S5136 6 g
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S5886 5 g
Magnesium sulfate Sigma-Aldrich M2643 1 ml of 1 M stock
Distilled Water Bring to 1 L
Sterilized by autoclaving
4. Egg buffer (pH 7.3, 340 mOsm)
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S5886 118 mM
Potassium Chloride Sigma-Aldrich P5405 48 mM
Calcium Chloride Sigma-Aldrich C5670 2 mM
Magnesium Chloride Sigma-Aldrich M4880 2 mM
HEPES Fisher Scientific BP310 25 mM
Distilled Water Bring to 1 L
Sterilized by autoclaving
5. CM-15
L-15 culture medium Gibco 11415 450 ml
Fetal Bovine Serum Gibco 10437-028 50 ml
Penicillin Gibco 15140 50 units/ml
Streptomycin Gibco 15140 50 g/ml
Adjust to 340 mOsm with sucrose then sterile filter into autoclaved bottles and store at 4 °C
6. Other Reagents
Halocarbon 700 oil Halocarbon Products 9002-83-9
5 μm Acrodisc Syringe Filter PALL Co. 4199
Chitinase Sigma-Aldrich C6137-5UN
Lectin (peanut) Sigma-Aldrich L0881-10MG
Sodium hydroxide Fisher Scientific S320
Lysine Sigma-Aldrich L5501
Biotin Sigma-Aldrich B4639
Sodium hypochlorite solution Sigma-Aldrich 425044
Sodium azide Sigma-Aldrich 71289
Sucrose Sigma-Aldrich S0389

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References

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